Postepy Hig Med Dosw. (online), 2011; 65: 515-523
Review
Full Text PDF  

Naturalne związki zaangażowane w kontrolę masy tkanki tłuszczowej w badaniach in vitro
Natural compounds involved in adipose tissue mass control in in vitro studies
Katarzyna Kowalska
Katedra Biotechnologii i Mikrobiologii Żywności, Wydział Nauk o Żywności i Żywieniu, Uniwersytet Przyrodniczy w Poznaniu
Adres do korespondencji
mgr Katarzyna Kowalska, Katedra Biotechnologii i Mikrobiologii Żywności, Wydział Nauk o Żywności i Żywieniu, Uniwersytet Przyrodniczy, ul. Wojska Polskiego 48, 60-627 Poznań; e-mail: kaskakow@up.poznan.pl

Źródło finansowania
Praca finansowana w ramach projektu „Nowa żywność bioaktywna o zaprogramowanych właściwościach prozdrowot­nych" - PO IG 01.01.02-00-061/09

Otrzymano:  2011.03.28
Zaakceptowano:  2011.07.25
Opublikowano:  2011.08.10

Streszczenie
Światowa Organizacja Zdrowia (WHO) uznała otyłość za epidemię XXI wieku. Otyłość to pato­logiczne nagromadzenie tkanki tłuszczowej w ustroju uwarunkowane wieloma czynnikami: me­tabolicznymi, endokrynologicznymi, genetycznymi, środowiskowymi oraz psychologicznymi i behawioralnymi. Jakość oraz ilość spożywanych pokarmów w dużym stopniu decyduje o nad­miernej akumulacji tłuszczu w organizmie. Strategią w prewencji otyłości jest m.in. właściwa dieta. Nie od dziś wiadomo, że dieta bogata w warzywa i owoce wpływa na zmniejszenie masy ciała. Komórki tłuszczowe (adipocyty) to nie tylko komórki magazynujące „energię", ale wyspe­cjalizowane komórki będące pod wpływem działania różnorodnych hormonów, cytokin i skład­ników pokarmowych, które działają plejotropowo na organizm. Znajomość biologii adipocytów jest decydująca dla zrozumienia podstaw patofizjologii otyłości i schorzeń metabolicznych, ta­kich jak cukrzyca typu 2. Ponadto racjonalne manipulowanie fizjologią adipocytów stwarza obie­cujące podstawy terapii tych schorzeń. Masę tkanki tłuszczowej można zmniejszyć przez elimi­nację adipocytów w procesie apoptozy, poprzez hamowanie adipogenezy i zwiększanie lipolizy w komórkach tłuszczowych. Wiele naturalnych związków może potencjalnie indukować apopto­zę, hamować adipogenezę i stymulować lipolizę w adipocytach. Różnorodne bioaktywne związ­ki występujące w pożywieniu wpływają na różne etapy cyklu życiowego komórki tłuszczowej i mogą być naturalnym „lekiem" w prewencji otyłości.
Słowa kluczowe: otyłość • adipocyty • adipogeneza • związki bioaktywne


Summary
The World Health Organization (WHO) has recognized obesity as an epidemic of the 21st cen­tury. Obesity is pathological fat accumulation in the body influenced by many factors: metabo­lic, endocrine, genetic, environmental, psychological and behavioral. The quality and quantity of food intake to a considerable degree determine excessive fat accumulation in the body. The stra­tegy in obesity prevention includes, among other things, a proper diet. It is widely known that a diet rich in fruits and vegetables reduces body weight. Adipocytes are not only cells serving as storage depots for "energy", but are also specialized cells influenced by various hormones, cy­tokines and nutrients, which have pleiotropic effects on the body. Knowledge of adipocyte bio­logy is crucial for our understanding of the pathophysiological basis of obesity and metabolic diseases, such as type 2 diabetes. Furthermore, rational manipulation of adipose physiology is a promising avenue for therapy of these conditions. Adipose tissue mass can be reduced through elimination of adipocytes by apoptosis, inhibition of adipogenesis and increased lipolysis in adi­pocytes. Natural products have a potential to induce apoptosis, inhibit adipogenesis and stimula­te lipolysis in adipocytes. Various dietary bioactive compounds target different stages of the adi­pocyte life cycle and may be useful as natural therapeutic agents in obesity prevention.
Key words: obesity • adipocytes • adipogenesis • bioactive compounds




Wprowadzenie
Światowa Organizacja Zdrowia (WHO) uznała otyłość za epidemię XXI wieku. W krajach europejskich otyłość i nadwaga dotyczy 30-80% dorosłych, prawie 20% dzieci ma nadwagę, a co trzecie z nich jest otyłe. Problem nad­wagi i otyłości dotyczy coraz większej liczby osób i roz­przestrzenia się w bardzo szybkim tempie [3]. W Polsce otyłość stwierdzono u około 4 milionów osób, co stanowi ponad 1/10 społeczeństwa [10].
Otyłość to patologiczne nagromadzenie tkanki tłuszczowej w ustroju. Nadmiar masy tłuszczowej generuje zaburze­nia wtórne zwiększając ryzyko wystąpienia wielu chorób, m.in. choroby niedokrwiennej serca, nadciśnienia tętnicze­go, cukrzycy typu 2, dyslipidemii, określane mianem ze­społu metabolicznego. U osób otyłych znacznie częściej występują choroby układu krążenia: niewydolność serca, zatorowość płucna, choroba niedokrwienna serca oraz ży­laki kończyn dolnych [29]. Niekorzystnym zjawiskiem jest również to, że otyłość zwiększa ryzyko wystąpienia chorób nowotworowych, takich jak: rak piersi u kobiet po meno­pauzie, endometrium, jelita grubego, pęcherzyka żółcio­wego, trzustki i nerki [4]. Następstwem otyłości są również choroby układu pokarmowego: kamica żółciowa, choro­ba refluksowa i niealkoholowe stłuszczenie wątroby [31].
Otyłość jest uwarunkowana wieloma czynnikami: metabo­licznymi, endokrynologicznymi, genetycznymi, środowi­skowymi, psychologicznymi i behawioralnymi. W dużym stopniu jakość oraz ilość spożywanych pokarmów decyduje o nadmiernej akumulacji tłuszczu w organizmie, a otyłość pojawia się, gdy podaż energii jest większa niż jej użyt­kowanie i to przez dłuższy czas. Wzrost spożycia cukru i tłuszczu skutkuje wzrostem masy tkanki tłuszczowej, na szczęście niektóre komponenty żywności mogą zmniej­szać ryzyko otyłości. Strategią w prewencji otyłości jest m.in. właściwa dieta. Nie od dziś wiadomo, że dieta bo­gata w warzywa i owoce wpływa na zmniejszenie masy ciała. Jednak mimo zaangażowania dużych środków na­dal nie poznano mechanizmów biochemicznych, komór­kowych i molekularnych, które są podłożem otyłości. Co więcej, liczne badania wykazały, że przyjmowanie pokarmu i intensywność przemiany materii są jednym z najbardziej skomplikowanych procesów w organizmie ludzkim [31].
Fizjologia tkanki tłuszczowej
Tkanka tłuszczowa odgrywa ważną rolę w procesach me­tabolicznych. Wydziela wiele substancji o podstawowym znaczeniu do prawidłowego funkcjonowania odległych narządów i tkanek. Jest niezbędna w procesie pokwitania i do zachowania płodności [27]
W naszym organizmie większość stanowi tzw. biała tkanka tłuszczowa (WAT - white adipose tissue). W skład białej tkanki tłuszczowej wchodzą adipocyty, preadipocyty, ko­mórki endotelialne, mezenchymalne komórki macierzyste oraz komórki zapalne (monocyty/makrofagi), które rów­nież wykazują aktywność wydzielniczą [35].
Komórki tłuszczowe wpływają na metabolizm poprzez wy­twarzane i uwalniane substancje o działaniu dokrewnym, które Shimomura określił terminem adipocytokiny [40]. Substancje wydzielane przez tkankę tłuszczową pełnią róż­ne funkcje, endokrynną: leptyna, adiponektyna, angioten­synogen, rezystyna, estrogeny, czynnik martwicy guzów (tumor necrosis factor TNF-α), receptor aktywujący pro­liferację peroksysomów γ (PPARγ), interleukina 6 (IL-6), insulinopodobny czynnik wzrostu 1 (insulin growth factor 1 IGF-1), białka zakłócającego proces oksydacyjnej fosfo­rylacji (uncoupling proteins UCPs); oraz parakrynną: lipa­za lipoproteinowa (lipoprotein lipase LPL), białko stymu­lujące acylację ASP (acylation-stimulating protein ASP), adypsyna, inhibitor tkankowego aktywatora plazminoge­nu 1 (plasminogen activate inhibitor 1 PAI-1), wolne kwa­sy tłuszczowe (WKT) [1,35,44].
W przypadku otyłości ekspresja adipokin jest rozregulo­wana, a to prowadzi do hiperglikemii, hiperlipidemii, opor­ności na insulinę i chronicznego stanu zapalnego. W oty­łości „rekrutacja" komórek odpornościowych, takich jak komórki T czy makrofagi w obrębie tkanki tłuszczowej wywołuje stan zapalny, który przyczynia się do lokalnej oporności na insulinę. Tkanka tłuszczowa niewrażliwa na insulinę prowadzi do niekontrolowanego uwalniania kwasów tłuszczowych, sekrecji prozapalnych cytokin, ta­kich jak TNF-α, IL-6, MCP-1(monocyte chemoattrac­tant protein), MIP-1α (macrophage inflammatory prote­in) i zmienia równowagę adipokin, co ostatecznie wpływa na metabolizm lipoprotein i ogólnoustrojową oporność na insulinę [13].
Podczas wzrostu białej tkanki tłuszczowej pojawia się tak­że niedotlenienie tkanki z powodu zredukowanego dostar­czania tlenu do przerosłych, hipertroficznych adipocytów. Wzrost stężenia kwasów tłuszczowych w adipocytach skut­kuje zwiększeniem stresu oksydacyjnego poprzez aktywa­cję oksydazy NADPH, powodując dysregulację w wytwa­rzaniu adipocytokin, takich jak adiponektyna, PAI-1, IL-6 i MCP-1. Zwiększone dostarczanie glukozy do tkanki tłusz­czowej powoduje także wzrost wytwarzania reaktywnych form tlenu (ROS) w adipocytach, co pobudza wytwarza­nie cytokin prozapalnych [8,13,30]. Zwiększone wytwarza­nie ROS przez kumulowany tłuszcz prowadzi do wzrostu stresu oksydacyjnego we krwi wpływając na inne organy, np. wątrobę, mięśnie szkieletowe i aortę. Wzrost sekrecji białek prozapalnych, chemokin i czynników angiogennych ma na celu zwiększenie przepływu krwi w tkance z nie­doborem tlenu [8,13].
Adipocyty i adipogeneza
Znajomość biologii adipocytów jest decydująca dla zro­zumienia podstaw patofizjologii otyłości i schorzeń meta­bolicznych. Ponadto racjonalne manipulowanie fizjologią adipocytów jest prawdopodobnie obiecującym kierunkiem terapii tych schorzeń.
Komórki białej tkanki tłuszczowej charakteryzują się nie­wielką zawartością cytoplazmy, bowiem większość ich sta­nowi kropla tłuszczu (są to tzw. komórki jednopęcherzyko­we) - głównie triglicerydy, które są rozkładane na glicerol i wolne kwasy tłuszczowe. Wzrost tkanki tłuszczowej zwią­zany jest ze wzrostem hiperplastycznym (wzrost liczby ko­mórek) oraz wzrostem hipertroficznym (wzrost rozmiaru komórek). Na poziomie komórkowym otyłość określa­my jako wzrost liczby i wielkości adipocytów w procesie różnicowania z preadipocytów [38]. Różnicowanie pre­adipocytów do dojrzałych komórek tłuszczowych (adipo­geneza) jest regulowane przez kaskadę czynników trans­krypcyjnych, które działając poprzez interakcję kontrolują ekspresję kilkuset genów adipogenicznych. Wiele różno­rodnych czynników jądrowych wpływa na proces adipo­genezy, jednak najważniejsze dla tego procesu są dwie ro­dziny: białka wiążące się z sekwencją CCAAT(CCAAT enhancer binding proteins) - C/EBPs i receptory aktywo­wane proliferatorami peroksysomów-PPAR [7,14].
Szczególną rolę w regulacji fizjologii adipocytów przypi­suje się receptorom aktywowanym proliferatorami perok­sysomów γ (peroxisome proliferator activated receptors­-PPARγ). Receptory PPARγ bezpośrednio wpływają na geny regulujące glukoneogenezę, wychwyt i magazynowanie tri­glicerydów, lipolizę oraz syntezę adipocytokin [6,12,43]. Genami, za których ekspresję bezpośrednio odpowiadają PPARγ, są m.in. gen lipazy lipoproteinowej, białka trans­portującego kwasy tłuszczowe, receptor 1 oksydowanych LDL. Wszystkie one promują akumulację kwasów tłusz­czowych przez adipocyt [22,24,28].
Liczba adipocytów wzrasta nie tylko jako rezultat proli­feracji preadipocytów, ale także z powodu różnicowania. Indukcja różnicowania stymuluje klonalną ekspansję, któ­rej rezultatem jest podwojenie liczby komórek. Proces ten przebiega w kilku etapach i pociąga za sobą kaskadę czyn­ników transkrypcyjnych, spośród których PPARγ i C/EBPs, są głównymi determinantami losu adipocyta [7,27,39]. Adipogeneza jest wieloetapowym procesem prowadzącym do przekształcenia pierwotnych komórek zarodkowych i preadipocytów w dojrzałe adipocyty (tab. 1).
Tabela 1. Etapy adipogenezy [27]

Wpływając na pewne mechanizmy, takie jak: ograniczenie procesu różnicowania preadipocytów, zmniejszenie lipoge­nezy, zwiększenie lipolizy i indukcje apoptozy w komór­kach tłuszczowych możemy zapobiegać otyłości. Wydaje się konieczne dalsze prowadzenie badań dotyczących me­chanizmu zjawisk między składnikami przyjmowanej die­ty a regulacją masy tkanki tłuszczowej w celu wykorzysta­nia w terapii sugerowanego związku.
Modelowa linia 3T3-L1 do badań procesu adipogenezy in vitro
Jednocześnie ze wzrostem rozpowszechnienia nadwa­gi i otyłości w Europie i Stanach Zjednoczonych ostatnie lata przyniosły większe zainteresowanie badaczy otyło­ścią oraz znaczne zwiększenie nakładów na badania po­święcone tej chorobie. Wiele badań i doniesień naukowych sugeruje, że mysie komórki 3T3-L1 są jednym z najlepiej poznanych, scharakteryzowanych i niezawodnych mode­li in vitro do badania procesu adipogenezy i różnicowania preadipocytów w dojrzałe adipocyty. Linia 3T3-L1 jest szeroko wykorzystywana jako modelowa także do bada­nia procesów lipolizy, apoptozy i syntezy cytokin w białej tkance tłuszczowej. W pełni zróżnicowane 3T3-L1 adipo­cyty zawierają większość cech morfologicznych, bioche­micznych i odpowiedzi hormonalnej typowej dla adipo­cytów in vivo [11,39]. Komórki tej linii jako preadipocyty mają morfologię fibroblastów. Proliferują aż do osiągnię­cia pełnej konfluencji i kontaktowego zahamowania wzro­stu w fazie Go/G1, co indukuje różnicowanie w kierunku adipocytów [11]. Stymulacja komórek 3T3-L1 kortyko­steroidami: 3-izobutyl-1-metylksantaniną (IBMX), deksa­metazonem (DEX) i wysokimi dawkami insuliny pobudza mitotyczną klonalną ekspansję oraz uaktywnia mechani­zmy genetyczne w kierunku różnicowania w dojrzałe adi­pocyty. Po około 5 dniach od indukcji różnicowania 90% komórek wykazuje fenotyp charakterystyczny dla dojrza­łych adipocytów, kumulujących wewnątrz komórki krople tłuszczu [11,14,39].
Naturalne związki zaangażowane wkontrolę masy tkanki tłuszczowej wbadaniach in vitro
Polifenole roślinne, jak sama nazwa wskazuje, występują tylko w świecie roślinnym, a więc w owocach, kwiatach, liściach, nasionach, korzeniach, korze i częściach zdrew­niałych. Polifenole roślinne chronią karotenoidy, witaminę C, wielonienasycone kwasy tłuszczowe, lipoproteiny przed działaniem wolnych rodników. Wśród polifenoli dużą ak­tywność przeciwutleniającą wykazują flawonoidy zaliczane do barwników roślinnych. Występują w łodygach, liściach i owocach prawie wszystkich roślin. Najwięcej flawono­idów zawierają pestki owoców cytrusowych. Pod wzglę­dem budowy chemicznej wyodrębniono następujące grupy flawonoidów: flawony, flawonole, izoflawony, flawanony, dihydroflawonole, chalkany, aurony, neoflawany, biflawo­noidy, C-glukoflawony, antocyjany i katechiny. Zwykle występują w połączeniu z cukrami. Od wieków używa się ich w medycynie naturalnej w celu prewencji raka, cho­rób serca, cukrzycy i innych. Flawonoidy są związkami, które nie mogą być zsyntetyzowane w organizmie ludz­kim [32]. Stwierdzono, że związki te regulują wzrost, róż­nicowanie i proliferację tkanek, działając bezpośrednio na komórki docelowe. Rośliny medyczne i ekstrakty roślin­ne reprezentują najstarszą i najbardziej powszechną for­mę „leczenia" [45].
W tkance tłuszczowej wykazano, że polifenole mogą nasi­lać termogenezę, hamować adipogenezę poprzez inhibicję ekspresji genów C/EBPα, PPARγ i SREBP-1 (sterol regu­latory element binding protein) oraz promować apoptozę adipocytów, co ma odzwierciedlenie w masie ciała zwie­rząt i ludzi [5]. Wykazano, że w mechanizmie działania antyadipogennego flawonoidów rolę odgrywa zablokowa­nie, poprzez fosforylację, substratu receptora insulinowe­go (IRS), przez co dochodzi do zahamowania pobierania glukozy oraz nasilenia lipolizy przez hormonozależną li­pazę w tkance tłuszczowej. Zmniejszenie ekspresji genów C/EBPα, PPARγ, SREBP-1 hamuje różnicowanie preadi­pocytów [5].
Naturalne związki mogą indukować apoptozę, hamować adipogenezę i stymulować proces lipolizy w komórkach tłuszczowych. Polifenole są silnymi antyoksydantami i in­dukcja apoptozy w adipocytach jest powiązana z ich wła­ściwościami przeciwutleniającymi. Genisteina, epigallo­katechiny, kwercetyna, resweratrol, ajoen wpływają na komórki tłuszczowe hamując adipogenezę lub indukując apoptozę. Kilka innych flawonoidów, np. naringenina, ru­tyna, hesperydyna, resweratrol i genisteina zmniejszają proliferację preadipocytów. Inne bioaktywne związki wy­stępujące w naturalnej żywności, takie jak fitosterole, wie­lonienasycone kwasy tłuszczowe i związki organiczne siar­ki wykazują działanie antyadipogenne [17,37].
Kwasy fenolowe, np. kwas kumarowy i chlorogenowy po­wodują zatrzymanie cyklu komórkowego preadipocytów w fazie G1 w sposób zależny od czasu i dawki. Hsu i wsp. przeanalizowali wpływ flawonoidów i fenolokwasów na stężenie triglicerydów i na aktywność GPDH w komór­kach tłuszczowych 3T3-L1. Kwas kumarowy oraz ruty­na powstrzymały wewnątrzkomórkowe gromadzenie tri­glicerydów odpowiednio o 61 i 83%. Co więcej, te same składniki ograniczyły aktywność GPDH o 54% (kwas ku­marynowy) i 67% (rutyna). Związki te zmniejszyły także ujawnianie się receptorów PPARγ oraz regulowały uwal­nianie adiponektyny, hormonu, który reguluje wiele pro­cesów metabolicznych. Wyniki te sugerują, że kwas ku­marynowy oraz rutyna mogą dawać pozytywne rezultaty w zwalczaniu zespołu metabolicznego i otyłości [16,17].
Karnozol i kwas karnozowy - główne związki rozmarynu - hamują różnicowanie preadipocytów 3T3-L1 w dojrza­łe adipocyty. Zdolność ta związana jest z aktywacją ARE (antioxidant response element), elementu odpowiedzi an­tyoksydacyjnej, którego rola polega na indukcji transkryp­cji enzymów drugiej fazy. Oba związki znacząco zwięk­szyły wewnątrzkomórkowy poziom całkowitego glutationu (GSH), a właśnie stymulacja metabolizmu GSH może być krytycznym elementem w hamowaniu różnicowania preadi­pocytów w adipocyty. Według badaczy reaktywne formy tlenu mogą przyspieszać różnicowanie komórek tłuszczo­wych a stymulacja metabolizmu usuwa je. Proelektrofilne związki, takie jak karnozol i kwas karnozowy mogą być więc potencjalnymi „lekami" w prewencji otyłości i cho­rób z nią powiązanych [42].
Kwercetyna, flawonoid występujący powszechnie w owo­cach, warzywach, herbacie, winie, orzechach i nasionach, jest nieodłącznym składnikiem codziennej diety człowieka. Kwercetyna indukuje apoptozę w komórkach 3T3-L1 przez zmniejszenie potencjału błony mitochondrialnej oraz ak­tywację kaspazy 3, Bax i Bak. Kwercetyna zmniejsza eks­presję PPARγ i Bcl-2, natomiast zwiększa poziom AMPK, kinazy białkowej aktywowanej 9'AMP. Rezultatem akty­wacji tej kinazy jest fosforylacja jej substratu ACC (acetyl­-CoA-karboksylazy). Zwiększenie poziomu nieaktywnej fosforylowanej karboksylazy acetylo-CoA hamuje proces adipogenezy. Aktywacja AMPK prowadzi także do zaha­mowania syntezy cholesterolu oraz ogranicza lipogenezę. Traktowanie dojrzałych adipocytów kwercetyną indukuje apoptozę w komórkach i jednocześnie zmniejsza fosfory­lację w ERK i JNK, które odgrywają główną rolę w pro­cesie apoptozy. Kwercetyna zmniejsza ekspresję C/EBPα, PPARγ i SREBP-1 [2].
Kapsaicyna ogranicza proliferację preadipocytów oraz in­dukuje apoptozę w komórkach tłuszczowych w wyniku ak­tywacji kaspazy 3, Bax, Bak i zmniejszeniu ekspresji biał­ka Bcl-2. Kapsaicyna znacząco obniża ilość gromadzonych wewnątrz komórki triglicerydów oraz hamuje aktywność GPDH, również na ekspresję PPARγ, C/EBPα i leptyny kapsaicyna działa hamująco, natomiast zwiększa stężenie białka adiponektyny [18].
Genisteina, izoflawon z soi i naringenina, flawanon z grejp­fruta hamują proliferację preadipocytów w sposób zależ­ny od czasu i dawki. Genisteina w stężeniu 100 µM po 48 godzinach ekspozycji hamuje proliferację komórek o 60%, natomiast naringenina w takiej dawce hamuje proliferację o 40%. Genisteina hamuje proliferację zarówno preadipo­cytów, jak i komórek różnicujących w adipocyty W czasie różnicowania preadipocytów w dojrzałe adipocyty geniste­ina hamuje mitotyczną klonalną ekspansję, akumulację tri­glicerydów i ekspresję PPARγ, natomiast naringenina nie wykazuje tego. W komórkach dojrzałych adipocytów ge­nisteina zwiększa lipolizę. Blokowanie adipogenezy przez genisteinę prawdopodobnie odbywa się przez zahamowanie kinazy tyrozynowej aktywowanej mieszanką różnicującą (IBMX, DEX, insulina). Bazując na tych badaniach moż­na przypuszczać, że genisteina zwiększając lipolizę i ha­mując adipogenezę in vitro, może działać podobnie in vivo i prowadzić do zmniejszenia masy tkanki tłuszczowej [15].
Hwang i wsp. stwierdzili, że genisteina w dawkach 20-200 µM znacząco hamuje proces różnicowania adipo­cytów i prowadzi do apoptozy dojrzałych adipocytów po­przez aktywację AMPK. Genisteina, EGCG i kapsaicyna stymulują wewnątrzkomórkowe uwalnianie ROS, które szybko aktywuje AMPK. AMPK jest nowym i istotnym komponentem obu procesów i różnicowania i apoptozy w dojrzałych adipocytach [20].
Eskuletyna powoduje zależny od czasu i dawki wzrost apop­tozy w adipocytach, znacznie zmniejsza przeżywalność ko­mórek tłuszczowych oraz hamuje adipogenezę w 3T3-L1 preadipocytach. Eskuletyna może zmieniać liczbę komórek tłuszczowych działając bezpośrednio na przeżywalność ko­mórek, adipogenezę i apoptozę, ogranicza przeżywalność zarówno preadipocytów jak i dojrzałych adipocytów [48].
Ajoen - organiczny związek chemiczny występujący w czosnku, stanowi produkt rozpadu alliiny. Ajoen indu­kuje apoptozę w adipocytach 3T3-L1 w sposób zależny od czasu i dawki. Traktowanie komórek tłuszczowych ajo­enem powoduje aktywację JNK i ERK, translokację AIF z mitochondrium do jądra. AIF (apoptosis inducing factor) - czynnik indukujący apoptozę jest mitochondrialną mię­dzybłonową proteiną. W odpowiedzi na stymulację apop­tozy AIF jest uwalniany z mitochondrium i przemieszcza­ny do jądra, gdzie bierze udział w indukcji kondensacji chromatyny. W komórkach 3T3-L1 poddanych traktowa­niu ajoenem zaobserwowano wzrost poziomu reaktywnych form tlenu, co dowodzi, że indukcja apoptozy adipocytów przez ajoen jest inicjowana przez generację wolnych rod­ników, która prowadzi do aktywacji AMPK, degradacji PARP-1, translokacji AIF i fragmentacji DNA. Ajoen re­dukuje także liczbę komórek tłuszczowych wpływając na obniżenie ich proliferacji [49].
Gallokatechina (GC), epigallokatechina (EGC), galusan epikatechiny (ECG) i galusan epigallokatechiny(EGCG) w stężeniu 5 µM obniżają wewnątrzkomórkową akumula­cję lipidów w komórkach tłuszczowych odpowiednio do 67, 77, 75 i 84% w porównaniu do kontroli (100%). Przy daw­ce 30 µM CG, EGC i EGCG zawartość tłuszczu w komór­kach obniżyła się do 33, 34 i 47%. CG i EGC zahamowały także aktywność GPDH o 32 i 39% w porównaniu do ak­tywności komórek kontrolnych. Katechiny hamowały eks­presję głównych czynników transkrypcyjnych we wczesnej fazie różnicowania, takich jak PPARγ i C/EBPα, oraz eks­presję transportera glukozy GLUT 4 w późnej fazie pro­cesu różnicowania. Katechiny nie wpływały na stan fos­forylacji oraz szlak sygnałowy insuliny. Spożycie zielonej herbaty może więc zapobiegać otyłości bez ryzyka wystą­pienia działań niepożądanych, cytotoksyczności i redukcji wrażliwości na insulinę [9].
Rozkład triglicerydów w adipocytach z uwolnieniem gli­cerolu i kwasów tłuszczowych jest bardzo ważny w regu­lacji homeostazy energetycznej. Oprócz hamowania adi­pogenezy kilka naturalnych związków stymuluje lipolizę w komórkach tłuszczowych. Preadipocyty nie mają aktyw­ności lipolitycznej aż do różnicowania w dojrzałe adipo­cyty. Procyjanidyny z nasion winogron stymulują lipoli­zę w komórkach 3T3-L1 poprzez wzrost poziomu cAMP i PKA. Procyjanidyny obniżają aktywność dehydrogena­zy glicerolo-3-fosforanowej (GPDH) markera procesu róż­nicowania oraz powodują, że komórki 3T3-L1 kumulują mniej tłuszczu wewnątrz cytoplazmy [33,34].
Ostatnie badania dowodzą, że antocyjany, duża grupa barw­ników roślinnych występująca m.in. w owocach, warzy­wach i czerwonym winie może także stanowić znakomite źródło naturalnych związków w terapii otyłości i chorób z nią powiązanych. Dowiedziono już, że antocyjany są sil­nymi antyoksydantami i działają przeciwzapalnie. Obecnie wiemy, że antocyjany obniżają ekspresję wielu adipocyto­kin, np. IL-6 czy PAI-1(plasminogen activator inhibitor-1). Antocyjany indukują ekspresję genu adiponektyny i akty­wują kinazę AMPK w adipocytach [46].
Berberyna składnik Cortidis rhizoma hamuje różnico­wanie i mitotyczną klonalną ekspansję preadipocytów 3T3-L1 w sposób zależny od czasu i dawki. Obniża trans­krypcję mRNA i poziom białek czynników powiązanych z procesem adipogenezy np. PPARγ i C/EBPα oraz ich regulatorów. Także inne markery zaangażowane w różni­cowanie adipocytów, takie jak aP2 (adipocyte fatty acid - binding protein), CD36, LPL są hamowane przez ber­berynę. Badacze zaobserwowali, że PPARα,β/δ,γ oraz C/EBPα są silnie hamowane przez berberynę na poziomie transkrypcyjnym. Stężenie mRNA PPARγ było zreduko­wane o 98%, stężenie białka PPARg wykazywało podob­ne zmiany. Nadekspresja PPARγ indukuje różnicowanie adipocytów w komórkach 3T3-L1. Supresja PPARγ blo­kuje adipogenezę i lipogenezę [19].
Kim i wsp. przebadali 18 różnych związków stilbeno­wych pod kątem hamowania adipogenezy. Sześć związ­ków wykazało działanie antyadipogenne: stilbesterol, 3,5,4'-trimetoksystilben, resweratrol, ampelopsin A, viti­sin A i vitisin B. Najefektywniej z wszystkich działał viti­sin A z IC50=5,0 µM. W stężeniu 10 µM vitisin A prawie całkowicie zahamował proces różnicowania komórek tłusz­czowych. Vitisin A, pochodna resweratrolu hamuje różni­cowanie adipocytów, zmniejsza akumulację tłuszczu, eks­presję PPARγ i blokuje cykl komórkowy w fazie G1/S, a to powoduje pozostanie komórek w stadium preadipocytów. Vitisin A zwiększa ekspresję p21 i redukuje poziom fos­forylacji Rb, co jest główną przyczyną zatrzymania cyklu komórkowego w fazie G1 [23].
Frakcja oleju palmowego bogata w tokotrienol - TRF tłumi indukowaną insuliną ekspresję mRNA genów swoistych dla komórek tłuszczowych, takich jak PPARγ, aP2 i C/EBPα. Aby potwierdzić supresyjne działanie TRF zbadano wpływ głównych komponentów frakcji, takich jak α-tokotrienol, γ-tokotrienol i α-tokoferol na proces różnicowania komórek tłuszczowych. α-tokotrienol i γ-tokotrienol znacznie obni­żyły zaindukowaną insuliną ekspresję PPARγ o 55 i 90%, podczas gdy α-tokoferol zwiększył ją. Dodatkowo γ-to­kotrienol wpływał hamująco na ekspresję aP2 i C/EBPα, ograniczył akumulację triglicerydów w komórkach 3T3-L1 i obniżył stężenie białka PPARγ w porównaniu do kontroli. γ-tokotrienol zahamował stymulowaną insuliną fosforylację Akt. Antyadipogenne działanie TRF zależy więc od α-to­kotrienolu i γ-tokotrienolu, przy czym γ-tokotrienol wyda­je się silniejszym inhibitorem adipogenezy niż α-tokotrie­nol. Witamina E (tokotrienol) obficie występuje w ziarnach zbóż, soi, jęczmieniu, owsie, otrębach ryżowych i oleju pal­mowym. Tokotrienole mogą zapobiegać otyłości poprzez supresję różnicowania preadipocytów w adipocyty, moż­na by więc uznać je za witaminy antyadipogenne, jednak należałoby to działanie udowodnić także na ludziach [47].
Lek ziołowy o nazwie SH21B to kompozycja kilku ziół stosowana w tradycyjnej medycynie koreańskiej do lecze­nia otyłości. Składa się z 7 ziół: Scutellaria baicalensis Georgi, Prunus Armeniach Maxim, Ephedra sinica Stapf, Acorus gramineus Soland, Typha orientalia Presl, Polygala tenuifolia Willd i Nelumbonucifera Gaestner. Mimo stoso­wania nigdy nie przebadano mechanizmu działania leku. W 2010 r. Lee i wsp. zbadali mechanizm działania tego spe­cyfiku na linii komórkowej 3T3-L1. SH21B zapobiega aku­mulacji tłuszczu w komórkach tłuszczowych oraz znacznie zmniejsza ekspresję głównych czynników transkrypcyj­nych zaangażowanych w proces adipogenezy, czego rezul­tatem jest spadek aktywności i liczby enzymów, które biorą udział w transporcie, wykorzystaniu i syntezie lipidów [26].
Ekstrakt wytwarzany z drożdży Monascus purpureus sfer­mentowanych na ryżu (powszechnie stosowana w kuch­ni chińskiej przyprawa - czerwony ryż drożdżowy) w ko­mórkach 3T3-L1 znacząco zmniejsza aktywność GPDH i akumulację lipidów w sposób zależny od dawki. Poziom ekspresji mRNA PPARγ i C/EBPα został znacznie obni­żony w komórkach traktowanych ekstraktem. Ekstrakt ha­mował ekspresję PPARγ także na poziomie białka oraz ograniczał ekspresję aP2 i leptyny. Duże dawki ekstraktu (2 mg/ml) zmniejszyły aktywność GPDH i zawartość li­pidów w komórkach o 93 i 86% w porównaniu do kontro­li, nie działając toksycznie na komórki w tej dawce, na­tomiast ekspresja C/EBPα i PPARγ zmniejszyła się o 55 i 37%. Ekspozycja komórek 3T3-L1 na ekstrakt obniżyła ekspresję mRNA aP2 o 52%, natomiast redukcja ekspre­sji leptyny wyniosła 51% [21].
Glukozamina to biopolimer pozyskiwany z chityny, skład­nika skorup zwierząt morskich, takich jak kraby i krewet­ki. Siarczan glukozaminy redukuje zawartość triglicery­dów i zwiększa sekrecję glicerolu w adipocytach w sposób zależny od dawki. Glukozamina obniża ekspresję genów aP2, FAS (fatty acid synthase), LPL, ACS1(acetyl-CoA synthase 1) oraz leptyny. Komórki 3T3-L1 w obecności glukozaminy aktywują AMPKα i β, a także jej substrat karboksylazę acetylo-CoA (ACC). Aktywacja AMPK pro­wadzi do zahamowania lipogenezy i syntezy triglicery­dów w adipocytach. Glukozamina w zależności od dawki zmniejsza transkrypcję oraz ekspresję białek PPARγ, C/EBPα i SREBP-1c [25]. Badania ostatnich lat wskazują, że głównym czynnikiem transkrypcyjnym, z którym insu­lina aktywuje ekspresję genów enzymów lipogennych jest SREBP-1c. SREBP-1c występuje w komórkach wielu róż­nych tkanek i narządów, ale szczególnie wysoki poziom ekspresji jest w wątrobie, tkance tłuszczowej, nadnerczach i mózgu. Działanie czynnika SREBP-1c (w przeciwieństwie do dwóch innych głównych izoform: SREBP-2 i SREBP-1a) jest ograniczone do regulacji ekspresji genów kodują­cych białka związane z biosyntezą kwasów tłuszczowych i triglicerydów. Jednakże zarówno badania in vitro jak i in vivo wskazują, że SREBP-1c nie jest jedynym czyn­nikiem niezbędnym do pełnej indukcji genów enzymów lipogennych w odpowiedzi na dietę bogatą w węglowo­dany [41] (tab. 2).
Tabela 2. Wpływ naturalnych związków na komórki tłuszczowe linii 3T3-L1

Badania nad synergistycznym oddziaływaniem aktyw­nych związków na komórki tłuszczowe sugerują, że pożą­dany efekt można osiągnąć stosując niższe dawki dwóch lub więcej składników i tym samym zmniejszyć poten­cjalną toksyczność.
Resweratrol i kwercetyna w stężeniu 25 µM ograniczyły wewnątrzkomórkową akumulację lipidów w dojrzałych adipocytach 3T3-L1 o 9,4±3,9% w przypadku resweratro­lu i o 15,9±2,5% w przypadku kwercetyny. Traktowanie adipocytów jednocześnie kombinacją obu w stężeniu 25 µM zmniejszyło akumulację lipidów w komórkach aż o 68,6±0,7%. Resweratrol i kwercetyna znacząco zmniej­szyły także ekspresję PPARγ i C/EBPα. W dawce 100 µM resweratrol zmniejszył proliferację dojrzałych adi­pocytów o 18,1±0,6%, natomiast kwercetyna o 15,8±1%, oba związki zwiększyły apoptozę komórek po 48 godzi­nach ekspozycji odpowiednio o 120,5±8,3% i 85,3±10%. Traktowanie komórek adipocytów jednocześnie kombi­nacją obu obniżyło żywotność o 73,5±0,9% i zwiększyło apoptozę o 310,3±9,6%. W komórkach poddanych dzia­łaniu obu związków zwiększył się wypływ cytochromu c z mitochondriów do cytoplazmy a zmniejszyła fosforyla­cja kinazy białkowej ERK1/2 [50].
Guggulsteron(GS), fitosterol wyizolowany z rośliny Commiphora mukul oraz 1,25-dihydroksywitamina D3 hamują akumulację lipidów w komórkach 3T3-L, a kombi­nacja obu znacznie zwiększa ten efekt. Witamina 1,25(OH)2 D3 indukuje apoptozę komórek tłuszczowych, podczas gdy guggulsteron nie wywołuje takiego efektu. Natomiast trak­towanie komórek tłuszczowych dwoma składnikami na­sila proces apoptozy bardziej niż pojedyncze składniki. Badacze sugerują, że guggulsteron zwiększa właściwości proapoptotyczne i antyadipogenne witaminy D3 w różni­cujących preadipocytach 3T3-L1. Witamina D3 w stężeniu 0,5 µM i GS w stężeniu 3,12 µM dodane do hodowli ko­mórek tłuszczowych indywidualnie zmniejszyły akumu­lacje lipidów o 29,3±3,4% i 29,7±2,7%, natomiast dodane do hodowli jednocześnie spowodowały spadek akumulacji lipidów o 88,1±0,8%. Witamina D3 zwiększyła apoptozę o 18,4±2,3%, podczas gdy GS nie wpływał znacząco na proces apoptozy. Kombinacja obu zwiększyła apoptozę ko­mórek tłuszczowych o 47,1±5,8%. Dalsze analizy wykaza­ły, że witamina D3 w stężeniu 0,5 µM znacznie zmniejsza ekspresję PPARγ, C/EBPα i aP2 o 46,2±4,4%, 46,3±3,4 i 27,2±4,8%. Sam guggulsteron nie wywołał takiej zmiany, natomiast oba związki nasiliły ten efekt, zmniejszając eks­presję PPARγ i C/EBPα o 55,7±1,4% i 50,5±2,3%, w przy­padku aP2 obniżenie ekspresji wyniosło 50,8±5,3% [36].
Rezultatów badań in vitro na komórkach tłuszczowych nie można bezpośrednio ekstrapolować na efekty kliniczne, pomagają one jednak wyjaśnić różne molekularne mecha­nizmy, na które naturalne produkty wpływają.
Podsumowanie
Gwałtowna zmiana trybu życia, szeroka dostępność poży­wienia, industrializacja, ograniczenie aktywności fizycz­nej spowodowała, że ludzie są narażeni na stałą ekspozy­cję na naturalne ligandy PPARγ. Ich aktywacja prowadzi do wzmożonej adipogenezy, gromadzenia kwasów tłusz­czowych i dodatniego bilansu energetycznego, co uważa się za jedną z przyczyn dramatycznego rozpowszechnie­nia otyłości i cukrzycy typu 2. Obecnie główne strategie przeciwdziałania otyłości można podzielić na 4 katego­rie: redukcja spożycia, blokowanie absorpcji pożywienia, zwiększanie termogenezy oraz modulowanie metaboli­zmu tłuszczy i białek. Blokowanie różnicowania adipo­cytów jest strategią nieujętą w tych kategoriach, ponieważ moduluje akumulację tłuszczu. Różnorodne związki bio­aktywne występujące w pożywieniu wpływają na różne etapy cyklu życiowego komórki tłuszczowej, ogranicza­jąc różnicowanie, zmniejszając lipogenezę, zwiększając lipolizę i indukując apoptozę w komórkach tłuszczo­wych. Hamowanie różnicowania adipocytów jest powią­zane z zapobieganiem otyłości, jednak kompletna inhibi­cja różnicowania jest niekorzystna dla ludzkiego zdrowia, ponieważ adipocyty odgrywają ważną fizjologicznie rolę w metabolizmie tłuszczy, utrzymaniu równowagi energe­tycznej organizmu i sekrecji adipocytokin. Dlatego waż­ne jest określenie takiej „dawki" produktu, która będzie działała umiarkowanie hamująco na proces różnicowania adipocytów, a właśnie aktywne związki z naturalnych źró­deł mogłyby być pomocne w prewencji otyłości znacz­nie ograniczając działania niepożądane. Dzięki badaniom in vitro coraz lepiej rozumiemy mechanizmy komórko­we prowadzące do zaburzeń czynności tkanki tłuszczo­wej, które wynikają z wewnątrzkomórkowego nagroma­dzenia lipidów, stresu oksydacyjnego, insulinooporności, zmian w sekrecji adipokin i mediatorów stanu zapalne­go. Badania doświadczalne in vitro powinny być prowa­dzone równolegle z pracami klinicznymi in vivo, ponie­waż tylko takie zestawienie technik badawczych pozwoli na osiągnięcie wiarygodnych rezultatów służących cho­rym z otyłością.
PIŚMIENNICTWO
[1] Ahima R.S., Flier J.S.: Adipose tissue as an endocrine organ. Trends Endocrinol. Metab., 2000; 11: 327-332
[PubMed]  
[2] Ahn J., Lee H., Kim S., Park J., Ha T.: The anti-obesity effect of quercetin is mediated by the AMPK and MAPK signaling pathways. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2008; 373: 545-549
[PubMed]  
[3] Branca F., Nikogosian H., Lobstein T.: The challenge of obesity in the WHO European region and the startegies for response. WHO 2007
[4] Calle E.E., Kaaks R.: Overweight, obesity and cancer: epidemiological evidence and proposed mechanisms. Nat. Rev. Cancer, 2004; 4: 579-591
[PubMed]  
[5] Chien P.J., Chen Y.C., Lu S.C., Sheu F.: Dietary flavonoids suppress adipogenesis in 3T3-L1 preadipocyte. J. Food Drug Anal., 2005; 13: 168-175
[6] Dytfeld J., Horst-Sikorska W.: Znaczenie receptorów aktywowanych proliferatorami peroksysomów γ (PPARγ) w fizjologii i patologii człowieka. Przegląd Kardiodiabetologiczny 2009; 4: 187-191
[7] Feve B.: Adipogenesis: cellular and molecular aspects. Best Pract. Res. Clin. Endocrinol. Metab., 2005; 19: 483-499
[PubMed]  
[8] Furukawa S.., Fujita T, Shimabukuro M., Iwaki M., Yamada Y., Nakajima Y., Nakayama O., Makishima M., Matsuda M., Shimomura I.: Increased oxidative stress in obesity and its impact on metabolic syndrome. J. Clin. Invest., 2004; 114: 1752-1761
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[9] Furuyashiki T., Nagayasu H., Aoki Y., Bessho H., Hashimoto T., Kanazawa K., Ashida H.: Tea catechin suppresses adipocyte differentiation accompanied by down-regulation of PPARγ2 and C/EBPα in 3T3-L1 cells. Biosci. Biotechnol. Biochem., 2004; 68: 2353-2359
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[10] Główny Urząd Statystyczny. Stan zdrowia ludności Polski w przekroju terytorialnym w 2004. Warszawa 2007
http://www.stat.gov.pl/cps/rde/xbcr/gus/PUBL_stan_zdrowia_2004_teryt.pdf
[11] Green H., Kehinde O.: Sublines of mouse 3T3 cells that accumulate lipid. Cell, 1974; 1: 113-116
[12] Gurnell M.: Peroxisome proliferator-activated receptor gamma and the regulation of adipocyte function: lessons from human genetic studies. Best Pract. Res. Clin. Endocrinol. Metab., 2005; 19: 501-523
[PubMed]  
[13] Gutierrez D.A., Puglisi M.J., Hasty A.H.: Impact of increased adipose tissue mass on inflammation, insulin resistance, and dyslipidemia. Curr. Diab. Rep., 2009; 9: 26-32
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[14] Hamm J.K., Park B.H., Farmer S.R.: A role for C/EBPβ in regulating peroxisome proliferator-activated receptor γ activity during adipogenesis in 3T3-L1 preadipocytes. J. Biol. Chem., 2001; 276: 18464-18471
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[15] Harmon A.W., Harp J.B.: Differential effects of flavonoids on 3T3-L1 adipogenesis and lipolysis. Am. J. Physiol. Cell Physiol., 2001; 280: C807-C813
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[16] Hsu C.L., Huang S.L., Yen G.C.: Inhibitory effect of phenolic acid on the proliferation of 3T3-L1 preadipocytes in relation to their antioxidant activity. J. Agric. Food Chem., 2006; 54: 4191-4197
[PubMed]  
[17] Hsu C.L., Yen G.C.: Phenolic compounds: evidence for inhibitory effects against obesity and their underlying molecular signaling mechanisms. Mol. Nutr. Food Res., 2008; 52: 53-61
[PubMed]  
[18] Hsu C.L., Yen G.C.: Effects of capsaicin on induction of apoptosis and inhibition of adipogenesis in 3T3- L1 cells. J. Agric. Food Chem., 2007; 55: 1730-1736
[PubMed]  
[19] Huang C., Zhang Y.I., Gong Z., Sheng X.I.A., Li Z., Zhang W., Qin Y.: Berberine inhibits 3T3-L1 adipocyte differentiation through the PPARγ pathway. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2006; 348: 571-578
[PubMed]  
[20] Hwang J.T., Park I.J., Shin J.I., Lee Y.K., Lee S.K., Baik H.W., Ha J., Park O.J.: Genistein, EGCG, and capsaicin inhibit adipocyte differentiation process via activating AMP-activated protein kinase. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2005; 338: 694-699
[PubMed]  
[21] Jeon T., Hwang S.G., Hirai S., Matsui T., Yano H., Kawada T., Lim B.O., Park D.K.: Red yeast rice extracts suppress adipogenesis by down-regulating adipogenic transcription factors and gene expression in 3T3-L1 cells. Life Sci., 2004; 75: 3195-3203
[PubMed]  
[22] Kamińska K., Bogacka I., Wasielak M., Bogacki M.: Receptory aktywowane przez proliferatory peroksysomów i ich rola w rozrodzie. Medycyna Wet., 2008; 64: 533-536
[Abstract]  [Full Text PDF]  
[23] Kim S.H., Park H.S., Lee M.S., Cho Y.J., Kim Y.S., Hwang J.T., Sung M.J., Kim M.S., Kwon D.Y.: Vitisin A inhibits adipocyte differentiation through cell cycle arrest in 3T3-L1 cells. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2008; 372: 108-113
[PubMed]  
[24] Kliewer S.A., Xu H.E., Lambert M.H., Willson T.M.: Peroxisome proliferator-activated receptors: from genes to physiology. Recent Prog. Horm. Res., 2001; 56: 239-263
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[25] Kong C.S., Kim J.A., Kim S.K.: Anti-obesity effect of sulfated glucosamine by AMPK signal pathway in 3T3-L1 adipocytes. Food Chem. Toxicol., 2009; 47: 2401-2406
[PubMed]  
[26] Lee H., Kang R., Yoon Y.: SH21B, an anti-obesity herbal composition, inhibits fat accumulation in 3T3-L1 adipocytes and high fat diet-induced obese mice through the modulation of the adipogenesis pathway. J. Ethnopharmacol., 2010; 127: 709-717
[PubMed]  
[27] Lefterova M.I., Lazar M.A.: New developments in adipogenesis. Trends Endocrinol. Metab., 2009; 3: 107-114
[PubMed]  
[28] Lehrke M., Lazar M.A.: The many faces of PPARγ. Cell, 2005; 123: 993-999
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[29] Mark D.H.: Deaths attributable to obesity. JAMA, 2005; 293: 1918-1919
[PubMed]  
[30] Olszanecka-Glinianowicz M., Zahorska-Markiewicz B.: Otyłość jako choroba zapalna. Postępy Hig. Med. Dośw., 2008; 62: 249-257
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[31] Owecki M.: Otyłość epidemią XXI wieku. Przegląd Kardiodiabetologiczny, 2009; 4.1: 36-41
[32] Peterson J., Dwyer J.: Flavonoids: dietary occurrence and biochemical activity. Nutr. Res., 1998; 18: 1995-2018
[33] Pinent M., Blade M.C., Salvado M.J., Arola L., Ardevol A.: Intracellular mediators of procyanidin-induced lipolysis in 3T3-L1 adipocytes. J. Agric. Food Chem., 2005; 53: 262-266
[PubMed]  
[34] Pinent M., Blade M.C, Salvado M.J., Arola L., Hackl H., Quackenbush J., Trajanoski Z., Ardevol A.: Grape-seed derived procyanidins interfere with adipogenesis of 3T3-L1 cells at the onset of differentiation. Int. J. Obes., 2005; 29: 934-941
[PubMed]  
[35] Poulos S.P., Hausman D.B., Hausman G.J.: The development and endocrine functions of adipose tissue. Mol. Cell. Endocrinol., 2010; 323: 20-34
[PubMed]  
[36] Rayalam S., Della-Fera M.A., Ambati S., Boyan B., Baile C.A.: Enhanced effects of guggulsterone plus 1,25(OH)2D3 on 3T3-L1 adipocytes. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2007; 364: 450-456
[PubMed]  
[37] Rayalam S., Della-Fera M.A., Baile C.A.: Phytochemicals and regulation of the adipocyte life cycle. J. Nutr. Biochem., 2008; 19: 717-726
[PubMed]  
[38] Rosen E.D., Spiegelman B.M.: Adipocytes as regulators of energy balance and glucose homeostasis. Nature, 2006; 444: 847-853
[PubMed]  
[39] Sadowski H.B., Wheeler T.T., Young D.A.: Gene expression during 3T3-L1 adipocyte differentiation. J. Biol. Chem., 1992; 267: 4722-4731
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[40] Shimomura I., Funahashi T., Takahashi M., Maeda K., Kotani K., Nakamura T., Yamashita S., Miura M., Fukusa Y., Takemura K., Tokunaga K., Matsuzawa Y.: Enhanced expression of PAI-1 in viceral FAT: possible contributor to vascular disease in obesity. Nat. Med., 1996; 2, 800-803
[PubMed]  
[41] Stoeckman A.K., Towle H.C.: The role of SREBP-1c in nutritional regulation of lipogenic enzyme gene expression. J. Biol. Chem., 2002; 277: 27029-27035
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[42] Takahashi T., Tabuchi T., Tamaki Y., Kosaka K., Takikawa S., Satoh T.: Carnosic acid and carnosol inhibit adipocyte differentiation in mouse 3T3-L1 cells through induction of phase2 enzymes and activation glutathione metabolism. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2009; 382: 549-554
[PubMed]  
[43] Tontonoz P., Spiegelman B.M.: Fat and beyond: the diverse biology of PPARγ. Annu. Rev. Biochem., 2008; 77: 289-312
[PubMed]  
[44] Trayhurn P., Beattie J.H.: Physiological role of adipose tissue: white adipose tissue as an endocrine and secretory organ. Proc. Nutr. Soc., 2001; 60: 329-339
[PubMed]  
[45] Tsuda H., Ohshima Y., Nomoto H., Fujita K., Matsuda E., Iigo M., Takasuka N., Moore M.A.: Cancer prevention by natural compounds. Drug Metab. Pharmacokinet., 2004; 19: 245-263
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[46] Tsuda T.: Regulation of adipocyte function by anthocyanins: possibility of preventing the metabolic syndrome. J. Agric. Food Chem., 2008; 56: 642-646
[PubMed]  
[47] Uto-Kondo H., Ohmori R., Kiyose C., Kishimoto Y., Saito H., Igarashi O., Kondo K.: Tocotrienol suppresses adipocyte differentiation and Akt phosphorylation in 3T3-L1 preadipocytes. J. Nutr., 2009; 139: 51-57
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[48] Yang J.Y., Della-Fera M.A., Hartzell D.L., Nelson-Dooley C., Hausman D.B., Baile C.A.: Esculetin induces apoptosis and inhibits adipogenesis in 3T3-L1 cells. Obesity, 2006; 14: 1691-1699
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[49] Yang J.Y., Della-Fera M.A., Nelson-Dooley C., Baile C.A.: Molecular mechanisms of apoptosis induced by ajoene in 3T3-L1 adipocytes. Obesity, 2006; 14: 388-397
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[50] Yang J.Y., Della-Fera M.A., Rayalam S., Ambati S., Hartzell D.L., Park H.J., Baile C.A.: Enhanced inhibition of adipogenesis and induction of apoptosis in 3T3-L1 adipocytes with combinations of resveratrol and quercetin. Life Sci., 2008; 82: 1032-1039
[PubMed]  
Autorka deklaruje brak potencjalnych konfliktów interesów.