Postepy Hig Med Dosw. (online), 2012; 66: 295-303
Review
Full Text PDF  

Rola ceramidów w wybranych patologiach mózgu: ischemia/hipoksja, choroba Alzheimera
The role of ceramides in selected brain pathologies: ischemia/hypoxia, Alzheimer disease
Halina Car1  , Małgorzata Żendzian-Piotrowska2  , Anna Fiedorowicz1  , Sławomir Prokopiuk1  , Anna Sadowska1  , Krzysztof Kurek2  
1Zakład Farmakologii Doświadczalnej Uniwersytetu Medycznego w Białymstoku
2Zakład Fizjologii Uniwersytetu Medycznego w Białymstoku
Adres do korespondencji
dr hab. n. med. Halina Car, Zakład Farmakologii Doświadczalnej Uniwersytetu Medycznego w Białymstoku, ul. Szpitalna 37, 15-295 Białystok; e-mail: hcar@umb.edu.pl

Otrzymano:  2011.12.13
Zaakceptowano:  2012.05.02
Opublikowano:  2012.05.30

Streszczenie
Ceramidy z grupy sfingolipidów, powstają w ośrodkowym układzie nerwowym w wyniku synte­zy de novo, za pośrednictwem hydrolizy sfingomieliny lub w tzw. „szlaku ratunkowym". Biorą udział w tworzeniu tratw lipidowych, które mają istotne znaczenie w regulacji i transdukcji sy­gnałów docierających do komórki ze środowiska zewnętrznego. Są głównymi wtórnymi przekaź­nikami sfingomielinowego szlaku transmisji sygnałów. Ceramidy odpowiadają za regulację pro­liferacji i różnicowanie komórkowe, programowaną śmierć i starzenie się komórek. Nadmierna ekspresja ceramidów, głównie jako rezultat hydrolizy sfingomieliny, jest komponentą uszkodzeń zachodzących podczas niedokrwienia mózgu i w czasie wczesnej fazy reperfuzji. Ceramidy obec­ne w dużych stężeniach indukują apoptozę neuronów zależną od mitochondriów, nasilają syn­tezę reaktywnych form tlenu, zmniejszają poziom ATP, hamują transport elektronów i uwalnia­ją cytochrom c oraz aktywują kaspazę 3. Proces hartowania zmniejsza akumulację ceramidów w mózgu zależną głównie od ceramidów tworzonych ścieżką de novo - obserwowano wówczas działanie antyapoptotyczne ceramidów. Wzrost poziomu ceramidów w mózgu obserwowano w chorobie Alzheimera u ludzi oraz w modelach zwierzęcych tej demencji. Zwiększone stęże­nie ceramidów w tej patologii jest wynikiem ich syntezy ścieżką de novo lub nasilonego meta­bolizmu sfingomieliny. Szlak ceramidowy może bezpośrednio stymulować zmiany biochemiczne w mózgu: nadmierną fosforylację białka tau oraz gromadzenie się białka b-amyloidu, obserwo­wane w początkach choroby. Akumulacja ceramidów we krwi w fazie przedobjawowej schorze­nia może być markerem wczesnych zmian w mózgu.
Słowa kluczowe: ceramidy • mózg • ischemia/hipoksja • choroba Alzheimera


Summary
Ceramides, members of the sphingolipids, are produced in the central nervous system by de novo synthesis, sphingomyelin hydrolysis or the so-called salvage pathway. They are engaged in for­mation of lipid rafts that are essential in regulation and transduction of signals coming to the cell from the environment. Ceramides represent the major transmitters of the sphingomyelin pathway of signal transduction. They regulate proliferation, differentiation, programmed cell death and senescence. Ceramide overexpression, mainly as a result of sphingomyelin hydrolysis, is a com­ponent of brain damage caused by ischemia and early reperfusion. Their high concentrations in­duce mitochondria-dependent neuronal apoptosis, exacerbate the synthesis of reactive oxygen species, decrease ATP level, inhibit electron transport and release cytochrome c, and activate ca­spase-3. Reduced ceramide accumulation in the brain, dependent mainly on ceramide synthesized de novo, may exert an anti-apoptotic effect after pre-conditioning. The increase of ceramide con­tent in the brain was observed in Alzheimer disease and its animal models. Enhanced ceramide concentration in this pathology is an effect of their synthesis de novo or sphingomyelin metabo­lism augmentation. The ceramide pathway can directly stimulate biochemical changes in the bra­in noted at the onset of disease: tau overphosphorylation and β-amyloid peptide accumulation. The higher concentration of ceramides in blood in the pre-clinical phase of the illness may mark early brain changes.
Key words: ceramides • brain • ischemia/hypoxia • Alzheimer disease




Wstęp
Najprostszymi sfingolipidami z grupy lipidów złożonych są ceramidy. Ich trzon stanowi długołańcuchowy, nienasy­cony aminoalkohol sfingozyna [42], który jest połączony z resztą nasyconego lub nienasyconego kwasu tłuszczowe­go, o długości łańcucha 14-24 atomów węgla (mirystyno­wy 14:0, palmitynowy 16:0, palmitooleinowy 16:1, steary­nowy 18:0, oleinowy 18:1, linolowy 18:2, linolenowy 18:3, arachidowy 20:0, arachidonowy 20:4, behenowy 22:0, do­kozaheksaenowy 22:6, lignocerynowy 24:0, nerwonowy 24:1) (ryc. 1). Obecnie znanych jest ponad 50 różnych ce­ramidów. Są one głównym wtórnym przekaźnikiem, opisa­nego w 1986 r., sfingomielinowego szlaku transmisji sygna­łów, który oprócz cyklu fosfatydyloinozytolowego i układu cyklicznych nukleotydów stanowi istotną drogę dokomór­kowej, przezbłonowej transmisji informacji. Ceramidy są generowane w komórce pod wpływem czynników, takich jak glikokortykosteroidy, czynniki wzrostu, interleukiny, promieniowanie jonizujące, interferon oraz niektóre che­mioterapeutyki. Powstają w wyniku syntezy de novo, hy­drolizy sfingomieliny oraz w tzw. „szlaku ratunkowym" poprzez aktywację syntazy ceramidu, katalizującej ich po­wstawanie ze sfingozyny [55,59,86] (ryc. 2).
Ryc. 1. Struktura cząsteczki ceramidu

Ryc. 2. Sfingomielinowy szlak transmisji sygnałów (wg [55,59,86] zmodyfikowano)

Źródła ceramidów w mózgu
Synteza de novo ceramidu zachodzi głównie w astrocy­tach na zewnętrznej błonie retikulum endoplazmatyczne­go i odgrywa główną rolę w regulacji stężenia ceramidu w komórkach ośrodkowego układu nerwowego. Początkowo w wyniku kondensacji palmitylo-CoA i seryny z udzia­łem palmitoilotransferazy serynowej (SPT) powstaje 3-ke­tosfinganina. W kolejnym etapie biosyntezy ceramidu de novo 3-ketosfinganina jest bardzo szybko przekształca­na w sfinganinę. Reakcja ta katalizowana jest przez en­zym reduktazę 3-ketosfinganinową i jest zależna od ADP [58]. Do cząsteczki sfinganiny przyłączona zostaje resz­ta kwasu tłuszczowego, w wyniku czego powstaje dihy­droceramid. Jest to reakcja N-acylacji sfinganiny, katali­zowana przez syntazę dihydroceramidu. Ostatnim etapem syntezy de novo ceramidu jest desaturacja, polegająca na wytworzeniu podwójnego wiązania pomiędzy 4 i 5 wę­glem w cząsteczce dihydroceramidu. Reakcja ta katalizo­wana jest przez enzym desaturazę dihydroceramidową [55]. Następnie ceramid jest transportowany do aparatu Goldiego i metabolizowany do sfingozyny. Szlak syntezy ceramidu ze sfingozyny pod wpływem syntazy ceramidu zwany jest szlakiem ratunkowym (salvage pathway). Kitatani i wsp. [44] uważają, iż ten szlak odpowiada za 50-90% biosynte­zy sfingolipidów. Na wewnętrznej powierzchni błon apara­tu Goldiego, pod wpływem syntazy sfingomieliny powstaje sfingomielina (SM), która może być również źródłem cera­midów, jeśli ulegnie hydrolizie pod wpływem sfingomie­linaz (SMazy) [36,71,85]. Podział sfingomielinaz opiera się na różnicach optimum pH katalizowanej reakcji, masy cząsteczkowej enzymu, zależności aktywności od jonów metali dwuwartościowych oraz występowania w tkankach. Dotychczas wyróżniono następujące izoenzymy sfingomie­linaz: sfingomielinaza kwaśna (aSMasa), magnezozależna i magnezoniezależna sfingomielinaza obojętna (nSMasa) oraz sfingomielinaza alkaliczna (bSMasa). Skutki działa­nia sfingomielinaz w komórce są widoczne po kilkuna­stu sekundach do kilkunastu minut od zadziałania czynni­ka indukującego. Obecnie sądzi się, że głównym źródłem ceramidu w komórce jest jego synteza de novo [58], ale sfingomielinazy biorą również udział w regulacji stężenia komórkowego ceramidu. Ceramidy powstałe różnymi dro­gami syntezy lub metabolizmu są źródłem innych lipidów: galaktozylo- i glukozyloceramidów, a także sfingomieliny, najistotniejszego sfingolipidu układu nerwowego.
Funkcje ceramidów w mózgu
Ceramidy są ważnym składnikiem błon komórkowych i źró­dłem przekaźników komórkowych. W błonie komórkowej i jądrowej ceramidy, podobnie jak większość sfingolipi­dów, pełnią rolę strukturalną. Biorą udział w tworzeniu tratw lipidowych (lipid rafts), a gromadzenie się cerami­dów w błonie komórkowej całkowicie zmienia jej charak­terystykę. Ceramidy błonowe mają tendencję do sponta­nicznego tworzenia struktur zwanych mikrodomenami błonowymi wzbogaconymi w ceramidy. Struktury te biorą czynny udział w powstawaniu klastrów cząsteczek recepto­rowych, ale też mogą być miejscem uchwytu ich ligandów [95], co ma istotne znaczenie w regulacji i transdukcji sy­gnałów docierających do komórki ze środowiska zewnętrz­nego i w transdukcji sygnału w komórce.
Ceramidy przez stabilizację tratw lipidowych mogą także ułatwiać komunikację między sąsiadującymi komórkami i docierające do nich białka kierować do ich miejsc doce­lowych. Ceramidy formują megakanały na zewnętrznej błonie mitochondrialnej umożliwiając agregowanie bia­łek, tym samym uczestniczą w przepuszczalności błon mi­tochondrialnych [78,79,84].
Ceramidy odpowiadają za regulację bardzo różnych proce­sów komórkowych, takich jak proliferacja i różnicowanie komórkowe, programowana śmierć komórki, hamowanie wzrostu, czy starzenie się komórek. Głównymi białkami aktywowanymi przez ceramidy są specyficzna błonowa ki­naza białkowa (CAPK - ceramide-activated protein kinase) oraz serynowo-treoninowa fosfataza białkowa (CAPP - ce­ramide-activated protein phosphatase). Inne kinazy biał­kowe, aktywowane ceramidem to MAPK (kinaza białko­wa aktywowana mitogenami), w tym kinaza aktywowana stresem, JNK (c-jun-N-terminal protein kinase) oraz kina­za białkowa Cζ [16,57].
Ceramidy aktywują kaspazę 8 i kaspazę 3, enzymy bezpo­średnio uczestniczące w egzekucji apoptotycznej śmierci komórki, które powodują dezintegrację cytoszkieletu, błon biologicznych oraz jądra komórkowego [63,76]. Ponadto ce­ramidy hamują działanie antyapoptotycznych białek Bcl-2, sygnałowych kinaz białkowych B i Cα (PKB i PKCα) [33] i aktywują proapoptotyczną kinazę białkową JNK [63] oraz mogą działać za pośrednictwem proteazy apoptotycznej katepsyny D [76]. Podwyższone stężenie ceramidów w ko­mórkach, poprzedzające wystąpienie apoptozy jest zwią­zane z aktywacją receptorów rodziny TNF-α (tumor ne­crosis factor α).
Wzrost stężenia ceramidów skutkuje zahamowaniem po­działów komórkowych oraz proliferacji i wzrostu komó­rek. Pod wpływem ceramidów zachodzi natomiast in­dukcja różnicowania komórkowego. Na skutek działania TNF-α, narasta zawartość ceramidów w komórkach linii promielocytarnej HL-60, które ulegają różnicowaniu do monocytów [16].
Wzrastającą zawartość ceramidów stwierdzono też w trak­cie różnicowania się komórek nowotworowych m.in. ner­wiaka czy gwiaździaka [82]. Określono zależność efektów ceramidów od ich stężenia. W małym stężeniu stymulu­ją proliferację [64], w średnim hamują podziały komó­rek [74], zaś apoptoza indukowana jest przez ich wyso­kie stężenia [70].
Ceramidy a ischemia/hipoksja mózgu
Podwyższony poziom ceramidów
Podczas niedokrwienia/niedotlenienia ulegają zmianie pro­cesy wewnątrzkomórkowe oraz funkcjonowanie mózgu. Zmieniony metabolizm lipidów jest również komponentą uszkodzeń zachodzących w ischemii/hipoksji, co obser­wowano u ludzi i na modelach zwierzęcych tych patologii.
Nadmierna ekspresja ceramidów jest obserwowana we wczesnej fazie ischemii, głównie w neuronach hipokam­pa, a nie w gleju, jak przypuszczano. Hipokamp jest struk­turą bardzo wrażliwą na zmiany poziomu tlenu. U myszy poddanych eksperymentalnej ischemii zaobserwowano w nim wzrost poziomu ceramidów zawierających kwas palmitynowy (C16), stearynowy (C18) i arachidowy (C20). Stwierdzono zwiększenie immunoreaktywności ceramidów w rejonie CA1 i CA3 hipokampa z jednoczesnym zmniej­szeniem liczby neuronów w tych obszarach [24]. Nakane i wsp. [65] wykazali, że letalna ogniskowa ischemia, w której uszkadzane jest przodomózgowie, stymulowała hydrolizę sfingomieliny i tworzenie się ceramidów w hi­pokampach myszoskoczków. Willaime-Morawek i wsp. [92] opisali podwyższenie stężenia ceramidów w hodow­li neuronów po usunięciu czynników przeżyciowych, przy czym maksimum wzrostu obserwowano w ciągu pierw­szej godziny, a następnie po 16 godzinach od deprywacji. Gromadzenie ceramidów może być markerem wczesnej fazy niedotlenienia. Autorzy sugerują, że szybko narasta­jące stężenie ceramidów jest rezultatem aktywacji SMazy i odpowiada za indukcję apoptozy. Wcześniejsze badania tłumaczyły rolę nSMazy w zwiększaniu poziomu cerami­dów natychmiast po wywołaniu ischemii oraz w ciągu kil­ku następnych godzin [93]. Potwierdziły to również eks­perymenty Soeda i wsp. [80]. Natomiast Jaffrezou i wsp. [40] sugerowali, że wtórny pik wzrostu ceramidów jest za­leżny od syntezy ścieżką de novo.
Zwiększenie aktywności kwaśnej sfingomielinazy zachodzi we wczesnym etapie po niedokrwieniu, powoduje wzrost poziomu ceramidów i nasilenie wytwarzania prozapalnych cytokin. Diacylglicerol (DAG) i fosfolipaza C (PC-PLC) za­leżna od fosfatydylocholiny (PC) aktywują aSMazę do two­rzenia ceramidów podczas reperfuzji. Jednak zahamowanie aSMazy w tym czasie nie spowodowało zmniejszenia pozio­mu ceramidów, co sugeruje, że wzrost poziomu ceramidów jest wynikiem hamowania syntazy SM [37,53,74]. U myszy modyfikowanych genetycznie, odznaczających się brakiem aSMazy lub u zwierząt, u których zablokowano aktywność tego enzymu, obserwowano zahamowanie syntezy cyto­kin prozapalnych: obniżenie poziomu mRNA dla TNF-α, IL-1α, IL-1β, IL-2 i G-CSF, ale też redukcję uszkodzenia mózgu i zmniejszenie objawów, co sugerowało bezpośredni wpływ ceramidów na regulację ekspresji cytokin podczas ischemii [94]. Cytokiny (TNF-α, IL-1 α/β, IL-6) uwalniane po ischemii zmieniają metabolizm fosfolipidów oraz wzbu­dzają wytwarzanie ceramidów. TNF-α i IL-1 mogą hamo­wać syntezę PC i SM poprzez aktywację SMazy i uwalnia­nie ceramidów, które zwrotnie hamują syntezę SM [89].
Kwasy tłuszczowe: stearynowy (66,9%) i palmitynowy (20,2%), tworzyły główną pulę ceramidów izolowanych z mózgu ludzi po niedokrwieniu. Taki skład kwasów tłusz­czowych budujących ceramidy wskazuje na rolę degradacji gangliozydów podczas niedokrwienia. Ischemia powoduje szybką akumulację wolnych kwasów tłuszczowych, w tym kwasu arachidonowego, który nasila uwalnianie glutami­nianu, neuroprzekaźnika uczestniczącego w śmierci komó­rek w wyniku ekscytotoksyczności. Masywne uwalnianie glutaminianu podczas ischemii i stymulacja receptorów glutaminianergicznych powoduje aktywację sfingomieli­naz, hydrolizę fosfolipidów, uwalnianie ceramidów i kwa­su arachidonowego [1,3,51,72,73].
Ceramidy wpływają również na uwalnianie Ca2+ z magazy­nów wrażliwych na IP3 [45] oraz mogą promować depolary­zację poprzez hamowanie kanałów dla K+ [35]. Takie efekty działania ceramidów są widoczne w odpowiedzi na gluta­minian i są blokowane w neuronach pozbawionych aSMa­zy. Neurony te poddane ekspozycji na glutaminian miały zmniejszony poziom tlenku wodoru (ceramidy stymulują wytwarzanie H2O2) [15], co ogranicza procesy związane ze stresem oksydacyjnym. aSMaza jest związana ze ścieżką PC-PLC i aktywuje czynnik transkrypcyjny NF-κB [91].
nSMaza występuje głównie w mózgu [7,52], a ceramidy wytworzone z SM w wyniku jej zadziałania aktywują ki­nazy MAP lub fosforylują cPLA2 [91]. Zahamowanie ak­tywności nSMazy zapobiegło akumulacji ceramidów w ho­dowli komórek PC-12 po deprywacji glukozy i tlenu [80].
Znamienne zmniejszenie zawartości SM i wzrost pozio­mu ceramidów zachodzą podczas przedłużonej ognisko­wej ischemii, głównie w astrogleju, jako wynik zahamo­wania syntazy SM lub aktywacji SMaz [47,66,74]. Poziom sfingomieliny w mózgu niedokrwionym zależy od czasu trwania okluzji oraz okresu postischemicznego, po jakim ocenia się jej zawartość. Po 24 lub 30 godzinach od wy­wołania letalnej, 5-minutowej ischemii u myszoskoczków, poziom sfingomieliny w ich hipokampach zmniejszył się, zaś ceramidów istotnie wzrósł w porównaniu do zwie­rząt niepoddanych niedokrwieniu. Nie obserwowano ta­kich zmian po ischemii subtelnej, trwającej tylko 2 minu­ty. Maksymalna generacja ceramidów następuje podczas wczesnej fazy reperfuzji jako wynik rozpadu sfingomie­liny pod wpływem działania kwaśnej sfingomielinazy, co obserwowano w hodowli linii komórkowej neuroblastoma. Otrzymane rezultaty sugerują rolę sfingomieliny w pod­wyższaniu poziomu ceramidów w mózgu.
Rolę ścieżki de novo syntezy ceramidów najczęściej ocenia­no na podstawie stopnia aktywności palmitylotransferazy serynowej. W mózgu szczurów poddanych niedokrwieniu obserwowano istotnie mniejszą aktywność tego enzymu. Zmniejszenie aktywności palmitylotransferazy serynowej w czasie niedokrwienia sugeruje mechanizm upośledze­nia mielinizacji podczas ischemii mózgu. Autorzy pracy wnioskują, iż aktywacja ścieżki de novo syntezy ceramidów jest czynnikiem inicjującym proces mielinizacji w okre­sie postnatalnym, a akumulacja ceramidów obserwowana po niedotlenieniu jest prawdopodobnie wynikiem rozpadu sfingomieliny, a nie ich zwiększonej syntezy de novo [47].
Ceramidy a apoptoza w mózgu
Rolę ceramidów w procesie apoptozy towarzyszącej nie­dokrwieniu najlepiej obrazują efekty egzogennego C2-ceramidu podawanego do hodowli komórek neuroblastoma poddanych ischemii. Syntetyczny C2-ceramid zwiększył w nich ekspresję c-jun, DIL (death-inducing ligands), TNF-α i indukował nekrozę oraz apoptozę. Ceramidy indu­kują apoptozę zależną od mitochondriów: nasilają syntezę reaktywnych form tlenu, zmniejszają poziom ATP, hamują transport elektronów i uwalniają cytochrom c oraz aktywu­ją kaspazę 3 [17,18,21,29,48,69]. Czynnik transkrypcyjny NF-κB kontroluje wpływ ceramidów na procesy apopto­zy/przeżycia w komórkach nerwowych, stabilizując we­wnątrzkomórkowe stężenie Ca2+ i K+ oraz indukując dzia­łania antyoksydacyjne [9,23,46].
FK506 (takrolimus) jest lekiem immunosupresyjnym ogra­niczającym uszkodzenia mózgu w wyniku udaru. Hamuje również uwalnianie ceramidów podczas reperfuzji. Podanie FK506 spowodowało ograniczenie procesu apoptozy w mo­delach ischemii in vitro i in vivo potwierdzając udział cera­midów we wczesnym etapie programowanej śmierci [34].
Sfingomielinazy zwiększając pulę ceramidów powstałych z hydrolizy sfingomieliny pośrednio biorą udział w procesie programowanej śmierci neuronów indukowanej niedotle­nieniem. Zakwaszenie wewnątrzkomórkowe towarzyszą­ce niedokrwieniu/niedotlenieniu sprzyja aktywacji aSMa­zy [22], która hydrolizuje SM do ceramidów hamujących proliferację komórek i indukujących proces apoptozy [70]. Myszy pozbawione genu kodującego aSMazę mają zmniej­szony obszar niedokrwienia podczas przewlekłej ische­mii w porównaniu do zwierząt dzikich [94]. W mózgu szczurów z przewlekłą ischemią oprócz apoptozy neuro­nów obserwuje się również programowaną śmierć oligo­dendrocytów [56,88]. nSMaza aktywowana w odpowiedzi na działanie cytokin, takich jak TNF-α, IL-1 zaangażowa­na jest w indukcję procesów zapalnych oraz w apoptozę. Zmniejszenie obszaru niedokrwienia obserwowano rów­nież u szczurów po zastosowaniu SMA-7, inhibitora nSMa­zy [80,94]. Zablokowanie nSMazy skutkowało zmniejsze­niem wydzielania ceramidów, osłabieniem fosforylacji kinazy N-końca c-Jun i aktywacji kaspazy 3 oraz ograni­czeniem liczby komórek z pofragmentowanym jądrowym DNA w linii PC-12 phenochromocytoma. Działanie cera­midów w apoptozie polega na stymulacji gromadzenia się tzw. receptorów śmierci w błonach komórkowych, zapo­bieganiu aktywacji kinazy białkowej PKB/Akt i ostatecz­nie aktywacji kaspazy 3 [83].
Rola ceramidów w procesie apoptozy jest dwojaka, od stymulacji do jej zapobiegania i w zależności od stęże­nia ceramidy uruchamiają różne ścieżki wewnątrzkomór­kowe. Zarówno podwyższony poziom ceramidów w wy­niku blokady ich katabolizmu w neuronach czuciowych [61], jak i zmniejszone ich stężenie po zastosowaniu inhi­bitorów syntezy de novo [25] promowało proces apoptozy. Proapoptotyczne i antyapoptotyczne działania ceramidów, zależne od ich stężenia, obserwowano w motoneuronach korowych [38]. Egzogenne ceramidy podane do hodowli komórkowej w stężeniu 0,1-1,0 µM chroniły neurony hipo­kampa przed ekscytotoksycznością i uszkodzeniami oksy­dacyjnymi [20] oraz zapobiegały apoptozie zachodzącej po deprywacji NGF [39]. Wysoki poziom tych ceramidów powodował śmierć neuronów w wyniku apoptozy [20,77]. Podanie C-2 ceramidu w stężeniu 10 µM do hodowli ko­mórek nabłonkowych mózgowych naczyń włosowatych nie spowodowało żadnych niekorzystnych zmian [28].
Ceramidy a proliferacja komórek w mózgu
Drastyczne zahamowanie cyklu komórkowego i zaburze­nia aktywności/ekspresji białek, które go regulują są ob­serwowane podczas ischemii. Ceramidy poprzez akty­wację fosfatazy 2A (PP2A) powodują zwiększenie ilości p21 and p27, inhibitorów kinazy zależnej od cyklin (Cdk). Zablokowanie enzymu syntazy SM (SMS) podczas ische­mii zwiększyło poziom ceramidów i spowodowało zaha­mowanie podziału komórek przez nasilenie aktywności p21 oraz zmniejszenie fosforylacji retinoblastoma (Rb) [2].
Ceramidy poprzez wiązanie i aktywację kinazy białko­wej PKCz (atypowej niezależnej od Ca2+ lub DAG) in­dukują, poprzez białko Raf-1, szlak kinazy białkowej ak­tywowanej mitogenem (MEK/ERK). Ufosforylowane ERK1/2(pERK1/2) gromadzą się w jądrze komórkowym fosforylując czynniki transkrypcyjne i zwiększają ekspresję cykliny D1, która wiąże się do Cdk4/6, fosforyluje Rb i biał­ka związane z Rb, uwalniając czynnik transkrypcyjny E2F.
Czynnik ten zmienia ekspresję genów związanych z fazą G1 i etapem przejścia z fazy G1do S [2,62]. Zahamowanie cyklu podziału komórek przez ceramidy obserwowano jako zmniejszenie proliferacji mikrogleju.
Ceramidy a proces hartowania (pre-conditioning)
Proces hartowania uznano za istotny czynnik ograniczają­cy rozległość ischemii. Poznanie mechanizmów tego pro­cesu jest niezmiernie istotne z punktu widzenia praktycz­nego. Podczas procesu hartowania ceramidy w mózgu pełnią odmienną rolę niż w czasie ischemii. Po 24 godzi­nach od okluzji tętnicy mózgowej środkowej u szczu­rów ze spontanicznym nadciśnieniem poziom ceramidów wzrósł do 595% (w obszarze niedokrwienia) i do 460% (w obszarze półcienia) wartości kontrolnych. Hartowanie znacząco zmniejszyło akumulacje ceramidów po 24 h do wartości 40 i 60%, odpowiednio dla obszarów ischemii i penumbry [87]. Hartowanie stymuluje syntezę mRNA dla TNF-α w mózgu i uwalnianie rozpuszczalnej postaci tego białka, zwiększa też stężenie receptorów p55 tej cy­tokiny. Podanie TNF-α lub C-2 ceramidu naśladuje efek­ty hartowania uzyskiwane ischemią i w stopniu równo­ważnym zabezpiecza neurony przed niedokrwieniem. Przeciwciała skierowane przeciwko TNF-α podane mię­dzy 18 a 30 h po indukcji hartowania hamują tolerancję na niedokrwienie w czasie 2 dni po procesie „pre-conditio­ning". Zastosowanie TNF-α lub aktywacja receptorów p55 dla TNF-α w hodowlach astrocytów, komórek nabłonko­wych lub neuronalnych spowodowało wzrost stężenia ce­ramidów [19,43]. TNF-α lub hipoksja zastosowane jako „pre-conditioning" powodowały opóźnienie zwiększania poziomu ceramidów po ischemii, co korelowało z rozwo­jem oporności na ciężką hipoksję [28]. Podanie cerami­dów in vivo indukowało częściową tolerancję na ischemię, co wskazuje, że zwiększenie ich poziomu jest czynnikiem protekcyjnym, zaś poziom TNF-α w surowicy pacjentów przed udarem (72 h) może być markerem rozległości nie­dokrwienia mózgu: podwyższony korelował z mniejszym obszarem ischemii. Wyniki badań sugerują, że tolerancja na niedokrwienie zależy od ceramidów tworzonych ścież­ką de novo i wzbudzających syntezę TNF-α [66]. Ponadto zastosowanie fumonizyny B1, inhibitora syntazy cerami­dów (sphingozyno-N-acyltransferazy) [50] opóźnia tole­rancję na ischemię lub całkowicie upośledza proces har­towania w neuronach [8,58], co wskazuje na rolę drogi de novo tworzenia ceramidów w tym okresie. Nie obserwo­wano w tym czasie zmiany stężenia SM [8]. Proces hydro­lizy SM zachodzi bardzo szybko i w krótkim czasie [65], zaś synteza de novo wymaga kilku godzin [10].
Nowo zsyntetyzowane ceramidy działają antyapoptotycznie, zwiększają poziom Bcl-2 [11,81] i aktywację kinazy TrkA [54] oraz wzbudzają ścieżkę PI3K/Akt [27]. A indukując transkrypcję dysmutazy nadtlenkowej (Mn-SOD) i regulu­jąc czynnik transkrypcyjny NF-κB mogą działać ochronnie.
Sugeruje się, że ceramidy mogą być czynnikami indukują­cymi tolerancję ischemii, ale bierze się również pod uwa­gę skutki odwrotne. Małe stężenie ceramidów, oceniane na podstawie dawkowania C2-ceramidu, zapobiega śmierci komórek podczas ischemii/reperfuzji (maksymalny efekt - przy stężeniu 10 µM), zaś 50 µM zwiększało obumie­ranie komórek ludzkich linii neuroblastoma [4]. Wysokie stężenie ceramidów generuje wolne formy reaktywne, które indukują otwarcie megakanałów w mitochondriach, mPTP (mitochondrial permeability transition pore), pod­czas ischemii. Ten efekt może być również ochronnym elementem, bowiem zapobiega przeładowaniu mitochon­driów wapniem [48].
Istotną rolę ceramidów we wczesnym etapie tolerancji na subtelną deprywację tlenu i glukozy (OGD) potwierdziły badania, w których opisano znamiennie mniejszy wzrost poziomu ceramidów 6-12 h po OGD w pierwotnej hodow­li neuronów kory szczurów [8]. Rola ochronna ceramidów w okresie hartowania może wynikać również ze zmniejsza­nia efektu fenylefryny obkurczającej naczynia krwionośne i ograniczania wzrostu wapnia w mięśniach gładkich na­czyń. Te efekty mogą poprawiać krążenie podczas reper­fuzji u zwierząt wcześniej hartowanych [14].
Rola ceramidów w chorobie Alzheimera
Jedną z najważniejszych przyczyn otępienia starczego jest choroba Alzheimera (AD) o nie do końca poznanej etiologii. Przewlekłe niedotlenienie/niedokrwienie może przyspieszać jej rozwój lub pogłębiać objawy choroby. Najbardziej rozpoznawalną cechą histopatologiczną mó­zgów osób cierpiących na AD jest występowanie płytek starczych w postaci złogów peptydu β-amyloidu oraz splo­tów neurowłókienkowych zawierających nadmiernie ufos­forylowane białko tau. Prowadzi to do postępującej utraty synaps i neuronów w korze mózgowej, hipokampie i cie­le migdałowatym [68]. Mimo istnienia bardzo bogatego piśmiennictwa w zakresie badań nad AD, udział cerami­dów w tej patologii nie jest szeroko dyskutowany. Wydaje się to błędnym podejściem, ponieważ wiele prac wskazu­je nie tylko na zaangażowanie ceramidów w progres utra­ty funkcji poznawczych w AD, ale też etiologię choroby. Wzrost poziomu ceramidów w mózgu towarzyszy zarów­no chorobie Alzheimera u ludzi [13,26], jak i w modelach zwierzęcych tej demencji [6]. Patil i wsp. [67] wykazali, że kwas palmitynowy powodował amyloidogenezę i hiperfos­forylację tau w hodowli mieszanej pierwotnej szczurzych neuronów korowych, przy czym za zmiany w neuronach odpowiadały astrocyty. Astrocyty wytwarzały ceramidy w wyniku syntezy de novo, które z kolei wywoływały nad­mierną fosforylację białka tau oraz gromadzenie się białka β-amyloidu. Autorzy sugerują więc, że ten szlak ceramido­wy może bezpośrednio stymulować pierwsze zmiany bio­chemiczne, obserwowane w początkach choroby. Hipotezy te znajdują potwierdzenie w literaturze. Zanotowano po­nad 3-krotny wzrost poziomu ceramidów w istocie białej mózgów ludzkich, w fazie bardzo łagodnej demencji zwią­zanej z początkiem AD [26]. Podobnie Mielke i wsp. [60], prowadząc długotrwałe badania populacyjne w celu znale­zienia nowego markera pochodzącego z krwi skorelowane­go z postępem zmian w AD, odkryli we wczesnych bezob­jawowych jeszcze fazach choroby znaczny wzrost stężenia ceramidów w surowicy krwi.
Podwyższony poziom ceramidów znajdowano również w mózgach post mortem pacjentów cierpiących na AD, cho­ciaż rola tych lipidów w powstawaniu i progresji schorzenia mogła być nieco odmienna, na co wpływa m.in. znaczne zróżnicowanie ceramidów pod względem strukturalnym. W zakręcie czołowym środkowym, strukturze wrażliwej na uszkodzenia w AD zanotowano znaczący wzrost pozio­mu ceramidu zawierającego kwas C24:0, przy jednocze­snym spadku stężenia SM. W móżdżku, strukturze bardzo odpornej na degenerację w AD, nie obserwowano powyż­szych zmian [13]. Ponadto poziom ceramidów zawierają­cych kwasy C18:0 i C:24 wzrósł w błonach komórkowych uzyskanych od pacjentów z chorobą Alzheimera w porów­naniu do kontroli, a ich ilość korelowała ze stopniem za­awansowania choroby [13]. Wzrost stężenia ceramidów w płynie mózgowo-rdzeniowym wykryto u osób z AD w porównaniu do pacjentów cierpiących z powodu innych schorzeń neurologicznych [75] i tylko pacjenci z AD wy­kazywali immunoreaktywność tego lipidu w astrocytach kory czołowej. Modele zwierzęce AD potwierdzają dodat­kowo udział ceramidów w chorobie Alzheimera. Nokauty mysie pozbawione preseniliny 1 (PS1), stanowiące model rodzinnej postaci AD, odznaczały się 3-krotnie wyższym poziomem ceramidów w tkance hipokampa niż dzikie for­my tych zwierząt. Warto zwrócić uwagę na jednoczesny wzrost poziomu receptora dla neurotrofin, p75NTR w hi­pokampie, który stymuluje rozpad SM do ceramidu [90].
Głównym źródłem ceramidów w mózgach osób cierpią­cych na chorobę Alzheimera jest rozpad sfingomieliny, czego dowodem jest nadmierne wytwarzanie ceramidów i aktywacja SMaz w hodowli pierwotnej neuronów ludz­kich traktowanych peptydem Aβ1-42 [41]. Wykazano tak­że, iż obojętna SMaza odgrywa znaczną rolę w indukcji apoptozy tych komórek, a jej wyciszenie za pomocą nu­kleotydów antysensownych chroni neurony przed śmier­cią indukowaną przez Aβ. Podobnie komórki glejowe eks­ponowane na Aβ/cytokiny wytwarzają ceramidy zarówno w wyniku syntezy de novo, jak i rozpadu SM katalizowa­nego przez nSMazę. W procesie tym natomiast nie bierze udziału kwaśna SMaza [5]. Peptyd Aβ wykazuje działanie cytotoksyczne nie tylko względem neuronów, ale również innych rodzajów komórek, takich jak np. oligodendrocyty. Pochodzące z neurosfer oligodendrocyty umierały w od­powiedzi na działanie peptydu Aβ25-35, przy czym w ich śmierci pośredniczyły ceramidy [49]. Zaobserwowano również, iż Aβ25-35 działał cytotoksycznie przez akty­wację nSMazy, która z kolei indukowała degradację SM i gromadzenie się ceramidów w komórkach. Przeciwnie, He i wsp. [32] wykazali podwyższony poziom aSMazy i kwaśnej ceramidazy w mózgach pacjentów cierpiących z powodu AD w porównaniu ze zdrowymi mózgami osób starszych. Prowadziło to do redukcji zawartości SM i wzro­stu ilości ceramidów. Ceramidy były następnie rozkłada­ne do sfingozyny, której wzrost zanotowano w mózgach osób z AD, przy czym ilość produktu fosforylacji sfingo­zyny, fosforanu 1-sfingozyny (S1P), pełniącego funkcje protekcyjne w komórce ulegała obniżeniu. Wyniki te zo­stały następnie potwierdzone na hodowlach neuronalnych eksponowanych na Aβ.
Wiele wskazuje na to, iż mechanizm zmian patologicznych w AD zależnych od ceramidów jest pochodną lub przyczy­ną stresu oksydacyjnego. Zanotowano, iż indukowana przez Aβ aktywacja nSMazy w hodowli neuronów ludzkich była spowodowana wytwarzaniem ponadtlenków, mediowanym przez oksydazę NADPH [41]. Autorzy wykazali również, że wybrane antyoksydanty zapobiegały generowaniu cera­midów w neuronach, co sugerowało zależność wytwarza­nia ceramidów od zmian potencjału redoks w komórce. Lee i wsp. [49] badając zależną od ceramidów śmierć oligoden­drocytów pod wpływem Aβ sugerują, że kaskada SMaza-ceramidy generuje wzmożony stres oksydacyjny spowodo­wany zmniejszeniem magazynów komórkowych glutationu (GSH). Ponadto peptyd Aβ25-35 powoduje wzrost ekspre­sji indukowanej syntazy tlenku azotu (iNOS) oraz wytwa­rzanie tlenku azotu (NO) w hodowli pierwotnej astrocytów szczurzych traktowanych wcześniej TNF-α/IL-1h. Witamina E, znana ze swojej aktywności przeciwutleniającej skutecz­nie hamuje to działanie [5]. Natomiast do zwiększenia po­ziomu ceramidów towarzyszącego indukcji iNOS oraz pod­wyższeniu ekspresji Mn-SOD dochodzi w komórkach linii glejowej C6 eksponowanej na Aβ/cytokiny, przy czym ce­ramidy powstają tu zarówno w wyniku syntezy, jak i roz­padu katalizowanego przez obojętną SMazę. Wydaje się, że ceramidy są bezpośrednio odpowiedzialne za stres oksy­dacyjny wywołany przez traktowanie komórek Aβ/cytoki­nami, ponieważ zahamowanie obu sposobów ich tworzenia skutkuje w inhibicji indukcji iNOS [5].
Wykazano również, że mikrodomeny wzbogacone w cera­midy mogą być bardzo istotne w tworzeniu płytek β-amylo­idowych w mózgach osób z AD. Cięcie białka prekursoro­wego amyloidu (APP) przez enzym β-sekretazę prowadzi do powstawania peptydu β-amyloidu. Proces, który w choro­bie Alzheimera jest źródłem płytek starczych zachodzi wła­śnie w lipidowych tratwach, podczas gdy nieamyloidogenna obróbka tego białka jest umiejscowiona poza tymi struktu­rami [12,31]. Oczywiście stwierdzenie, czy bliskość cera­midów błonowych może w jakiś sposób modulować samo cięcie APP pozostaje jak dotychczas w sferze hipotez, cho­ciaż odmienne umiejscowienie komórkowe obu rodzajów cięcia enzymatycznego może sugerować twierdzącą odpo­wiedź. Poza tym akumulacja ceramidów we krwi (prawdo­podobnie więc i w mózgu) w fazie przedobjawowej scho­rzenia może sugerować ich udział w tworzeniu się płytek β-amyloidowych, a więc w etiologii choroby.
Podsumowanie
Ceramidy powstałe w mózgu w wyniku syntezy de novo lub metabolizmu sfingomieliny uczestniczą w procesach transdukcji sygnałów. Ich zwiększone stężenie obserwo­wane w mózgu podczas niedotlenienia/hipoksji może być markerem uszkodzeń, bowiem lipidy te nasilają apoptozę komórek mózgu. Ponadto ceramidy zaburzają proliferację oraz różnicowanie komórek pozbawionych tlenu i glukozy. Ochronną rolę ceramidów zaobserwowano podczas proce­su hartowania niedokrwienia mózgu. Ceramidy są czyn­nikami etiologicznymi choroby Alzheimera, a podwyż­szony ich poziom we krwi w fazie przedobjawowej AD może być dodatkowym wskaźnikiem rozwoju tej amnezji. Wielorakie działania tych lipidów stwarzają nowe możli­wości oceny funkcji mózgu.
PIŚMIENNICTWO
[1] Adibhatla R.M., Hatcher J.F.: Phospholipase A2, reactive oxygen species, and lipid peroxidation in cerebral ischemia. Free Radic. Biol. Med. 2006; 40: 376-387
[PubMed]  
[2] Adibhatla R.M., Hatcher J.F.: Protection by D609 through cell-cycle regulation after stroke. Mol. Neurobiol., 2010; 41: 206-217
[PubMed]  
[3] Adibhatla R.M., Hatcher J.F., Dempsey R.J.: Lipids and lipidomics in brain injury and diseases. AAPSJ, 2006; 8: E314-E321
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[4] Agudo-López A., Miguel B.G., Fernández I, Martínez A.M.: Role of protein kinase C and mitochondrial permeability transition pore in the neuroprotective effect of ceramide in ischemia-induced cell death. FEBS Lett., 2011; 585: 99-103
[PubMed]  
[5] Ayasolla K., Khan M., Singh A.K., Singh I.: Inflammatory mediator and beta-amyloid (25-35)-induced ceramide generation and iNOS expression are inhibited by vitamin E. Free Radic. Biol. Med., 2004; 37: 325-338
[PubMed]  
[6] Barrier L., Ingrand S., Fauconneau B., Page G.: Gender-dependent accumulation of ceramides in the cerebral cortex of the APP(SL)/PS1Ki mouse model of Alzheimer's disease. Neurobiol. Aging, 2010; 31: 1843-1853
[PubMed]  
[7] Bernardo K., Krut O., Wiegmann K., Kreder D., Micheli M., Schäfer R., Sickman A., Schmidt W.E., Schroder J.M., Meyer H.E., Sandhoff K., Kronke M.: Purification and characterization of a magnesium-dependent neutral sphingomyelinase from bovine brain. J. Biol. Chem., 2000; 275: 7641-7647
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[8] Bhuiyan M.I., Islam M.N., Jung S.Y., Yoo H.H., Lee Y.S., Jin C.: Involvement of ceramide in ischemic tolerance induced by preconditioning with sublethal oxygen-glucose deprivation in primary cultured cortical neurons of rats. Biol. Pharm. Bull. 2010; 33: 11-17
[PubMed]  
[9] Bligh E.G, Dyer W.J.: A rapid method of total lipid extraction and purification. Can. J. Biochem. Physiol., 1988; 37: 911-917
[PubMed]  
[10] Bose R., Verheij M., Haimovitz-Friedman A., Scotto K., Fuks Z., Kolesnick R.: Ceramide synthase mediates daunorubicin-induced apoptosis: an alternative mechanism for generating death signals. Cell, 1995; 82: 405-414
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[11] Chen Y., Ginis I., Hallenbeck J.M.: The protective effect of ceramide in immature rat brain hypoxia-ischemia involves up-regulation of bcl-2 and reduction of TUNEL-positive cells. J. Cereb. Blood Flow Metab., 2001; 21: 34-40
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[12] Cordy J. M., Hussain I., Dingwall C., Hooper N.M., Turner A.J.: Exclusively targeting beta-secretase to lipid rafts by GPI-anchor addition up-regulates β-site processing of the amyloid precursor protein. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2003; 100: 11735-11740
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[13] Cutler R.G., Kelly J., Storie K., Pedersen W.A., Tammara A., Hatanpaa K., Troncoso J.C., Mattson M.P.: Involvement of oxidative stress-induced abnormalities in ceramide and cholesterol metabolism in brain aging and Alzheimer's disease. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2004; 101: 2070-2075
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[14] Dawson D.A., Furuya K., Gotoh J., Nakao Y., Hallenbeck J.M.: Cerebrovascular hemodynamics and ischemic tolerance: lipopolysaccharide-induced resistance to focal cerebral ischemia is not due to changes in severity of the initial ischemic insult, but is associated with preservation of microvascular perfusion. J. Cereb. Blood Flow Metab., 1999; 19: 616-623
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[15] Degli Esposti M., McLennan H.: Mitochondria and cells produce reactive oxygen species in virtual anaerobiosis: relevance to ceramide induced apoptosis. FEBS Lett., 1998; 430: 338-342
[PubMed]  
[16] Dobrzyń A., Chocian G.: Sfingomielinowy szlak transmisji sygnałów. Med. Met., 2003; 7: 75-80
[17] Garcia-Ruiz C., Colell A., Mari M., Morales A., Fernandez-Checa J.C.: Direct effect of ceramide on the mitochondrial electron transport chain leads to generation of reactive oxygen species - role of mitochondrial glutathione. J. Biol. Chem., 1997; 272: 11369-11377
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[18] Ghafourifar P., Klein S.D., Schucht O., Schenk U., Pruschy M., Rocha S., Richter C.: Ceramide induces cytochrome c release from isolated mitochondria. Importance of mitochondrial redox state. J. Biol. Chem., 1999; 274: 6080-6084
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[19] Ginis U., Schweizer M., Brenner J., Liu N., Azzam M., Spatz J.M.: TNF-α pretreatment prevents subsequent activation of cultured brain cells with TNF-α and hypoxia via ceramide. Am. J. Physiol., 1999; 276: C1171-C1183
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[20] Goodman Y., Mattson M.P.: Ceramide protects hippocampal neurons against excitotoxic and oxidative insults, and amyloid β peptide toxicity. J. Neurochem., 1996; 66: 869-872
[PubMed]  
[21] Goswami R., Dawson G.: Does ceramide play a role in neural cell apoptosis? J Neurosci. Res., 2000; 60: 141-149
[PubMed]  
[22] Gottlieb M., Leal-Campanario R., Campos-Esparza M.R., Sánchez-Gómez M.V., Alberdi E., Arranz A., Delgado-García J.M., Gruart A., Matute C.: Neuroprotection by two polyphenols following excitotoxicity and experimental ischemia. Neurobiol. Dis., 2006; 23: 374-386
[PubMed]  
[23] Gottschalk A.R., McShan C., Kilkus J., Dawson G., Quintans J.: Resistance to anti-IgM-induced apoptosis in a WEHI-231 subline is due to insufficient production of ceramide. Eur. J. Immunol., 1995; 25: 1032-1038
[PubMed]  
[24] Guan X.L., He X., Ong W.-Y., Yeo W.K., Shui G., Wenk M.R.: Non-targeted profiling of lipids during kainite-induced neuronal injury. FASEB J., 2006; 20: 1152-1161
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[25] Haimovitz-Friedman A., Kan C.C., Ehleiter D., Persaud R.S., McLoughlin M., Fuks Z., Kolesnick R.N.: Ionizing radiation acts on cellular membranes to generate ceramide and initiate apoptosis. J. Exp. Med., 1994; 180: 525-535
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[26] Han X.M., Holtzman D., McKeel D.W. Jr, Kelley J., Morris J.C.: Substantial sulfatide deficiency and ceramide elevation in very early Alzheimer's disease: potential role in disease pathogenesis. J. Neurochem., 2002; 82: 809-818
[PubMed]  
[27] Hanna A.N., Chan E.Y., Xu J., Stone J.C., Brindley D.N.: A novel pathway for tumor necrosis factor-α and ceramide signaling involving sequential activation of tyrosine kinase, p21ras, and phosphatidylinositol 3-kinase. J. Biol. Chem., 1999; 274: 12722-12729
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[28] Hannun Y.A.: Functions of ceramide in coordinating cellular responses to stress. Science, 1996; 274: 1855-1859
[PubMed]  
[29] Hannun Y.A., Obeid L.M.: Ceramide: an intracellular signal for apoptosis. Trends Biochem. Sci., 1995; 20: 73-77
[PubMed]  
[30] Hannun Y.A., Obeid L.M.: Principles of bioactive lipid signaling: lessons from sphingolipids. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2008; 9: 139-150
[PubMed]  
[31] Harris B., Pereira I., Parkin E.: Targeting ADAM10 to lipid rafts in neuroblastoma SH-SY5Y cells impairs amyloidogenic processing of the amyloid precursor protein. Brain Res., 2009; 1296: 203-215
[PubMed]  
[32] He X., Huang Y., Li B., Gong C.X., Schuchman E.H.: Deregulation of sphingolipid metabolism in Alzheimer's disease. Neurobiol. Aging, 2010; 31: 398-408
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[33] Hearps A.C., Burrows J., Connor C.E., Woods G.M., Lowenthal R.M., Ragg S.J.: Mitochondrial cytochrome c release precedes transmembrane depolarisation and caspase-3 activation during ceramide-induced apoptosis of Jurkat T cells. Apoptosis, 2002; 7: 387-394
[PubMed]  
[34] Herr I., Martin-Villalba A., Kurz E., Roncaioli P., Schenkel J., Cifone M.G., Debatin K.M.: FK 506 prevents stroke-induced generation of ceramide and apoptosis signaling. Brain Res., 1999; 826: 210-219
[PubMed]  
[35] Hida H., Takeda M., Soliven B.: Ceramide inhibits inwardly rectifying K+ currents via a Rasand Raf-1-dependent pathway in cultured oligodendrocytes. J. Neurosci., 1998; 18: 8712-8719
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[36] Holland W.L., Summers S.A.: Sphingolipids, insulin resistance, and metabolic disease: new insights from in vivo manipulation of sphingolipid metabolism. Endocr. Rev., 2008; 29: 381-402
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[37] Huitema K., van den Dikkenberg J., Brouwers J.F., Holthuis J.C.: Identification of a family of animal sphingomyelin synthases. EMBO J., 2004; 23: 33-44
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[38] Irie F., Hirabayashi Y.: Application of exogenous ceramide to cultured rat spinal motoneurons promotes survival or death by regulation of apoptosis depending on its concentrations. J. Neurosci. Res., 1998; 54: 475-485
[PubMed]  
[39] Ito A., Horigome K.: Ceramide prevents neuronal programmed cell death induced by nerve growth factor deprivation. J. Neurochem., 1995; 65: 463-466
[PubMed]  
[40] Jaffrezou J.P., Maestre N., de Mas-Mansat V., Bezombes C., Levade T., Laurent G.: Positive feedback control of neutral sphingomyelinase activity by ceramide. FASEB J., 1998; 12, 999-1006
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[41] Jana A., Pahan K.: Fibrillar amyloid-β peptides kill human primary neurons via NADPH oxidase-mediated activation of neutral sphingomyelinase. Implications for Alzheimer's disease. J. Biol. Chem., 2004; 279: 51451-51459
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[42] Kalinowski S.: Elektrochemia membran lipidowych. Wydawnictwo Uniwersytetu Warmińsko-Mazurskiego, Olsztyn 2004: 20-25
[43] Kitagawa K, Matsumoto M., Matsushita K., Mandai K., Mabuchi T., Yanagihara T., Kamada T.: Ischemic tolerance in moderately symptomatic gerbils after unilateral carotid occlusion. Brain Res., 1996; 716: 39-46
[PubMed]  
[44] Kitatani K., Idkowiak-Baldys J., Hannun Y.A.: The sphingolipid salvage pathway in ceramide metabolism and signaling. Cell Signal., 2008; 30: 1010-1018
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[45] Kobrinsky E., Spielman A.I., Rosenzweig S., Marks A.R.: Ceramide triggers intracellular calcium release via the IP3 receptor in Xenopus laevis oocytes. Am. J. Physiol., 1999; 277: C665-C672
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[46] Kubota M., Nakane M., Nakagomi T., Tamura A., Hisaki H., Ueta N., Inokuchi J., Hirayama A.: Sphingolipid biosynthesis by l-PDMP after rat MCA occlusion. Acta Neurochir., 2000; Suppl. 76: 339-341
[PubMed]  
[47] Kubota M., Narita K., Nakagomi T., Tamura A., Shimasaki H., Ueta N., Yoshida S.: Sphingomyelin changes in rat cerebral cortex during focal ischemia. Neurol. Res., 1996; 18: 337-341
[PubMed]  
[48] Lecour S., Van der Merwe E., Opie L.H., Sack M.N.: Ceramide attenuates hypoxic cell death via reactive oxygen species signaling. J. Cardiovasc. Pharmacol., 2006; 47: 158-163
[PubMed]  
[49] Lee J.T., Xu J., Lee J.M., Ku G., Han X., Yang D.I., Chen S., Hsu C.Y.: Amyloid-β peptide induces oligodendrocyte death by activating the neutral sphingomyelinase-ceramide pathway. J. Cell Biol., 2004; 164: 123-131
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[50] Lees G.J.: The possible contribution of microglia and macrophages to delayed neuronal death after ischemia. J. Neurol. Sci., 1993; 114: 119-122
[PubMed]  
[51] Lipton P.: Ischemic cell death in brain neurons. Physiol. Rev., 1999; 79: 1431-1568
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[52] Liu B., Hassler D.F., Smith G.K., Weaver K., Hannun Y.A.: Purification and characterization of a membrane bound neutral pH optimum magnesium-dependent and phosphatidylserine-stimulated sphingomyelinase from rat brain. J. Biol. Chem., 1998; 273: 34472-34479
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[53] Luberto C., Hannun Y.A.: Sphingomyelin synthase, a potential regulator of intracellular levels of ceramide and diacylglycerol during SV40 transformation. Does sphingomyelin synthase account for the putative phosphatidylcholine-specific phospholipase C? J. Biol. Chem., 1998; 273: 14550-14559
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[54] MacPhee I., Barker P.A.: Extended ceramide exposure activates the trkA receptor by increasing receptor homodimer formation. J. Neurochem., 1999; 72: 1423-1430
[PubMed]  
[55] Mandon E.C., Ehses I., Rother J., van Echten G., Sandhoff K.: Subcellular localization and membrane topology of serine palmitoyltransferase, 3-dehydrosphinganine reductase, and sphinganine N-acyltransferase in mouse liver. J. Biol. Chem., 1992; 267: 11144-11148
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[56] Masumura M., Hata R., Nagai Y., Sawada T.: Oligodendroglial cell death with DNA fragmentation in the white matter under chronic cerebral hypoperfusion: comparison between normotensive and spontaneously hypertensive rats. Neurosci. Res., 2001; 39: 401-412
[PubMed]  
[57] Mathias S., Pena L.A., Kolesnick R.N.: Signal transduction of stress via ceramide. Biochem. J., 1998; 335: 465-480
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[58] Merrill A.H.Jr., van Echten G., Wang E., Sandhoff K.: Fumonisin B1 inhibits sphingosine (sphinganine) N-acyltransferase and de novo sphingolipid biosynthesis in cultured neurons in situ. J. Biol. Chem., 1993; 268: 27299-27306
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[59] Michel C., van Echten-Deckert G.: Conversion of dihydroceramide to ceramide occurs at the cytosolic face of the endoplasmic reticulum. FEBS Lett., 1997; 416: 153-155
[PubMed]  
[60] Mielke M.M., Bandaru V.V., Haughey N.J., Rabins P.V., Lyketsos C.G., Carlson M.C.: Serum sphingomyelins and ceramides are early predictors of memory impairment. Neurobiol. Aging, 2010; 31: 17-24
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[61] Mizutani A., Kuroda Y., Muramoto K., Kobayashi K., Yamagishi K., Inokuchi J.: Effects of glucosylceramide synthase inhibitor and ganglioside GQ1b on synchronous oscillations of intracellular Ca2+ in cultured cortical neurons. Biochem. Biophys. Res. Commun., 1996; 222: 494-498
[PubMed]  
[62] Monick M.M., Mallampalli R.K., Carter A.B., Flaherty D.M., McCoy D., Robeff P.K., Peterson M.W., Hunninghake G.W.: Ceramide regulates lipopolysaccharide-induced phosphatidylinositol 3-kinase and Akt activity in human alveolar macrophages. J immunol., 2001; 167: 5977-5985
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[63] Morales A., Lee H., Goni F.M., Kolesnick R., Fernandez-Checa J.C.: Sphingolipids and cell death. Apoptosis, 2007; 12: 923-939
[PubMed]  
[64] Muller G., Ayoub M., Storz P., Rennecke J., Fabbro D., Pfizenmaier K.: PKC ζ is a molecular switch in signal transduction of TNF-α, bifunctionally regulated by ceramide and arachidonic acid. EMBO J., 1995; 14: 1961-1969
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[65] Nakane M., Kubota M., Nakagomi T., Tamura A., Hisaki H., Shimasaki H., Ueda N.: Lethal forebrain ischemia stimulates sphingomyelin hydrolysis and ceramide generation in the gerbil hippocampus. Neurosci. Lett., 2000; 296: 89-92
[PubMed]  
[66] Ohtani R., Tomimoto H., Kondo T., Wakita H., Akiguchi I., Shibasaki H., Okazaki T.: Upregulation of ceramide and its regulating mechanism in a rat model of chronic cerebral ischemia. Brain Res., 2004; 1023: 31-40
[PubMed]  
[67] Patil S., Melrose J., Chan C.: Involvement of astroglial ceramide in palmitic acid-induced Alzheimer-like changes in primary neurons. Eur. J. Neurosci., 2007; 26: 2131-2141
[PubMed]  
[68] Perl D.P.: Neuropathology of Alzheimer's disease. Mt Sinai J. Med., 2010; 77: 32-42
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[69] Perry D.K., Hannun Y.A.: The role of ceramide in cell signaling. Biochim. Biophys. Acta, 1998; 1436: 233-243
[PubMed]  
[70] Pettus B.J., Chalfant C.E., Hannun Y.A.: Ceramide in apoptosis: an overview and current perspectives. Biochim. Biophys. Acta, 2002; 1585: 114-125
[PubMed]  
[71] Pettus B.J., Chalfant C.E., Hannun Y.A.: Sphingolipids in inflammation: roles and implications. Curr. Mol. Med., 2004; 4: 405-418
[PubMed]  
[72] Phillis J.W., O'Regan M.H.: The role of phospholipases, cyclooxygenases, and lipoxygenases in cerebral ischemic/traumatic injuries. Crit. Rev. Neurobiol., 2003; 15: 61-90
[PubMed]  
[73] Rao A.M., Hatcher J.F., Dempsey R.J.: Lipid metabolism in ischemic neuronal death. Recent Res. Develop. Neurochem., 1999; 2: 533-549
[74] Riboni L., Viani P., Bassi R., Giussani P., Tettamanti G.: Basic fibroblast growth factor-induced proliferation of primary astrocytes. Evidence for the involvement of sphingomyelin biosynthesis. J. Biol. Chem., 2001; 276: 12797-12804
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[75] Satoi H., Tomimoto H., Ohtani R., Kitano T., Kondo T., Watanabe M., Oka N., Akiguchi I., Furuya S., Hirabayashi Y., Okazaki T.: Astroglial expression of ceramide in Alzheimer's disease brains: a role during neuronal apoptosis. Neuroscience, 2005; 130: 657-666
[PubMed]  
[76] Schwandner R., Wiegmann K., Bernardo K., Kreder D., Kronke M.: TNF receptor death domain-associated proteins TRADD and FADD signal activation of acid sphingomyelinase. J. Biol. Chem., 1998; 273: 5916-5922
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[77] Shinpo K., Kikuchi S., Moriwaka F., Tashiro K.: Protective effects of the TNF-ceramide pathway against glutamate neurotoxicity on cultured mesencephalic neurons. Brain Res., 1999; 819: 170-173
[PubMed]  
[78] Siskind L.J., Kolesnick R.N., Colombini M.: Ceramide channels increase the permeability of the mitochondrial outer membrane to small proteins. J. Biol. Chem., 2002; 277: 26796-26803
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[79] Siskind L.J., Kolesnick R.N., Colombini M.: Ceramide forms channels in mitochondrial outer membranes at physiologically relevant concentrations. Mitochondrion, 2006; 6: 118-125
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[80] Soeda S., Tsuji Y., Ochiai T., Mishima K., Iwasaki K., Fujiwara M., Yokomatsu T., Murano T., Shibuya S., Shimeno H.: Inhibition of sphingomyelinase activity helps to prevent neuron death caused by ischemic stress. Neurochem. Int., 2004; 45: 619-626
[PubMed]  
[81] Song M.S., Posse de Chaves E.I.: Inhibition of rat sympathetic neuron apoptosis by ceramide. Role of p75NTR in ceramide generation. Neuropharmacology, 2003; 45: 1130-1150
[PubMed]  
[82] Spiegel S., Merrill A.H.Jr.: Sphingolipid metabolism and cell growth regulation. FASEB J., 1996; 10: 1388-1397
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[83] Steinbrecher U.P., Gomez-Munoz A., Duronio V.: Acid sphingomyelinase in macrophage apoptosis. Curr. Opin. Lipidol., 2004; 15: 531-537
[PubMed]  
[84] Stiban J., Fistere D., Colombini M.: Dihydroceramide hinders ceramide channel formation: Implications on apoptosis. Apoptosis, 2006; 11: 773-780
[PubMed]  
[85] Summers S.A.: Ceramides in insulin resistance and lipotoxicity. Prog. Lipid Res., 2006; 45: 42-72
[PubMed]  
[86] Tafesse F.G., Ternes P., Holthuis J.C.: The multigenic sphingomyelin synthase family. J. Biol. Chem., 2006; 281: 29421-29425
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[87] Takahashi K., Ginis I., Nishioka R., Klimanis D., Barone F.C., White R.F., Chen Y., Hallenbeck J.M.: Glucosylceramide synthase activity and ceramide levels are modulated during cerebral ischemia after ischemic preconditioning. J. Cereb. Blood Flow Metab., 2004; 24: 623-627
[PubMed]  
[88] Tomimoto H., Ihara M., Wakita H., Ohtani R., Lin J.X., Akiguchi I., Kinoshita M., Shibasaki M.: Chronic cerebral hypoperfusion induces white matter lesions and loss of oligodendroglia with DNA fragmentations in the rat. Acta Neuropathol., 2003; 106: 527-534
[PubMed]  
[89] Vivekananda J., Smith D., King R.J.: Sphingomyelin metabolites inhibit sphingomyelin synthase and CTP: phosphocholine cytidylyltransferase. Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol., 2001; 281: L98-L107
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[90] Wang G., Silva J., Dasgupta S., Bieberich E.: Long-chain ceramide is elevated in presenilin 1 (PS1M146V) mouse brain and induces apoptosis in PS1 astrocytes. Glia, 2008; 56: 449-456
[PubMed]  
[91] Wiegmann K., Schutze S., Machleidt T., Witte D., Kronke M.: Functional dichotomy of neutral and acidic sphingomyelinases in tumor necrosis factor signaling. Cell, 1994; 78: 1005-1015
[PubMed]  
[92] Willaime-Morawek S., Brami-Cherrier K., Mariani J., Caboche J., Brugg B.: c-Jun N-terminal kinases/c-Jun and p38 pathways cooperate in ceramide-induced neuronal apoptosis. Neuroscience, 2003; 119: 387-397
[PubMed]  
[93] Yoshimura S., Banno Y., Nakashima S., Takenaka K., Sakai H., Nishimura Y., Sakai N., Shimizu S., Eguchi Y., Tsujimoto Y., Nozawa Y.: Ceramide formation leads to caspase-3 activation during hypoxic PC12 cell-death. J. Biol. Chem., 1998; 273: 6921-6927
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[94] Yu Z.F., Nikolova-Karakashian M., Zhou D.H., Cheng G.J., Schuchman E.H., Mattson M.P.: Pivotal role for acidic sphingomyelinase in cerebral ischemia-induced ceramide and cytokine production, and neuronal apoptosis. J. Mol. Neurosci., 2000; 15: 85-97
[PubMed]  
[95] Zhang Y., Li X., Becker K.A., Gulbins E.: Ceramide-enriched membrane domains-structure and function. Biochim. Biophys. Acta, 2009; 1788: 178-183
[PubMed]  
Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.