Postepy Hig Med Dosw. (online), 2011; 65: 640-644
Review
Full Text PDF  

Enzymosomy antyoksydacyjne - właściwości i zastosowanie
Antioxidant enzymosomes - properties and application
Magdalena Skólmowska, Marek Kmieć
Katedra Genetyki i Ogólnej Hodowli Zwierząt, Wydział Biotechnologii i Hodowli Zwierząt, Zachodniopomorski Uniwersytet Technologiczny w Szczecinie
Adres do korespondencji
prof. dr hab. inż. Marek Kmieć, Katedra Genetyki i Ogólnej Hodowli Zwierząt, Wydział Biotechnologii i Hodowli Zwierząt, Zachodniopomorski Uniwersytet Technologiczny w Szczecinie, ul. Doktora Judyma 6, 71-466 Szczecin; e-mail: marek.kmiec@zut.edu.pl

Otrzymano:  2011.06.17
Zaakceptowano:  2011.09.26
Opublikowano:  2011.10.06

Streszczenie
Zastosowanie wyizolowanej katalazy i dysmutazy ponadtlenkowej w praktyce napotyka na wiele trudności związanych przede wszystkim z utratą ich aktywności, a nawet całkowitą degradacją. Oba enzymy, katalaza i dysmutaza ponadtlenkowa właściwie nie przenikają przez błony biolo­giczne, co ogranicza lub wręcz uniemożliwia ich działanie ochronne skierowane przeciwko re­aktywnym formom tlenu. Jednakże przejście przez barierę błonową staje się możliwe po umiesz­czeniu enzymów w strukturach lipidowych. Jedna z technologii stabilizacji aktywności enzymów polega na zamykaniu ich wewnątrz struktury lipidowej. Zamknięcie enzymów wewnątrz struk­tury liposomów, czy też pomiędzy ich dwuwarstwę lipidową, zapobiega m.in. niepożądanym re­akcjom i jednocześnie chroni je przed degradacją, której uległyby podczas stosowania w postaci nieosłoniętej. Jednocześnie powoduje wydłużenie ich okresu półtrwania, wzrost ich aktywno­ści oraz stabilności. Strukturę, w której enzym zamknięty jest wewnątrz liposomu nazywamy enzymosomem.
Słowa kluczowe: enzymy antyoksydacyjne • dysmutaza ponadtlenkowa • katalaza • liposomy • enzymosomy


Summary
The application of catalase and superoxide dismutase in daily practice encounters many diffi­culties connected first of all with their loss of activity, and even with their degradation. Both en­zymes, catalase and superoxide dismutase, practically do not penetrate biological membranes, which limits or even makes impossible their protective activity directed against ROS. However, the penetration of the membranous barrier becomes possible after the location of the enzymes in lipidic structures. One of the technologies of stabilization of the activity of enzymes consists in closing them in a liposome structure. The incorporation of the enzymes into a closed, such as li­posome, structure or into their lipid bilayer screens and simultaneously protects them against de­gradation which they would undergo during use in the unshaded form. Concurrently it extends their half life and also increases their activity and stability. The structure in which an enzyme is enclosed in a liposome is called an enzymosome.
Key words: antioxidant enzymes • superoxide dismutase • catalase • liposomes • enzymosomes




Wykaz skrótów:
CAT - katalaza (catalase); GSH-Px - peroksydaza glutationowa (glutatione peroxidase); PEG-DSPE - distearylofosfatydyletanoloamine-poli(etylenoglikol) 2000 (distearoylphosphatidylethanolamine-poly(ethyleneglycol) 2000); RFT - reaktywne formy tlenu (reactive oxygen species); SOD - dysmutaza ponadtlenkowa (superoxide dismutase); WRT - wolne rodniki tlenowe (free oxygen radicals).
Wprowadzenie
Kontakt żywego organizmu z tlenem cząsteczkowym oprócz korzyści związanych z uzyskiwaniem energii życiowej wią­że się z powstawaniem reaktywnych form tego pierwiastka (RFT), z których większość stanowią cząsteczki o charak­terze wolnych rodników. Ocenia się, że 2-5% tlenu pochło­niętego przez organizm ulega konwersji do RFT [7]. Wolne rodniki tlenowe (WRT) to struktury bardzo reaktywne, dzia­łające szybko i nieswoiście. Szczególną wrażliwość na ich działanie wykazują lipidowe błony biologiczne, zarówno zewnątrz-, jak i wewnątrzkomórkowe, stanowiące podsta­wę struktury i funkcji komórki. Wiąże się to z dużą zawar­tością w błonach, podatnych na utlenianie nienasyconych kwasów tłuszczowych. Duże stężenie RFT sprzyja rów­nież utlenianiu białek oraz kwasów nukleinowych pozba­wiając je tym samym ich funkcji biologicznej. Ustalono, że w przypadku organizmów wyższych, ekspozycja na re­aktywne formy tlenu prowadzi do przyspieszenia procesów starzenia i rozwoju wielu chorób, m.in. układu krążenia, stawów czy autoagresji, a w przypadku struktur jednoko­mórkowych do ich degradacji [22,26].
Obrona antyoksydacyjna
Aby przeciwdziałać samoutlenianiu organizmy wykształ­ciły złożony system obrony antyoksydacyjnej, oparty na współdziałaniu wielu wyspecjalizowanych zespołów czą­steczek o zróżnicowanej mocy redukcyjnej, tzw. zmiataczy wolnych rodników (ryc.1). Oprócz lepiej poznanych przeciwutle­niaczy niskocząsteczkowych, takich jak: kwas askorbinowy (witamina C), tokoferol (witamina E) lub beta-karoten (wi­tamina A) układ antyoksydacyjny współtworzą wyspecja­lizowane katalizatory białkowe - enzymy antyoksydacyj­ne i naprawcze. Do najważniejszych z nich należą: katalazy (CAT - catalase, EC 1.11.1.6) i peroksydazy glutationowe (GPx - glutatione peroxidase, EC 1.11.1.9) rozkładające nad­tlenek wodoru oraz dysmutazy ponadtlenkowe (SOD - su­peroxide dismutase, EC 1.15.1.1) biorące udział w uniesz­kodliwieniu anionorodnika ponadtlenkowego. Enzymy te tworzą zintegrowany, bardzo czuły i swoisty system antyok­sydacyjny określany mianem triady antyoksydacyjnej [9].
Ryc. 1. Trzy linie obrony układu antyoksydacyjnego

Zarówno dysmutazy ponadtlenkowe, jak i katalazy nale­żą do klasy oksydoreduktaz. Dysmutaza ponadtlenkowa (oksydoreduktaza O2•-: O2•-) jest oligomerem o masie mo­lekularnej 32-132 kDa [27]. Istotą działania tego enzymu jest katalizowanie reakcji dysmutacji anionorodnika po­nadtlenkowego do nadtlenku wodoru i wody [24]. Funkcja dysmutazowa SOD jest związana z redukcją i utlenianiem jonów metali stanowiących grupę prostetyczną enzymu. Wyróżnia się trzy podstawowe izoformy enzymu:
• Zn,Cu-SOD (zawierająca miedź i cynk, występująca w cytoplazmie i chloroplastach),
• Mn-SOD (zawierająca mangan, występująca w mitochondriach),
• EC-SOD (zawierająca miedź i cynk, wydzielana na ze­wnątrz komórki).
Reakcja przebiega dwuetapowo. Pierwszy etap to redukcja jonu metalu z jednoczesnym uwolnieniem cząsteczki tle­nu. Drugi etap to utlenienie jonu metalu z udziałem anio­norodnika ponadtlenkowego i wodoru z jednoczesnym wy­tworzeniem nadtlenku wodoru [4].



Katalaza (oksydoreduktaza H2O2: H2O2) jest enzymem oli­gomerycznym, występującym najczęściej jako homotetramer o masie molowej 200-340 kDa i jest jednym z najbardziej ak­tywnych enzymów w organizmie. W zależności od stężenia H2O2 w środowisku, enzym może wykazywać aktywność ka­talazową lub peroksydazową. Przy wysokich stężeniach H2O2 przeważa aktywność katalazowa. Po przyłączeniu cząsteczki nadtlenku wodoru do centrum katalitycznego, katalaza two­rzy kompleks (I) zdolny do podjęcia funkcji enzymatycznej. Przy funkcji katalazowej kompleks ten reaguje z następną czą­steczką H2O2, przekształcając ją w wodę i tlen [19].



Liposomy
W praktyce zastosowanie katalazy i dysmutazy ponad­tlenkowej napotyka na wiele trudności związanych przede wszystkim z utratą ich aktywności, a nawet ich degradacją. Ponadto duże hydrofilne cząsteczki białek, do których nale­żą zarówno katalaza, jak i dysmutaza ponadtlenkowa wła­ściwie nie przenikają przez błony biologiczne, co ogranicza lub wręcz uniemożliwia ich działanie ochronne skierowa­ne przeciwko RFT, które powstają w wyniku przemian we­wnątrz- i zewnątrzkomórkowych. Przekroczenie bariery błonowej staje się jednak możliwe po umieszczeniu enzy­mów w strukturach (matrycach) lipidowych. Jedną z tech­nik stabilizacji aktywności enzymów jest zamykanie ich w strukturze liposomów [18]. Z pracy Beckmana i Minora [2] wynika, że liposomy zawierające SOD i CAT inkubo­wane z komórkami śródbłonka naczyń krwionośnych mogą pokonać barierę błonową komórek. W opisanym doświad­czeniu dwugodzinna inkubacja doprowadziła do 44-krot­nego wzrostu aktywności enzymatycznej SOD w komórce.
Liposomy są cząstkami uzyskiwanymi podczas hydrata­cji fosfolipidów o budowie sferycznej. Możliwości ich powstawania wynikają z wyjątkowo korzystnego kształ­tu cząsteczek i wysokiej wartości indeksu powinowac­twa do środowiska hydrofobowego i hydrofilnego (HLB - hydrophilic-lipophilic balance), oraz minimalizacji cał­kowitej energii brzegowej następującej w czasie zagina­nia płaskiej dwuwarstwy i tworzenia zamkniętych struk­tur dzięki czemu większość fosfolipidów tworzy agregaty dwuwarstwowe.
Liposomy dzielimy na trzy główne klasy:
1. Wielowarstwowe pęcherzyki lipidowe (MLV) wielko­ści 200 nm - kilka mikronów.
2. Małe jednowarstwowe pęcherzyki lipidowe (SUV) wiel­kości 25-100 nm.
3. Duże jednowarstwowe pęcherzyki lipidowe (LUV) wiel­kości 100-400 nm.
Rozwój badań nad liposomami umożliwił praktyczne wy­korzystanie zdolności zamykania solutów (np. enzymów) w strukturach utworzonych z naturalnych składników błon biologicznych, a więc obojętnych immunologicznie. Technologia liposomowa umożliwia wprowadzenie solutów do środowisk hydrofobowych, a nawet do wnętrza komórek w sposób ukierunkowany i kontrolowany. Wprowadzenie enzymów umieszczonych w strukturach zamkniętych typu liposom lub wbudowanych w ich dwuwarstwę lipidową za­pobiega m.in. niepożądanym reakcjom i jednocześnie chro­ni je przed degradacją, której uległyby podczas stosowa­nia w postaci nieosłoniętej. Daje to szerokie możliwości zastosowania ich jako:
• nośniki substancji bioaktywnych/leków,
• nośniki enzymów m.in. antyoksydacyjnych (dysmuta­za ponadtlenkowa, katalaza),
• niewirusowe nośniki kwasów nukleinowych w terapiach genowych,
• modele błon biologicznych.
Liposomy wykorzystywane, jako nośnik substancji czyn­nych, muszą się charakteryzować określonymi parametrami, do których zalicza się wielkość pęcherzyków lipidowych. Jako nośnika enzymów antyoksydacyjnych aplikowanych do­żylnie lub podskórnie proponuje się wykorzystanie małych liposomów o średnicy około 110 nm (LUV) skoniugowanychz glikolem polietylenowym. Taka wielkość liposomu sprzy­ja jego korzystniejszej biodystrybucji, co oznacza mniejszy stopień akumulacji w wątrobie i śledzionie, a także wydłu­ża czas cyrkulacji preparatu w układzie krążenia w porów­naniu do liposomów o średnicy 200 nm [4,5]. Drugim pa­rametrem równie istotnym jest rodzaj lipidów, które budują dwuwarstwę lipidową. Liposomy charakteryzuje ładunek ujemny lub dodatni w zależności od ich elementów budul­cowych. Liposomy o ładunku ujemnym znalazły zastoso­wanie w substancjach czynnych o działaniu zewnątrzko­mórkowym [13]. Liposomy charakteryzujące się dodatnim ładunkiem są wykorzystywane w przypadku konieczno­ści dostarczania molekuł do wnętrza komórki [12,17]. Dodatkowo liposomy mogą się charakteryzować zawarto­ścią cholesterolu, który „usztywnia" dwuwarstwę lipidową.
Enzymosomy
Enzymy antyoksydacyjne należą do makromolekuł, dlate­go też nie są zdolne do swobodnego przejścia przez bło­ny komórkowe. Jedną z możliwości ułatwienia transportu wewnątrzkomórkowego jest zamknięcie ich w liposomy (ryc.2). Badania Briscoe'a i wsp. [3] wykazały, że skonstruowanie odpowiednich liposomów i zamknięcie w nich dysmutazy ponadtlenkowej spowodowało 6-krotny wzrost wydajności transportu tego enzymu do wnętrza komórek. Inkubowanie liposomów zawierających zamkniętą w nich dysmuta­zę ponadtlenkową z kulturą komórek nabłonka płuc pło­dów szczurzych potwierdziło wzrost aktywności (5-krot­ny) tego enzymu z 7,8 do 40,1 U SOD/mg białka komórek.
Ryc. 2. Enzymosom. Schemat ulokowania się enzymu w strukturze liposomu: wewnątrz bądź w dwuwarstwie lipidowej

Ważnym argumentem przemawiającym za wykorzystaniem liposomów jako nośników enzymów antyoksydacyjnych są doniesienia potwierdzające, że okres półtrwania zarówno katalazy jak i dysmutazy ponadtlenkowej zamkniętej w pę­cherzyku lipidowym ulega zdecydowanemu wydłużeniu. Badania Turrensa [23] i Corvo [6] wykazały, że podanie do krwiobiegu szczurów katalazy zamkniętej w liposomie wydłuża jej okres półtrwania z 20 minut do 2,4 godziny (7-krotnie), natomiast w przypadku dysmutazy z 8 minut do 4,2 godziny (ponad 30-krotnie). Doniesienie to potwierdzi­ły inne badania, z których wynika, że immobilizacja SOD w strukturze liposomu sprzyja zachowaniu aktywności en­zymu. Wpływ dysmutazy ponadtlenkowej, o której wia­domo, że katalizuje reakcję dysproporcjonowania O2•- do H2O2, na stres oksydacyjny badano w obecności sztucznych błon lipidowych liposomów w celu uzyskania podstawo­wych informacji o systemie zmiatania RFT. SOD traci ak­tywność w obecności H2O2 i jak wykazano ma dwie pętle, których jedna zawiera a-helisę umożliwiającą interakcję substratu (O2•-) z centrum aktywnym zawierającym Cu(II).
Szczegółowe badania struktury kompleksu enzymu z nad­tlenkiem wodoru wykazały obniżenie aktywności enzymu i ujawniły związek konformacji pętli zawierającej a-heli­sę z aktywnością enzymu. Dysmutaza ponadtlenkowa za­mknięta w liposomy zbudowane z 1-palmitoilo-2-oleilo-sn­-glicerolo-3-fosfocholiny (POPC), wykazywała oporność na inaktywację przez H2O2, mimo że zawartość struktury α-helisy ulegała obniżeniu. Wykazano również, że w cza­sie stresu oksydacyjnego utleniona SOD wchodzi w inte­rakcję z powierzchnią liposomu [15].
Również immobilizacja katalazy w liposomach prowadzi do wzrostu jej stabilności. Enzym zamknięty w strukturze liposomu, w porównaniu z enzymem wolnym, skuteczniej rozkładał nadtlenek wodoru, co autorzy doniesienia wią­żą z ochronnym działaniem błony lipidowej ograniczają­cej masowy kontakt enzymu z substratem i obniżeniem stopnia inhibicji enzymu wywołanej nadmiarem H2O2. Przechowywanie katalazy w temp. 4°C, zamkniętej w struk­turze liposomu zapewnia jej większą stabilność w porów­naniu do postaci wolnej tego enzymu [25].
Bardziej zaawansowaną strategią w technologii liposomo­wej jest wbudowywanie enzymów w dwuwarstwę lipidową. Wymaga to jednak ich wcześniejszej modyfikacji polega­jącej na nadaniu białku właściwości hydrofobowych [11]. Dysmutazę ponadtlenkową poddaje się chemicznej mody­fikacji poprzez kowalencyjne łączenie łańcuchów kwasów tłuszczowych z dostępnymi grupami ε-aminowymi tego en­zymu. Ta metoda acylowania prowadzi do powstania nowej jednostki (AC-SOD) z innymi właściwościami fizykoche­micznymi w porównaniu do SOD. System, w którym enzym wbudowany jest w dwuwarstwę lipidową nosi nazwę enzy­mosomu [11]. Skuteczność enzymosomu, którego głównym składnikiem była dysmutaza ponadtlenkowa potwierdzono w badaniach nad reumatoidalnym zapaleniem stawów, pro­wadzonych in vivo na szczurach. Badania te wykazały, że zmodyfikowana dysmutaza ponadtlenkowa jest zdolna do in­korporacji w strukturę lipidową liposomu, gdzie przeważnie występuje na zewnętrznej powierzchni cząstki liposomu, co oznacza, że jej aktywność jest skierowana do środowiska ze­wnętrznego. Zmodyfikowany i wbudowany w strukturę li­posomu enzym charakteryzował się większą efektywnością w zmniejszeniu obrzęku stawów po podaniu preparatu [10].
Niesman i wsp.[16] przeprowadzili doświadczenie z nowo narodzonymi szczurami, u których zdiagnozowano wczesną retinopatię. Spróbowano spowodować wzrost aktywno­ści siatkówkowej dysmutazy ponadtlenkowej poprzez wewnątrzotrzewnowe podawanie egzogennej dysmutazy ponadtlenkowej zamkniętej w liposomach. Jednej grupie podawano dwa razy dziennie liposomy zawierające egzo­genny SOD, natomiast drugiej grupie podawano liposomy z solą fizjologiczną. Dodatkowo w każdej z grup, część szczurów była trzymana w atmosferze zawierającej 80% tlenu, a część była trzymana w atmosferze pokojowej, za­wierającej 21% tlenu. Zwierzęta trzymane w atmosferze zawierającej 80% tlenu miały znacząco obniżony poziom aktywności siatkówkowej SOD w 6 dniu życia w porów­naniu do zwierząt trzymanych w atmosferze pokojowej. W 6 dniu, po codziennej suplementacji, aktywność siat­kówkowej SOD znacząco wzrosła, a także została zredu­kowana zawartość wzbudzonego tlenu. Podawanie egzo­gennej SOD nie wykazało szkodliwego działania w żadnej z grup. Doświadczenie to wykazało korzystne działanie podawanej egzogennej dysmutazy ponadtlenkowej za­mkniętej w liposomach na komórki siatkówki oka i dzię­ki temu stało się potencjalną strategią w terapii wcze­snej retinopatii.
Doświadczenia prowadzone na hodowlach komórek śród­błonka aorty i szczurach, poddanych działaniu 95-100% tlenu wykazały, że dodanie enzymosomów zawierających SOD powodowało 15-krotny wzrost swoistej aktywności komórkowej SOD. Natomiast podawanie szczurom doustro­jowo mieszaniny enzymosomów zawierających SOD i CAT spowodowało 4-krotny wzrost aktywności enzymów płuc­nych, a także wydłużenie ich okresu półtrwania. W istotny sposób zapobiegały toksycznemu wpływowi tlenu w wa­runkach in vivo [8]. Baker [1] wykazał, że podanie enzy­mosomów zawierających SOD i CAT poprzez inhalację, powoduje wzrost aktywności tych enzymów w pęcherzy­kach płucnych typu II, przy czym wzrost aktywności SOD obserwujemy po 4 godzinach od podania, a powrót do po­ziomu kontrolnego po 24 godzinach. Natomiast w przypad­ku katalazy po upływie 24 godzin jej aktywność wciąż po­zostaje znacząco podwyższona.
Enzymosomy zawierające katalazę (160U) znalazły za­stosowanie w zapobieganiu powstawaniu, wynikających z toksycznego wpływu tlenu, chronicznych zmian w płu­cach młodych szczurów. Chronią one zarówno naczynia jak i miąższ płuc [21].
Badania Tanswella i wsp. [20] wykazały, że podawanie do­ustrojowo enzymów antyoksydacyjnych zamkniętych w li­posomach nowo narodzonym szczurom, zwiększa ich prze­żywalność z 40 do 71% w atmosferze 95% O2.
Badania prowadzone nad możliwością wykorzystania en­zymosomów zawierających SOD w leczeniu reumatoidal­nego zapalenia stawów wykazały, że skład i wielkość li­posomów mają decydujący wpływ na okres półtrwania enzymosomów w krwiobiegu i ich efektywność. Lepsze okazały się małe liposomy (110 nm) w porównaniu z du­żymi (450 nm) [4], zbudowane z PEG-DSPE zmniejszają 8-krotnie wyciek substancji zamkniętej wewnątrz liposo­mu [5]. Małe liposomy mają 17-krotnie większą zdolność absorpcji w miejscu stanu zapalnego, a SOD w nich za­mknięta wykazuje większą aktywność w porównaniu z du­żymi liposomami [4].
Enzymosomy znalazły zastosowanie również w radiotera­pii, ponieważ badania Lamproglou wykazały, że podawa­nie SOD zamkniętych w liposomach zmniejsza negatywne skutki terapii, związane z powstawaniem wyniszczające­go „stresu oksydacyjnego" [14].
Dysmutaza ponadtlenkowa i katalaza, zamknięte w struk­tury liposomowe, dają duże możliwości wykorzystania w terapii chorób, których następstwem jest pojawienie się wolnych rodników. Podawanie takich enzymosomów pobudza własny system antyoksydacyjny do wytwarza­nia antyoksydantów, uzupełnia również ich braki poprzez dostarczenie ich z zewnątrz. Dzięki wciąż doskonalonym technikom liposomowym możemy w sposób bardzo wy­dajny dostarczać enzymy do organizmu, ponieważ dwu­warstwa lipidowa chroni ich aktywność i zapewnia więk­szą stabilność w porównaniu do wolnej postaci enzymu, a tym samym już niewielka ilość enzymu pozwala osią­gnąć zamierzony efekt.
PIŚMIENNICTWO
[1] Baker R.R., Czopf L., Jilling T., Freeman B.A., Kirk K.L., Matalon S.: Quantitation of alveolar distribution of liposome-entrapped antioxidant enzymes. Am. J. Physiol., 1992; 263: L585-L594
[PubMed]  
[2] Beckman J.S., Minor R.L., White C.W., Repine J.E., Rosen G.M., Freeman B.: Superoxide dismutase and catalase conjugated to polyetylene glycol increases endothelial enzyme activity and oxidant resistance. J. Biol. Chem., 1988; 263: 6884-6892
[PubMed]  
[3] Briscoe P., Caniggia I., Graves A., Benson B., Huang L., Tanswell A.K., Freeman B.A.: Delivery of superoxide dismutase to pulmonary epithelium via pH-sensitive liposomes. Am. J. Physiol., 1995; 268: L374-L380
[PubMed]  
[4] Corvo M.L., Boerman O.C., Oyen W.J., Jorge J.C., Cruz M.E., Crommelin D.J., Storm G.: Subcutaneous administration of superoxide dismutase entrapped in long circulating liposomes: in vivo fate and therapeutic activity in an inflammation model. Pharm. Res., 2000; 17: 600-606
[PubMed]  
[5] Corvo M.L., Boerman O.C., Oyen W.J., Van Bloois L., Cruz M.E., Crommelin D.J., Storm G.: Intravenous administration of superoxide dismutase entrapped in long circulating liposomes. II. In vivo fate in a rat model of adjuvant arthritis. Biochim. Biophys. Acta, 1999; 1419: 325-334
[PubMed]  
[6] Corvo M.L., Martins M.B., Francisco A.P., Morais J.G., Cruz M.E.: Liposomal formulations of Cu,Zn-superoxide dismutase: physicochemical characterization and activity assessment In an inflammation model. J. Controlled Release, 1997; 43: 1-8
[7] Farbiszewski R., Skrzydlewska E.: Mechanizmy adaptacyjne komórki i usuwanie uszkodzeń wywołanych stresem oksydacyjnym. Postępy Hig. Med. Dośw., 1996; 50: 613-620
[PubMed]  
[8] Freeman B.A., Turrens J.F., Mirza Z., Crapo J.D., Young S.L.: Modulation of oxidant lung injury by using liposome-entrapped superoxide dismutase and catalase. Fed. Proc., 1985; 44: 2591-2595
[PubMed]  
[9] Gałecka E., Jacewicz R., Mrowicka M., Florkowski A., Gałecki P.: Enzymy antyoksydacyjne - Budowa, właściwości, funkcje. Pol. Merk. Lek., 2008; 25: 266-268
[PubMed]  
[10] Gaspar M.M., Boerman O.C., Laverman P., Corvo M.L., Storm G., Cruz M.E.: Enzymosomes with surface-exposed superoxide dismutase: in vivo behavior and therapeutic activity in a model of adjuvant arthritis. J. Controll. Release, 2007; 117: 186-195
[PubMed]  
[11] Gaspar M.M., Martins M.B., Corvo M.L., Cruz M.E.: Design and characterization of enzymosomes with surface-exposed superoxide dismutase. Biochim. Biophys. Acta, 2003; 1609: 211-217
[PubMed]  
[12] Imaizumi S., Woolworth V., Fishman R.A., Chan P.H.: Liposome-entrapped superoxide dismutase reduces cerebral infarction in cerebralischemia in rats. Stroke, 1990; 21: 1312-1317
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[13] Jubeh T.T., Nadler-Milbauer M., Barenholz Y., Rubinstein A.: Local treatment of experimental colitis in the rat by negatively charged liposomes of catalase, TMN and SOD. J. Drug Target, 2006; 14: 155-163
[14] Lamproglou I., Magdelenat H., Boisserie G., Baillet F., Mayo W., Fessi H., Puisieux F., Perderau B., Colas-Linhart N., Delattre J.Y.: An experimental model of acute encephalopathy after total body irradiation In the rat: effect of liposome-entrapped Cu/Zn superoxide dismutase. Int. J. Radiat. Oncol. Biol. Phys., 1998; 42: 179-184
[PubMed]  
[15] Nagami H., Yoshimoto N., Umakoshi H., Shimanouchi T., Kuboi R.: Liposome-assisted activity of superoxide dismutase under oxidative stress. J. Biosci. Bioeng., 2005; 99: 423-428
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[16] Niesman M.R., Johnson K.A., Penn J.S.: Therapeutic effect of liposomal superoxide dismutase in an animal model of retinopathy of prematurity. Neurochem. Res., 1997; 22: 597-605
[PubMed]  
[17] Stanimirovic D.B., Markovic M., Micic D.V., Spatz M., Mrsulja B.B.: Liposome-entrapped superoxide dismutase reduces ischemia/reperfusion 'oxidative stress' in gerbil brain. Neurochem. Res., 1994; 19: 1473-1478
[PubMed]  
[18] Stone W.L., Smith M.: Therapeutic uses of antioxidant liposomes. Mol. Biotechnol., 2004; 27: 217-230
[PubMed]  
[19] Ścibor D., Czeczot H.: Katalaza - budowa, właściwości, funkcje. Postępy Hig. Med. Dośw., 2006; 60: 170-180
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[20] Tanswell A.K., Freeman B.A.: Liposome-entrapped antioxidant enzymes prevent lethal O2 toxicity in the newborn rat. J. Appl. Physiol., 1987; 63: 347-352
[PubMed]  
[21] Thibeault D.W., Rezaiekhaligh M., Mabry S., Beringer T.: Prevention of chronic pulmonary oxygen toxicity in young rats with liposome-encapsulated catalase administered intratracheally. Pediatr Pulmonol., 1991; 11: 318-327
[PubMed]  
[22] Thomas M.J.: The role of free radicals and antioxidants. Nutrition, 2000; 16: 716-718
[PubMed]  
[23] Turrens J.F., Crapo J.D., Freeman B.A.: Protection against oxygen toxicity by intravenous injection of liposome-entrapped catalase and superoxide dismutase. J. Clin. Invest., 1984; 73: 87-95
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[24] Wójcicka G., Bełtowski J.: Stres oksydacyjny w zapaleniu kłębuszków nerkowych. Postępy Hig. Med. Dośw., 2001; 55: 855-869
[PubMed]  
[25] Yoshimoto M., Sakamoto H., Yoshimoto N., Kuboi R., Nakao K.: Stabilization of quaternary structure and activity of bovine liver catalase through encapsulation in liposomes. Enzyme Microbiol. Technol., 2007; 41: 849-858
[26] Zabłocka A., Janusz M.: Dwa oblicza wolnych rodników tlenowych. Postępy Hig. Med. Dośw., 2008; 62: 118-124
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[27] Zelko I.N., Mariani T.J., Folz R.J.: Superoxide dismutase multigene family: a comparisonof the Cu,Zn-SOD (sod1), Mn-SOD (sod2), and EC-SOD (sod3) gene structures, evolution, and expression. Free Radic. Biol. Med., 2002; 33: 337-349
[PubMed]  
Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.