Postepy Hig Med Dosw. (online), 2011; 65: 414-426
Review
Full Text PDF  

Wpływ czynników transkrypcyjnych na różnicowanie limfocytów T CD4+
The influence of transcription factors on CD4+ T cell differentiation
Kalina Świst1  , Elżbieta Pajtasz-Piasecka2  
1Politechnika Wrocławska
2Instytut Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN im. L. Hirszfelda we Wrocławiu
Adres do korespondencji
dr Elżbieta Pajtasz-Piasecka, Instytut Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN im. L. Hirszfelda, ul. Weigla 12, 53-114 Wrocław; e-mail: pajtasz@iitd.pan.wroc.pl

Otrzymano:  2011.03.30
Zaakceptowano:  2011.05.25
Opublikowano:  2011.06.21

Streszczenie
Wśród limfocytów T można wyodrębnić populacje komórek o wielorakich funkcjach i odmien­nych szlakach różnicowania. Najbardziej zróżnicowaną grupę tworzą komórki mające na swojej powierzchni koreceptor CD4. Pod wpływem zmian indukowanych przez takie cytokiny jak IL-4, IFN-γ, IL-10 lub TGF-β w mikrośrodowisku różnych tkanek, limfocyty T CD4+ mogą różnico­wać się do subpopulacji pełniących w organizmie funkcje pomocnicze, regulatorowe/supresoro­we (Th1, Th2, Th9, Th17, Th22, Tfh, iTreg i Tr1). W ukierunkowaniu zróżnicowania tych limfo­cytów główną rolę odgrywają czynniki transkrypcyjne. Najważniejsze z nich to T-bet, GATA3, RORgt, FOXP3, AHR oraz c-Maf. Przyłączenie cytokiny przez swoisty receptor aktywuje bo­wiem czynniki transkrypcyjne i inne białka oddziałujące z DNA, zmiany epigenetyczne, umożli­wiając w ten sposób odczyt odpowiedniej informacji genetycznej. Plastyczność różnicowania się komórek CD4+ jest efektem dynamicznej równowagi między ich pierwotnym zaangażowaniem i łatwością przystosowania się w obliczu zmian otoczenia. Co więcej, fenotypowe i funkcjonal­ne granice pomiędzy poszczególnymi subpopulacjami okazują się płynne. Wpływ czynników środowiskowych na aktywację mechanizmów odpowiedzialnych za przekształcanie się limfocy­tów T CD4+ w funkcjonalnie dojrzałe komórki okazuje się zatem znacznie bardziej złożone niż uważano początkowo.
Słowa kluczowe: limfocyty CD4+ • czynniki transkrypcyjne • różnicowanie limfocytów T


Summary
A number of distinguished populations with manifold functions and various pathways of diffe­rentiation have been identified within T lymphocytes. The cells expressing CD4 coreceptor on their cell surface are the most varied group. Depending on changes in different tissue microenvi­ronments induced by such cytokines as IL-4, IFN-γ, IL-10 or TGF-β, CD4+ T lymphocytes can differentiate into alternative subpopulations performing helper, regulatory/suppressor function (Th1, Th2, Th9, Th17, Th22, Tfh, iTreg and Tr1). In the direction of lineage differentiation of these lymphocytes, transcription factors play the key role. The most important of them are T-bet, GATA3, RORgt, FOXP3, AHR and c-Maf. A cytokine binding to a specific receptor activates the transcription factors, other DNA-binding proteins, and epigenetic alterations, enabling the trans­cription of proper genetic information. The plasticity of CD4+ cell differentiation seems to be in dynamic balance between initial commitment and flexibility of these cells in the face of a chan­ging environment. Even more, phenotypical and functional borders between particular subpopu­lations have turned out to be fluent. Then, the influence of extrinsic factors on the activation of mechanisms responsible for conversion of CD4+ T lymphocytes into functional mature cells ap­pears to be more complicated than was previously thought.
Key words: CD4+ cells • transcription factors • T cell differentiation




Wykaz skrótów:
AHR - receptor wodorowęglanu arylu (aryl hydrocarbon receptor); APC - komórka prezentująca antygen (antigen presenting cell); ARNT - translokator receptora wodorowęglanu arylu (aryl hydrocarbon receptor nuclear translocator); CLP - wspólna komórka progenitorowa limfopoezy (common lymphocyte progenitor); CNS - konserwatywna sekwencja niekodująca (conserved non-coding sequence); Co-SMAD - wspólny mediator SMAD (co-mediator SMAD); CTFC - czynnik wiążący CCCTC (CCCTC-binding factor); CTLA-4 - antygen CTLA-4 (cytotoxic T-lymphocyte antigen 4); DC - komórka dendrytyczna (dendritic cell); FOXP3 - czynnik transkrypcyjny FOXP3 (forkhead box P3); GAS - miejsce aktywowane przez IFN-γ (IFN-γ-activated site); Gfi-1 - niezależny czynnik wzrostu 1 (growth factor independent 1); HAT - acetylotransferaza histonów (histone acetylotransferase); HDAC - deacetylaza histonów (histone deacetylase); HLX - czynnik transkrypcyjny HLX (H2.0-like homebox); HS - miejsce wrażliwe na działanie DNazy I (DNase hipersensitive site); ICOS - kostymulujący receptor ICOS (inducible co-stimulator); IFN-γ - interferon gamma (interferon gamma); IFN-γR - receptor IFN-γ (interferon gamma receptor); IRF4 - czynnik transkrypcyjny IRF4 (interferon regulatory factor 4); ISRE - miejsce stymulowane przez IFN-γ (interferon stimulated response element); JAK, TYK - kinazy Janusa (Janus kinases); LCR - rejon kontrolujący locus (locus control region); MAPK - kinaza MAPK (mitogen-activated protein kinase); PI3K - kinaza PI3K (phosphatidylinositol 3-kinase); MHC - główny układ zgodności tkankowej (major histocompatibility complex); miRNA - mikro RNA (micro RNA); NFAT - jądrowy czynnik aktywowanych komórek T (nuclear factor of activated T cells); NFB - czynnik transkrypcyjny NF-κB (nuclear factor κB); NK - komórka NK (natural killer); RBPJ - białko RBPJ (recombination-signal-binding protein for immunoglobulin-κ J region); RHS - miejsce wrażliwe na działanie białka Rad50 (Rad50 hipersensitive site); RORα - receptor jądrowy RORα (retinoic-acid-receptor-related orphan receptor-α); RORγt - receptor jądrowy RORγt (retinoic-acid-receptor-related orphan receptor-γt); R-SMAD - białko SMAD regulowane receptorem (receptor-regulated SMAD); RUNX3 - czynnik transkrypcyjny RUNX3 (runt-related transcription factor); SCF - czynnik komórek macierzystych (stem cell factor); SOCS3 - inhibitor SOCS3 (suppressor of cytokine signaling-3); STAT - białko pełniące rolę transduktora sygnału i aktywatora transkrypcji (signal transducer and activator of transcription); T-bet - czynnik transkrypcyjny T-bet (T-box transcription factor); TCR - receptor limfocytów T (T-cell receptor); Tfh - folikularny limfocyt T pomocniczy (T folicular helper cell); TGF-β - transformujący czynnik wzrostu β (transforming growth factor β); Th - pomocnicza komórka T (T-helper); TNF - czynnik martwicy nowotworu (tumor necrosis factor); Treg - regulatorowy limfocyt T (regulatory T cell).
Zróżnicowanie limfocytów TCD4+ w ujęciu klasycznym i nowoczesnym
Początkowy podział dojrzałych limfocytów T grasiczoza­leżnych opierał się na ekspresji ko-receptorów CD4 i CD8. W 1989 r. dwóch amerykańskich naukowców T. Mossman i R. Coffman wykazało, że mysie limfocyty T CD4+, pod wpływem odpowiednich cytokin, różnicują się do komórek kierujących odpowiedź immunologiczną na drogę komór­kową lub humoralną [24]. Komórki te nazwano limfocy­tami pomocniczymi (Th, T-helper) - odpowiednio Th1 i Th2. Za kryterium podziału przyjęto rodzaj cytokiny wy­dzielanej przez te komórki. Pierwszemu typowi limfocy­tów pomocniczych, wytwarzającemu interferon gamma (IFN-γ) przypisano odpowiedź na czynniki wewnątrzko­mórkowe (wirusy, nowotwory). Typ drugi, wydzielający interleukinę 4 (IL-4) miał być odpowiedzialny za reakcję na patogeny zewnątrzkomórkowe (bakterie, grzyby, pier­wotniaki, pasożyty). W krótkim czasie przyjęto, że mysi wzorzec, w którym rodzaj wydzielanej cytokiny decydo­wał o właściwościach komórki, może także odzwierciedlać procesy zachodzące w organizmie ludzkim.
W ciągu ostatnich kilkunastu lat okazało się, że „para­dygmat Th1/Th2" (Th1/Th2 paradigm) nie odzwiercie­dla w pełni skomplikowanego systemu funkcjonującego w ludzkim organizmie [17]. Okazało się też, że oddziały­wania między poszczególnymi subpopulacjami komórek T CD4+ są znacznie bardziej skomplikowane niż początko­wo zakładali Mossman i Coffman. Relacje te są zarówno antagonistyczne, jak i agonistyczne. Dalsza analiza sieci oddziaływań międzykomórkowych oraz różnicowania ko­mórek i polaryzacji odpowiedzi indukowanej przez cytoki­ny, doprowadziły do wyodrębnienia kolejnych subpopula­cji limfocytów T CD4+. Różnią się one wieloma cechami, w tym: wrażliwością na obecność cytokin w mikrośrodo­wisku, wewnątrzcytoplazmatycznymi białkami oddziału­jącymi z komórkowym DNA, podatnością na modyfika­cje epigenetyczne, poziomem pobudzenia prowadzącym do wydzielania cytokin lub ekspresją receptorów zasiedlania (homing receptors). Tak więc, pod wpływem zmian w mi­krośrodowisku limfocyty CD4+ mogą zróżnicować się do subpopulacji, takich jak Th1, Th2, ale również - komórek regulatorowych (Treg i Tr1), komórek odpowiedzialnych za stany zapalne, alergiczne (Th9, Th17, Th22) lub foliku­larne limfocyty pomocnicze (T folicular helper cell, Tfh), a w specyficznych warunkach - ulegać konwersji funkcjo­nalnej (np. od Th1 do Th2 [35]).
Kluczową rolę w ukierunkowaniu rozwoju limfocytów T CD4+ pełnią aktywowane przez cytokiny czynniki trans­krypcyjne, odpowiadające za ekspresję genów, charaktery­stycznych dla poszczególnych subpopulacji tych komórek. Jednak, niezależnie od rodzaju rozpatrywanej subpopu­lacji, komórki T CD4+ uczestniczą w poszczególnych etapach każdej reakcji odpornościowej - począwszy od odpowiedzi przeciwmikrobiologicznej, przeciwpasożyt­niczej, przeciwnowotworowej, a skończywszy na choro­bach autoimmunizacyjnych.
Czynniki biorące udział w polaryzacji limfocytów CD4+
Cytokiny są głównymi czynnikami wpływającymi na po­laryzację odpowiedzi limfocytów T. Wydzielane przez wiele komórek organizmu (zwłaszcza przez komórki pre­zentujące antygen, APC), uczestniczą w aktywacji limfo­cytów CD4+ w charakterze tzw. „trzeciego sygnału" [33]. Wspomagają bowiem proces stymulacji antygenowej lim­focytów T odbywającej się w wyniku bezpośredniego kon­taktu kompleksu składającego się z peptydu (antygenu) i cząsteczki głównego układu zgodności tkankowej (pep­tyd-MHC) oraz cząsteczek sygnałowych obecnych na APC z ich kontrpartnerami i receptorem antygenu na lim­focytach T (TCR).
Działanie różnych cytokin umożliwia z jednej strony two­rzenie odmiennego profilu polaryzacji limfocytów CD4+, z drugiej zaś pozwala na konwersję między poszczególny­mi subpopulacjami już zróżnicowanych komórek. Szlaki regulujące przekształcenia tych limfocytów są wzajemnie powiązane, a ich komponentami są poszczególne typy ko­mórek układu odpornościowego.
W stymulacji komórkowej uruchamianej przez cytokiny po­średniczą swoiste receptory odpowiedzialne za przekazy­wanie sygnału do wnętrza pobudzonej komórki (tabela 1).
Tabela 1. Udział cytokin w różnicowaniu limfocytów CD4+
* Podział receptorów cytokin wg [15].** Za pośrednictwem STAT5 aktywującego inhibitor SOCS3, który hamuje indukcję STAT4 [36].

Receptory te klasyfikowane są najczęściej w oparciu o ho­mologię ich domen zewnątrzkomórkowych oraz spo­sób przekazywania sygnałów wewnątrzkomórkowych. Receptory typu I i II indukują włączenie szlaków sygnało­wych za pośrednictwem kinaz Janusa (Janus kinase, JAK) i czynników transkrypcyjnych - znanych jako transdukto­ry sygnału i aktywatory transkrypcji (signal transducers and activator of transcription, STAT) - odpowiadających za bezpośredni związek między przyłączoną do receptora cytokiną a aktywnością transkrypcyjną docelowych genów.
Dziewicze limfocyty T oddziałują z aktywowanymi APC za pośrednictwem receptorów TCR rozpoznających anty­gen w kontekście MHC klasy II. W wyniku tej interakcji limfocyty T wytwarzają interleukinę 2 (IL-2). Kolejnym etapem tej aktywacji jest pojawienie się na limfocytach T receptorów interleukiny 2 (interleukin 2 receptor, IL-2R). Spoczynkowe, dziewicze limfocyty T wykazują ekspresję dwułańcuchowego IL-2RβγC o umiarkowanym powino­wactwie do IL-2. Stymulacja antygenowa lub przyłącze­nie samej IL-2 prowadzi do ekspresji receptora o wysokim powinowactwie (IL-2RαβγC), składającego się z trzech łań­cuchów. Należy podkreślić, że IL-2 wiążąc się z receptora­mi o różnym powinowactwie, może promować przeżycie, proliferację lub różnicowanie się różnych komórek limfo­idalnych, w tym limfocytów CD4+. Na te ostatnie oddzia­łuje zarówno autokrynnie, jak i parakrynnie. Natomiast konstytutywna ekspresja receptorów IL-2 na komórkach T regulatorowych jest niezbędna do przeżycia tych komó­rek. Przyłączenie IL-2 do receptora IL-2RαβγC indukuje zależne od kinazy tyrozynowej JAK3 pobudzenie białka STAT5, które odgrywa istotną rolę w uruchomieniu wy­twarzania interferonu γ (IFN-γ) przez rozwijające się ko­mórki Th1. Kompleksowy receptor IL-2RαβγC pozwala komórkom na wykorzystanie również innego szlaku sy­gnałowego (via kinazy MAP i PI3K) [1,30].
Inną cytokiną uczestniczącą w aktywowaniu i różnicowa­niu limfocytów T jest interleukina 12 (IL-12). Jest ona wy­twarzana przez większość APC, w odpowiedzi na stymu­lację antygenami bakteryjnej ściany komórkowej. Jedną z funkcji tej cytokiny jest aktywacja komórek NK, limfocy­tów CD8+ oraz stymulacja limfocytów CD4+. Biologicznie aktywna IL-12 jest heterodimerem, jej receptor (IL-12R) składa się z dwóch łańcuchów. Podjednostka IL-12 p40 wiąże się do łańcucha IL-12Rβ1, a podjednostka p35 do łańcucha IL-12Rβ2. Jedynie receptor dwułańcuchowy wią­że cytokinę z wysokim powinowactwem, prowadząc do stymulacji szlaku sygnałowego, przy czym z łańcuchem β1 związana jest kinaza TYK2, z łańcuchem β2 - JAK2. Kinazy TYK2 i JAK2 aktywują białko STAT4 niezbędne do wywołania biologicznego efektu IL-12. Ekspresja łań­cucha β2 IL-12R wzrasta również pod wpływem innych cytokin, głównie IFN-γ (którego wytwarzanie jest stymu­lowane przez IL-12). Współzależność między działaniem IL-12 i IFN-γ jest zatem jednym z przykładów dodatnie­go sprzężenia zwrotnego [1].
IFN-γ jest homodimerem wydzielanym przez komórki limfoidalne m.in. aktywowane komórki NK i limfocyty T. Dziewicze limfocyty CD4+ hodowane in vitro w obecno­ści egzogennej IL-12 różnicują się do Th1. Odbywa się to za pośrednictwem czynnika STAT4, który współdziałając w tym procesie z czynnikiem T-bet, promuje ekspresję wie­lu genów komórek Th1, w tym genu Ifnγ [4].
Interferon γ działa za pośrednictwem receptora (interfe­ron gamma receptor, IFNR) składającego się z dwóch łańcuchów łączących się podczas stymulacji komórki. Związane z nimi kinazy JAK1 i JAK2 aktywują biał­ko STAT1. Aktywacja tego białka jest także wspomaga­na przez IL-27. Działanie interferonu jest regulowane na zasadzie dodatniego sprzężenia zwrotnego, dzięki czemu sygnał różnicowania limfocytu T do Th1 jest wzmacnia­ny w aktywowanej komórce. Jednak rozwój komórek Th1 nie musi zależeć jedynie od obecności IL-12. Więcej, na­wet w przypadku jej braku do zróżnicowania komórek wymagana jest ekspresja cząsteczki Notch, za pośrednic­twem której dochodzi do aktywacji białka RBPJ (recom­bination-signal-binding protein for immunoglobulin-κ J region, RBPJ) [27].
IL-4 jest wytwarzana w wyniku pobudzenia komórek tucz­nych oraz limfocytów Th2. W przypadku tych ostatnich, IL-4 pełni funkcję autokrynną, wpływając na różnicowa­nie dziewiczych komórek T CD4+ do Th2. W procesie tym istotną rolę odgrywa białko STAT6, indukowane za pośred­nictwem receptora IL-4R (IL-4R/IL-2RγC), a jego aktywa­cja wzmaga ekspresję czynnika transkrypcyjnego GATA3.
Różnicowanie Th2 może się odbywać niezależnie od białka STAT6. W procesie tym, podobnie jak w przypadku lim­focytów Th1, może uczestniczyć cząsteczka Notch [4,27]. Działanie IL-4, tak jak IFN-γ, regulowane jest przez do­datnie sprzężenie zwrotne.
Na różnicowanie się limfocytów T CD4+ mają wielki wpływ cytokiny należące do różnych rodzin oddziałują­cych poprzez receptory o odmiennym sposobie aktywacji wewnątrzcytoplazmatycznych kinaz. Do takich cytokin na­leży TGF-β (transforming growth factor) wiążący się z he­terotetramerycznym kompleksem receptorów utworzonym przez pary membranowych kinaz serynowo-treoninowych (wchodzących w skład receptorów typu VI) (tabela 1) [21].
IL-4 wraz z TGF-β odgrywają główną rolę w dojrzewaniu subpopulacji komórek CD4+ - limfocytów Th9. Działanie IL-4 polega głównie na blokowaniu hamującego działania IFN-γ, promującego różnicowanie komórki do Th1. Na tym etapie przekształcanie dziewiczego limfocytu CD4+ przypomina proces powstawania komórek Th2. Jednakże działanie TGF-β przy współudziale IL-4 zmienia szlak różnicowania komórki w kierunku Th9 - limfocytów wy­dzielających IL-9 i IL-10. TGF-β pełni zatem funkcję in­hibitora szlaku Th2 (rycina 1). Mechanizm tej inhibicji jest przedmiotem badań [40].
Ryc. 1. Cytokiny biorące udział w polaryzacji limfocytów CD4+ (wg [43] zmodyfikowane). Czynniki polaryzacyjne pobudzają komórki T CD4+ do różnicowania się w kierunku limfocytów, zdolnych do wytwarzania cytokin. IL-12 i IFN-γ stymulują powstawanie limfocytów Th1, a IL-2 i IL-4 - Th2. Gdy w mikrośrodowisku komórki obecny jest TGF-β może dojść do różnicowania się limfocytów Th9, Th17 lub iTreg. Komórki Th17 wymagają również obecności IL-6 i IL-21, a iTreg - IL-2. Pobudzenie przez IL-21 dziewiczych limfocytów, skutkuje ich rozwojem w kierunku komórek Tfh

Oprócz TGF-β, na różnicowanie komórek T CD4+ w lim­focyty stanu zapalnego Th17 mają wpływ cytokiny, ta­kie jak IL-6/IL-21 i IL-23. Pierwsza z nich jest wydzie­lana przez APC (głównie monocyty i makrofagi), działa za pośrednictwem dwułańcuchowego receptora IL-6R (IL-6Rα/gp130), aktywującego białko STAT3. Kiedy pro­ces przebiega w obecności TGF-β (wydzielanego np. przez makrofagi i komórki nabłonkowe), następuje stymulacja ekspresji receptora jądrowego RORγt (retinoic-acid-re­ceptor-related orphan receptor-γt). Pełni on główną rolę w regulowanym przez STAT3 przenoszeniu sygnału, pro­wadzącym do generowania Th17. Kolejnym stymulatorem różnicowania limfocytów Th17 jest wydzielana przez ko­mórki dendrytyczne, IL-23. Pobudza ona indukcję STAT3 w późniejszym etapie różnicowania limfocytu. Tak więc komórki Th17, aktywowane przez TGF-β i IL-6, stają się zdolne do wytwarzania IL-17, a także IL-21. Z kolei IL-21 wraz z IL-23 stymulują Th17 do wydzielania IL-22 [46]. IL-2 okazała się natomiast czynnikiem hamującym różni­cowanie się limfocytów Th17 [27].
Czynnik martwicy nowotworów (tumor necrosis fac­tor, TNF) jest kolejną cytokiną kontrolującą różnicowa­nie się limfocytów CD4+. Należy on do wielkiej rodzi­ny białek uczestniczących zarówno w aktywacji komórek limfoidalnych (np. ligand CD40), jak i indukujących apop­tozę (ligand FAS). TNF działa za pośrednictwem dwóch receptorów: TNFRI - zawierającego domenę śmierci oraz TNFRII - związanego z białkami adaptorowymi TRAF (TNF receptor-associated factors). W przypadku pobudze­nia dziewiczego limfocytu CD4+ przez cytokiny prozapal­ne IL-6 oraz TNF (wydzielane przez monocyty i makrofa­gi) dochodzi do ekspresji receptora wodorowęglanu arylu (aryl hydrocarbon receptor, AHR). Białko to jest czynni­kiem transkrypcyjnym, aktywowanym przez związanie do­datkowego liganda, takiego jak jądrowy translokator re­ceptora wodorowęglanu arylu (aryl hydrocarbon receptor nuclear translocator, ARNT). Tak aktywowana komórka różnicuje się do limfocytu Th22, niezależnie od recepto­ra RORγt [35].
Interleukina 21 (należąca do rodziny IL-2), jest cytoki­ną preferencyjnie wytwarzaną przez efektorowe komór­ki Th2 (również Th17), aby hamować rozwój Th1 wytwa­rzających IFN-γ i w konsekwencji promować odpowiedź typu Th2. W ramach pozytywnego sprzężenia zwrotnego oddziałuje na dziewicze limfocyty T CD4+ (zarówno ludz­kie, jak i mysie). Natomiast pod wpływem IL-12 jest wy­dzielana przez komórki T CD4+ pamięci. Działanie IL-21, wspomagane przez IL-6, prowadzi do ekspresji unikalne­go dla folikularnych limfocytów T (Tfh) czynnika trans­krypcyjnego Bcl-6 [35]. W jego obecności dochodzi do różnicowania subpopulacji limfocytów CD4+ Tfh odpowie­dzialnych za powstawanie ośrodków rozmnażania limfo­cytów B w grudkach limfatycznych [34]. W procesie tym uczestniczy również IL-12 odpowiedzialna za stymulację białka STAT4 [3]. Tak więc pośrednio, poprzez Tfh, IL-12 reguluje odpowiedź humoralną.
Niezwykle ważną subpopulacją komórek CD4+ są limfo­cyty regulatorowe. Jeszcze w grasicy, część komórek T CD4+CD8+, które przeszły pozytywnie selekcję β oraz do­konały produktywnej rearanżacji receptora TCRαβ, wy­kazuje ponownie ekspresję receptora CD25 i są zdolne do rozpoznawania własnych antygenów [22]. Limfocyty te ze względu na swoją funkcję i pochodzenie, zostały nazwa­ne naturalnymi komórkami regulatorowymi nTreg. Do ich aktywności wystarczy obecność IL-2, indukującej ekspre­sję czynnika transkrypcyjnego FOXP3 (forkhead box P3).
Limfocyty, które nabyły funkcję regulatorową w tkankach obwodowych, nazywane są indukowanymi komórkami re­gulatorowymi iTreg. Różnicowanie tej subpopulacji wyma­ga obecności w środowisku TGF-β. Cytokina ta, pod nie­obecność IL-6, znosi działanie białek STAT3 oraz RORγt, które hamują ekspresję FOXP3. W wyniku tego procesu, komórki T o fenotypie CD4+CD25- stają się limfocytami FOXP3+CD25+. Jako indukowane limfocyty regulatorowe (iTreg), nabywają zdolność do wydzielania TGF-β i two­rzą grupę komórek Th3 [10]. Odmienną grupę stanowią ko­mórki Tr1 o silnych właściwościach supresorowych. Cechą wyróżniającą tę subpopulację limfocytów jest brak ekspre­sji czynnika FOXP3. Dlatego też przynależność komórek Tr1 do limfocytów T regulatorowych jest wciąż kontrower­syjna i zależy od przyjętych kryteriów klasyfikacyjnych [32,48]. Komórki te charakteryzują się zdolnością do wy­dzielania IL-10 i różnicują się z dziewiczych limfocytów CD4+ poddanych działaniu interleukiny 27. IL-27 induku­je ekspresję czynnika transkrypcyjnego c-Maf i kostymu­lującego receptora ICOS (inducible co-stimulator) [32]. Podobny skutek wywołuje polaryzacja komórek w środo­wisku IL-10, ale efekt ten jest krótkotrwały, ponieważ in­terleukina ta jest cytokiną przeciwzapalną. Supresorowe działanie IL-10 na różnicowanie komórek T CD4+ polega na zmniejszaniu liczby komórek T, ograniczeniu migracji makrofagów, hamowaniu aktywacji czynnika transkryp­cyjnego NFB (nuclear factor κB) oraz obniżeniu pozio­mu wydzielania TNF i IL-12 przez monocyty. W niektó­rych przypadkach, takich jak odpowiedź immunologiczna na przeszczep lub rozwijający się nowotwór, IL-10 działa prozapalnie, aktywując komórki NK [23].
Czynniki oddziałujące z DNA
W poprzednim rozdziale przedstawiono zależność między mikrośrodowiskiem komórek T CD4+, a aktywacją odpo­wiednich czynników transkrypcyjnych. Za różnicowanie limfocytów T odpowiedzialnych jest wiele białek oddziału­jących z DNA. Najważniejsze z nich to T-bet (T-box trans­cription factor), GATA3, RORγt, FOXP3, AHR, c-Maf i NF-κB. Geny kodujące te czynniki ulegają ekspresji dzięki białkom STAT. Wraz z tymi białkami wpływają na transkrypcje genów cytokin limfocytów T.
Interleukina 2 powoduje związanie kinaz do wewnątrzcyto­plazmatycznej części receptora IL-2R. Kinaza JAK3, przy­łączona do łańcucha IL-2Rγc, fosforyluje białko STAT5. Natomiast związanie JAK1 do łańcucha IL-2Rβ induku­je szlak sygnałowy, w którym pośredniczą kinazy MAPK (mitogen-activated protein kinase) i PI3K (phosphatidyli­nositol 3-kinase) [11]. Modyfikacja kowalencyjna powodu­je dimeryzację białka STAT5 i jego translokację do jądra komórkowego. Tam STAT5 wiąże się z DNA w miejscu odpowiedzi na IFN-γ - GAS (IFN-γ-activated site), zawie­rającym palindromowe sekwencje GAA [12]. Związanie STAT5 z promotorem genu Il2 powoduje jego aktywację, ale nie jest wystarczające do znacznego zwiększenia wy­twarzania interleukiny 2 [11]. Czynnik STAT5 może rów­nież promować syntezę białka regulatorowego SOCS3 (suppressor of cytokine signaling-3) [36], które blokuje aktywność kinazy JAK2 [7]. W efekcie nie dochodzi do fosforylacji STAT4 i poziom syntezy cytokin Th1 zosta­je obniżony.
Podobnie przebiega proces aktywacji białka STAT1, akty­wowanego przez IFN-γ lub IL-27. Ufosforylowane białko dimeryzuje i dostaje się do jądra komórkowego [6]. Tam może się wiązać z dwiema różnymi sekwencjami: z miej­scem GAS, zwiększając ekspresję genu Ifnγ oraz z miej­scem ISRE (interferon stimulated response element) [26]. STAT1 jest niezbędny do indukcji ekspresji T-bet [2] - kluczowego komponentu różnicowania komórek Th1. Pośrednio STAT1 wpływa więc negatywnie na indukcję FOXP3, blokowanego przez T-bet. Działa również hamu­jąco na różnicowanie limfocytów Th17, promując syntezę białka regulatorowego SOCS3 [36]. Supresor uniemożli­wia aktywację STAT3 - białka stymulującego ekspresję RORγt. Jednocześnie STAT1 współdziała z białkiem STAT4 w promowaniu różnicowania komórek Th1.
W ekspresji T-bet bierze udział także aktywator transkryp­cji RBPJ. Jak już wspomniano, RBPJ jest cząsteczką sy­gnałową szlaku Notch, rozpoczynającego się od związania przez transbłonowy receptor Notch odpowiedniego ligan­da. Białko RBPJ w postaci nieaktywowanej jest związane z DNA jako represor genu, aktywowane przez Notch3 sta­je się aktywatorem transkrypcji i w ten sposób wspomaga ekspresję zarówno T-bet, jak i Ifnγ [27,36].
Ekspresja w komórce STAT5, STAT1 i T-bet umożliwia wytwarzanie IFN-γ na niskim poziomie, koniecznym do dalszej stymulacji T-bet za pośrednictwem STAT1. Dopiero aktywacja STAT4 przez IL-12 pozwala na wytwarzanie cytokin charakterystycznych dla limfocytów Th1. STAT4 jest fosforylowany przez kinazy JAK2 i TYK2, a następ­nie dimeryzuje i dyfunduje do wnętrza jądra komórkowe­go. Tam wiąże się do promotora genu Ifnγ, gdzie razem z T-bet indukuje czynniki transkrypcyjne HLX (H2.0-like homebox), IRF-4 (interferon regulatory factor 4) i RUNX3 (runt-related transcription factor). HLX, IRF4 i RUNX3 ak­tywują gen Ifng. T-bet do pełnej inicjacji transkrypcji genu Ifnγ, wymaga jeszcze uniwersalnego czynnika transkryp­cyjnego NF-κB. Rekrutacja wszystkich sześciu białek - HLX, IRF4, RUNX3, STAT4, NF-κB i T-bet w obecności komponentów szlaku Notch3 pozwala na utworzenie peł­nego kompleksu inicjującego transkrypcję Ifnγ i umożli­wia wytwarzanie interferonu gamma (ryc. 2). Na tym eta­pie proces różnicowania komórek T CD4+ Th1 można uznać za zakończony.
Ryc. 2. Schemat szlaków różnicowania komórek T CD4+ Th1, Th2, Tfh i Th9 (wg [27,29,41,46]). IFN-γ aktywuje białko STAT1, a IL-12 - STAT4, co umożliwia im wniknięcie do jądra. Dzięki indukcji szlaku Notch pobudzane jest także białko RBPJ. STAT1 wraz z RBPJ i Notch aktywują ekspresję T-bet. T-bet razem z czynnikami transkrypcyjnymi RUNX3, HLX, NF-κB oraz białkami STAT4 i Notch3 indukują ekspresję genu Ifnγ- powstaje limfocyt Th1. Różnicowanie komórek Th2 jest z kolei pobudzane przez IL-2 i IL-4, które aktywują białka odpowiednio STAT5 i STAT6. STAT6 wraz z indukowanym dzięki szlakowi Notch, białku RBPJ i konstytutywnie wytwarzanemu czynnikowi transkrypcyjnemu GATA3, powoduje ekspresje genu Gata3. Związanie do DNA GATA3, STAT5 i czynnika transkrypcyjnego c-Maf aktywuje geny Il4, Il5 i Il13. Obecność IL-4 sprzyja hamowaniu szlaku różnicowania Th1, a TGF-β pozwala na blokadę wytwarzania GATA3 wskutek aktywacji szlaku sygnałowego SMAD. Dzięki związaniu NF-κB z promotorem genu Il9, dochodzi do wytwarzania IL-9 i powstaje limfocyt Th9. Za różnicowanie limfocytów Tfh odpowiadają IL-21 i czynnik transkrypcyjny Bcl-6

T-bet promuje różnicowanie komórki w kierunku Th1 nie tylko przez indukcję ekspresji IFN-γ, ale także przez blokadę innych szlaków różnicowania komórek T CD4+. Wiążąc się wraz z RUNX3 do genu Il4, hamuje różnico­wanie komórek Th2, blokując dołączenie GATA3 - klu­czowego czynnika transkrypcyjnego tej grupy limfocytów CD4+ [46]. T-bet hamuje także różnicowanie limfocytów iTreg przez blokowanie indukcji FOXP3. Prawdopodobną przyczyną tej interakcji jest nakładanie się miejsc wiązania obu czynników transkrypcyjnych na DNA [44].
Pod wpływem IL-4 dochodzi do aktywacji czynnika STAT6. Białko to jest fosforylowane przez kinazy JAK1 i JAK3, a następnie tworzy dimer i przemieszcza się do jądra komór­kowego, gdzie wiąże się wraz z aktywowanym RBPJ i nie­wielkimi ilościami GATA3 (obecnymi stale w limfocycie T CD4+) do promotora genu Gata3, tworząc kompleks inicjujący transkrypcję [46]. Pod nieobecność STAT6 stopień ekspresji genu jest niewystarczający, by komór­ka mogła różnicować się do limfocytu Th2. STAT6 peł­ni istotną rolę w modyfikacjach epigenetycznych, umożli­wiając transkrypcję genów Il4 i Il13 i hamując ekspresję Ifnγ. Białko to indukuje również czynnik transkrypcyjny c-Maf, który aktywuje Il4 oraz blokuje różnicowanie ko­mórki do limfocytu Th1, przez zahamowanie indukcyjne­go efektu IL-12 (ryc. 2). STAT6 wpływa na różnicowanie komórek regulatorowych w dwojaki sposób. W obecności IL-4 z jednej strony zwiększa ekspresję FOXP3 w komór­kach nTreg. Z drugiej strony, hamuje rozwój iTreg zależ­nych od TGF-β. Zjawisko to jest spowodowane m.in. wią­zaniem się tego czynnika transkrypcyjnego do sekwencji wyciszającej gen Foxp3. Ponadto aktywacja STAT6 dzia­ła hamująco na różnicowanie komórek Th17, a efekt ten przypisuje się działaniu białka c-Maf [36].
W przeciwieństwie do IL-4, która wzmaga ekspresję GATA3, IL-12 hamuje całkowicie syntezę tego białka. Działanie GATA3 w promowaniu różnicowania komórek Th2, sprowadza się do aktywacji białka c-Maf oraz zaha­mowania pozostałych szlaków rozwoju limfocytów CD4+. Różnicowanie komórek Th1 jest hamowane przez zatrzyma­nie ekspresji receptora IL-12R [29]. Dlatego też w środowi­sku wykazującym niedobór IL-12, możliwa jest konwersja komórek Th1 do Th2 - do przełączenia szlaku rozwojowe­go limfocytów wystarczają bowiem śladowe ilości czynni­ka GATA3. Białko to może także modelować chromatynę locus Ifnγ, uniemożliwiając jego transkrypcję [46]. Hamujące działanie GATA3 na czynnik transkrypcyjny komórek regu­latorowych FOXP3 ma związek, podobnie jak w przypad­ku T-bet, z nakładaniem się miejsc wiązania białek z DNA [44]. Gdy dziewicza komórka T CD4+ znajdzie się w obec­ności IL-4 oraz TGF-β, czynnik transkrypcyjny GATA3 jest hamowany i nie dochodzi do ekspresji genu Gata3. Nie do­chodzi również do wytwarzania cytokin charakterystycznych dla limfocytów Th2 - IL-4, IL-5 i IL-13, natomiast ulega transkrypcji gen Il9 [5]. Komórki Th9 nie wykazują ekspre­sji żadnego swoistego dla tej grupy czynnika transkrypcyjne­go. Region promotorowy Il9 może wiązać uniwersalne biał­ko NF-κB, wystarczające do inicjacji transkrypcji genu [40].
Związanie IL-6 przez receptor transbłonowy IL-6R pro­wadzi do fosforylacji białka STAT3 przez kinazy JAK1 i JAK2. Następnie białko dimeryzuje i dostaje się do jądra komórkowego, gdzie wraz z czynnikiem transkrypcyjnym RUNX1 indukuje transkrypcję genów Rorγt i Rorα. Zarówno STAT3, jak i RORγt - kluczowe białka w rozwoju komó­rek Th17 - działają hamująco na FOXP3 [36]. STAT3 tak­że tworzy, razem z RORγt, RORα i RUNX1, kompleks ini­cjujący transkrypcję genów Il17 i Il21. Wydzielana przez aktywowany limfocyt CD4+ IL-21 razem z uwalnianą przez komórki dendrytyczne IL-23, również stymulują fosfory­lację białka STAT3, promując różnicowanie komórki do Th17 (ryc. 3) [46].
Ryc. 3. Schemat szlaków różnicowania komórek T CD4+ Th17, Th22, iTreg i Tr1 (wg [28,29,41,46]). IL-6 (a w późniejszym etapie różnicowania także IL-21) aktywuje białko STAT3, które wraz z czynnikiem transkrypcyjnym RUNX1 indukuje ekspresję genów Rorγt i Rorα. Dzięki aktywacji szlaku SMAD przez TGF-β oraz związaniu do DNA RORγt, RORα, RUNX1 i STAT3, następuje indukcja genów Il17, Il21 i Il22 - powstaje komórka Th17. Gdy w środowisku komórki występuje TNF, dochodzi do aktywacji AHR. AHR, razem z aktywowanym przez IL-6 białkiem STAT3 i czynnikiem transkrypcyjnym RORα, powodują ekspresję Il22 w limfocytach Th22. Współdziałanie IL-2 aktywującej STAT5, TGF-β indukującego SMAD oraz obecność AHR, powodują wytwarzanie czynnika transkrypcyjnego FOXP3 w limfocytach iTreg. FOXP3 i RUNX1 aktywują ekspresję TGF-β, Il10 i Il35. W obecności IL-27 dochodzi do aktywacji STAT1, który wraz z czynnikami transkrypcyjnymi ICOS i c-Maf powoduje różnicowanie dziewiczego limfocytu CD4+ do komórki Tr1 i wytwarzanie IL-10

Białko RORγt jest wytwarzane także w odpowiedzi na działania TGF-β. Cytokina ta indukuje fosforylację biał­ka regulowanego receptorem R-SMAD (receptor-regu­lated SMAD). Ta zmiana kowalencyjna powoduje oligo­meryzację R-SMAD z białkami Co-SMAD (co-mediator SMAD) [25]. Oligomery SMAD są czynnikami trans­krypcyjnymi, które mogą m.in. wspomagać wytwarza­nie białka RORγt. Ten szlak sygnałowy ma duże znacze­nie w początkowym etapie różnicowanie komórek Th17. Później aktywacja STAT3 stymulowana przez IL-21 i IL-23 jest wystarczająca do ekspresji genu Rorγt oraz Il17, Il21 i Il22.
Gdy w środowisku dziewiczej komórki T CD4+, występują łącznie prozapalne cytokiny IL-6 i TNF, dochodzi do akty­wacji receptora AHR. AHR jest czynnikiem transkrypcyj­nym, który może wiązać wiele różnych ligandów. Obecność AHR wpływa swoiście na ekspresję cytokin charaktery­stycznych dla Th17, promując transkrypcję Il22 kosztem Il17. Wzmożone wytwarzanie tej cytokiny może zachodzić zarówno w obecności RORγt, jak i RORα. AHR pełni więc główną rolę w różnicowaniu się limfocytów Th22 [49].
Podczas powstawania Tfh, za pośrednictwem STAT3, do­chodzi do aktywacji białek Bcl-6, ICOS i PD-1 [50]. Bcl-6 jest represorem transkrypcji, hamującym indukcję komórek Th1, Th2 i Th17 i promującym różnicowanie w kierunku komórek Tfh [16]. Dodatkowo, wraz ze STAT4, prowadzi do ekspresji genu Il21. Białka ICOS i PD-1 pełnią ważną rolę w oddziaływaniu Tfh-limfocyt B [50]. Na powierzch­ni dojrzałej komórki Tfh dochodzi do ekspresji receptora chemokinowego CXCR5, który decyduje o migracji lim­focytów do grudek limfatycznych.
Cytokiny niezbędne do różnicowania komórek iTreg za­pewniają obecność w jądrze komórkowym aktywowanego białka STAT5 i oligomeru Co-SMAD. STAT5 razem z ją­drowym czynnikiem aktywowanych komórek T (nuclear factor of activated T cells, NFAT), wiąże się do promoto­ra genu Foxp3 inicjując jego transkrypcję [39]. Ekspresja tego genu jest stymulowana także przez AHR, po jego związaniu z ARNT. STAT5 wzmaga ekspresję FOXP3 wiążąc się do rejonu wzmacniającego transkrypcję tego genu. Podobnie działa białko SMAD, które przyłącza się wraz z NFAT do innej sekwencji wzmacniającej. Tak więc, aktywacja STAT5 jest krytycznym czynnikiem w induk­cji i utrzymaniu ekspresji FOXP3 zarówno w komórkach T efektorowych, jak i regulatorowych.
Czynnik FOXP3 z jednej strony promuje rozwój komó­rek regulatorowych, gdy razem z RUNX1 stymuluje eks­presję genów TGF-β, Il10 i Il35. Z drugiej strony blokuje pozostałe szlaki różnicowania komórki. Pod nieobecność IL-6, FOXP3 hamuje RORγt przez bezpośrednie związanie się do tego białka w jego miejscu wiązania DNA, co unie­możliwia kontakt z promotorem genu Il17 [53]. Obecność TGF-β w środowisku może zatem promować zarówno róż­nicowanie komórek Treg, jak i Th17. Zatrzymuje także róż­nicowanie komórek Th1 i Th2 (w początkowym stadium różnicowania), blokując wiązanie czynników transkryp­cyjnych do DNA. FOXP3 podlega autoregulacji, ponieważ może wiązać się z promotorem genu Il2, nie dopuszczając do jego transkrypcji, co hamuje aktywację STAT5 [53].
Szczególną rolę w różnicowaniu dziewiczych komórek T CD4+ odgrywa IL-27. W wyniku jej działania ulega akty­wacji STAT1. Dodatkowo, obecność czynników transkryp­cyjnych c-Maf i ICOS, tworzących kompleks inicjujący transkrypcję, umożliwia ekspresję genu Il10. Tak różnicują się, niezależne od FOXP3, komórki regulatorowe Tr1 [32].
Zmiany epigenetyczne
Dzięki swoistej budowie chromosomów i nawinięciu DNA na białka zwane histonami, ekspresja genów może być do­datkowo regulowana przez komórkę. Chromatyna podle­ga w jądrze komórkowym rozmaitym modyfikacjom, któ­re nie zawsze są zachowane przez komórki potomne [31]. Te epigenetyczne zmiany mogą permisywnie wpływać na ekspresję genów, tj. wzmacniać ją poprzez acetylację i de­metylację histonów. Możliwy jest też wpływ represywny, związany z metylacją DNA i histonów oraz wiązaniem się interferencyjnego mikroRNA (microRNA, miRNA) (ryc. 4). W tym rozdziale zostanie omówiony wpływ ko­walencyjnych modyfikacji histonów oraz metylacji DNA na dostępność informacji genetycznej w loci genów cyto­kin w komórkach T CD4+.
Ryc. 4. Wpływ modyfikacji epigenetycznych na transkrypcję genów (wg [34,41,46]). Do najważniejszych niedziedzicznych zmian w obrębie materiału genetycznego należy metylacja DNA, działanie interferencyjnego mikroRNA oraz kowalencyjne modyfikacje histonów. Hybrydyzacja miRNA z transkryptem genów, metylacja DNA oraz metylacja histonów to przekształcenia represywne - wyciszające ekspresję genów. Natomiast acetylacja białek histonowych pobudzająca transkrypcję jest modyfikacją permisywną

Opisane w poprzednim rozdziale białka oddziałujące z DNA są niezbędne do zainicjowania transkrypcji genów cytokin. Jednakże, aby doszło do pełnego odczytu infor­macji genetycznej, loci genów muszą zostać odpowied­nio udostępnione aparatowi transkrypcyjnemu. Realizacja tego celu jest możliwa przez zmianę stanu epigenetyczne­go chromosomów. Loci aktywne i dostępne charakteryzu­ją się niskim stopniem metylacji DNA, acetylacją odpo­wiednich reszt lizynowych histonów H2, H3 i H4, mono-, di- i trimetylacją lizyny 4 histonu H3 oraz remodelowa­niem chromatyny prowadzącym do powstania pętli DNA [9]. Sekwencje wyciszane mają wysoki stopień metylacji DNA i di- lub trimetylowaną lizynę 27 albo 9 w histonie H3 [42]. Geny, które pozostają nieaktywne, ale w każdej chwili gotowe do ekspresji, są biwalentne - mają cechy za­równo permisywne, jak i represywne [46].
Najlepiej poznanym i opisanym przykładem wpływu mo­dyfikacji epigenetycznych na różnicowanie komórek T CD4+ jest proces powstawania limfocytów Th2 u myszy. Locus Th2 zawiera geny Il4, Il5, Il13 oraz konstytutyw­nie ulegający ekspresji gen Rad50, w obrębie którego znaj­duje się rejon kontrolujący locus (locus control region, LCR) [38]. Ponadto miejsce to jest oflankowane genami Irf1 i Kif3A [45]. Liniowa kolejność ułożenia tych kom­ponentów jest konserwatywna u wszystkich ssaków [38]. Podlegają one regulacji przez własne promotory oraz ele­menty regulatorowe położone w różnych locus. Położenie tych elementów wyznacza się metodą footprintingu z uży­ciem DNazy I (DNase hipersensitive sites, HS) i białka Rad50 (Rad50 hipersensitive sites, RHS) [18].
W dziewiczej komórce T CD4+ obserwuje się dwa miejsca HS (Hss3 i HSIV) i cztery miejsca RHS (RHS2, RHS3, RHS6). RHS6 i Hss3 znajdują się w obrębie sekwencji podlegających represywnej, RHS2 i RHS3 permisywnej, a HSIV biwalentnej modyfikacji histonów. Dodatkowo RHS2 i Hss3 znajdują się w miejscu wiązania czynnika wiążącego CCCTC (CCCTC-bindingfactor, CTFC) - biał­ka pośredniczącego w powstawaniu pętli w chromatynie, mających na celu zbliżenie ze sobą komponentów locus i jego izolację od innych genów i elementów regulatoro­wych [38]. Promotory genów cytokin, LCR oraz sekwen­cje niekodujące CNS1 i CNS2 (non-coding sequences) są metylowane w 90% [46]. Niższym stopniem metylacji charakteryzuje się promotor Il4 (60%), co umożliwia wy­twarzanie IL-4 na niskim poziomie [46]. Biwalentny stan epigenetyczny locus pozwala utrzymać ekspresję genów w równowadze i umożliwia wiązane się do DNA białek in­dukujących transkrypcję genów cytokin typowych dla ko­mórki Th2 lub blokadę tej ekspresji, pozwalającą na róż­nicowanie pozostałych typów komórek T CD4+.
Pobudzenie limfocytu CD4+ z udziałem IL-2 wymaga ak­tywacji białka STAT5, w której biorą udział kinazy JAK1 i JAK3. W przypadku innych cytokin (np. IL-5) to kina­za JAK2 aktywuje czynnik STAT5, powodujący remode­lowanie chromatyny w obrębie locus genów cytokin Th2. Indukcja ta może przebiegać również bez udziału białka STAT5, gdy JAK2 wnika do jądra komórkowego i fosfo­ryluje tyrozynę histonu H3 (H3Y41) [13]. Proces ten może prowadzić do aktywacji białaczkowego genu. W Th2 ak­tywowane zostaje białko wiążące sekwencje bogate w AT (special AT-rich sequence binding protein 1, SATB1) [38], które indukuje wypętlanie się chromatyny, zbliżając do sie­bie elementy regulatorowe Il4, Il5 i Il13. Dzięki pasywnej (replikacyjnej) demetylacji dochodzi do utworzenia nowych HS w obrębie promotorów Il4 (HSI, HSII, HSIII) i Il13 (HS1, HS2, HS3) oraz sekwencji niekodujących CNS1 (Hss2, Hss1) i CNS2 (HSVα, HSV) [45]. Nowe RHS po­wstają w obrębie LCR 3 (RHS4, RHS5, RHS7) i promo­tora Il5 (RHS1) poprzez gwałtowną, aktywną demetylację. Wszystkie miejsca regulatorowe, oprócz HSIV, ulegają per­misywnej modyfikacji histonowej. Powyższe zmiany po­zwalają na związanie GATA3 do promotorów Il5 i Il13, RHS7 i HSV [19], STAT6 do RHS6, RHS7, HSV i pro­motorów Il4 i Il13 oraz c-Maf do promotora Il4. GATA3 rekrutuje do locus genów cytokin Th2 acetylotransferazy i metylotransferazy - enzymy modyfikujące chromatynę [37]. W przypadku braku aktywacji STAT6, indukowa­ny jest szlak Notch, którego białko - RBPJ, wiąże się do CNS2, gdzie w wyniku połączenia z fragmentem Notch, ulega konwersji do koaktywatora Il4 [46]. GATA3, STAT6 i RBPJ są więc nie tylko ważnymi czynnikami transkryp­cyjnymi szlaku różnicowania komórek Th2, ale też istot­nymi do utrzymania tego procesu białkami remodelują­cymi chromatynę.
Geny cytokin charakterystycznych dla komórek Th1 są zor­ganizowane inaczej niż w przypadku komórek Th2. Gen Ifnγ nie ulega transkrypcji wspólnie z genami innych cyto­kin. Locus Infγ zawiera wiele elementów regulatorowych, skupionych w miejscu sekwencji niekodujących [47]. Dziewicza komórka T CD4+ wytwarza niewielkie ilości IFN-γ, gdy fragment chromatyny, w którym znajduje się locus genu tej cytokiny, jest stabilny. DNA promotora Ifnγ oraz CNS-34, CNS-22, CNS+29 i CNS+49 są demetylowa­ne, a CNS-34 i CNS-22 wykazują słabą, permisywną mo­dyfikację kowalencyjną histonów [18]. Natomiast sekwen­cje położone między Ifnγ a CNS+18-20 i między CNS+29 a CNS+46 charakteryzują się modyfikacjami represywnymi. Taka biwalentna natura locus Ifnγ sprzyja utrzymaniu go w stanie równowagi w komórce dziewiczej. Aktywowane dzięki IL-12 białko STAT4 wiąże promotor Ifnγ i inne ele­menty regulatorowe sprzyjając permisywnym zmianom epigenetycznym. Czynnik ten rekrutuje także kompleksy białkowe remodelujące chromatynę w miejsce promotora, co powoduje powstanie HSI i HSII [46]. Czynnik trans­krypcyjny T-bet oddziałuje z promotorem Ifnγ, nawet gdy DNA jest silnie metylowany.
Modyfikacja dwóch sekwencji DNA bogatych w wyspy CpG gwarantuje dostępność fragmentu chromatyny, za­wierającego locus genu Foxp3. W dziewiczych komórkach wyspy te mają wysoki stopień metylacji, natomiast w Treg są całkowicie demetylowane [14,52]. Obecność TGF-β nie jest wystarczająca do indukcji trwałej ekspresji czynnika transkrypcyjnego FOXP3. Zaobserwowano in vitro, że za­leżne od TGF-β komórki iTreg mają demetylowane jedy­nie niektóre wyspy CpG. Podczas restymulacji w środowi­sku pozbawionym tej cytokiny tracą zdolność do ekspresji FOXP3 oraz aktywność supresorową [14]. Może to suge­rować, że wytwarzanie FOXP3 jest utrzymywane w ko­mórce dzięki zmianom epigenetycznym w obrębie jego locus, powodowanym przez czynniki niepodlegające re­gulacji TGF-β [41].
FOXP3 może regulować transkrypcję genów przez remo­delowanie chromatyny związane z rekrutacją deacetylaz histonowych (histone deacetylase, HDAC). Gdy FOXP3 zwiąże się z genami Il2 i Ifnγ, rekrutuje do locus zarów­no acetylotransferazę histonów (histone acetylotransfera­se, HAT), jak i HDAC klasy II. Taki kompleks deacetyluje histony w rejonie locus Il2 i Ifnγ, prowadząc do wycisze­nia genów. Odwrotnie, gdy FOXP3 przyłączy się do genów kodujących CD25 i CTLA-4 (cytotoxic T-limfocyteantigen 4) - stymuluje acetylację histonów wzmacniając ekspre­sję tych genów [52].
Procesy epigenetyczne towarzyszące różnicowaniu pozo­stałych subpopulacji komórek T CD4+ nie zostały do końca poznane. Wiadomo, że induktorem permisywnych zmian chromatyny locus Il17 jest białko STAT3, powodujące acetylację histonów [18]. Aktywacja odpowiednich bia­łek oddziałujących z DNA może więc sprzyjać zmianom epigenetycznym chromatyny. Okazuje się też, że gen Il22 leży na innym chromosomie niż Il17, co wyklucza linio­wą kontrolę jego aktywności przez elementy regulatoro­we locus Il17 [46].
Mimo nieustających badań nad epigenetyczną regulacją procesów komórkowych, nadal nie wiadomo, czy to czyn­niki oddziałujące z DNA powodują remodelowanie chro­matyny i modyfikację histonów, czy też zmiany epigene­tyczne umożliwiają wiązanie czynników transkrypcyjnych do DNA [19].
Plastyczność i elastyczność różnicowania limfocytów CD4+
Schemat opisywanych uprzednio mechanizmów prowa­dzących do powstania określonych subpopulacji komó­rek T CD4+ mógłby być następujący: związanie liganda przez receptor, aktywacja czynników transkrypcyjnych i innych białek oddziałujących z DNA, zmiany epigene­tyczne umożliwiające odczyt informacji genetycznej, trans­krypcja genów cytokin i ich wytwarzanie, powstanie lim­focytów efektorowych. Jednak kolejne badania, dotyczące powstawania limfocytów CD4+ in vivo wykazują, że różni­cowanie tych komórek jest procesem plastycznym (umoż­liwiającym konwersję komórek jednego typu w komórki typu drugiego) i elastycznym (ponieważ przekształcenia te mogą być odwracalne), a fenotypowe i funkcjonalne gra­nice między ich subpopulacjami - dużo bardziej płynne niż uważano początkowo. Okazuje się bowiem, że limfo­cyty CD4+ wydzielające te same cytokiny, a więc należą­ce do tej samej subpopulacji, mogą wykazywać ekspresję odmiennych czynników transkrypcyjnych. Różnice są do tego stopnia widoczne, że poddaje się w wątpliwość za­sadność klasyfikacji komórek T CD4+ w oparciu o zestaw wytwarzanych cytokin, na korzyść wyodrębnienia popula­cji wywodzących się z różnych linii rozwojowych, tj. grup limfocytów wykazujących ekspresję tych samych kluczo­wych czynników transkrypcyjnych [28].
Plastyczność różnicowania się komórek T CD4+ najlepiej widać na przykładzie Th17 i iTreg. Ekspozycja dziewi­czej komórki T CD4+ na działanie TGF-β powoduje in vivo powstanie limfocytów wykazujących ekspresję za­równo FOXP3, jak i RORγt. Tego typu komórki są obecne w krwiobiegu i charakteryzują się niewielkim wytwarza­niem IL-17 oraz właściwościami supresorowymi. Są także zdolne do dalszego różnicowania się zarówno do Th17, jak i iTreg. W obecności cytokin prozapalnych i niskich stężeń TGF-β, w takiej biwalentnej komórce dochodzi do wzmoc­nienia ekspresji RORγt i przekształcenia się do Th17. Przy wysokim stężeniu TGF-β i braku cytokin prozapalnych w środowisku komórki, obserwuje się wzmożoną ekspre­sję FOXP3 i konwersję do iTreg. Efekt ten jest dodatko­wo wzmacniany przez IL-2 i kwas retinowy RA (retinoic acid), które wyciszają ekspresję Rorγt [51].
Zróżnicowane komórki regulatorowe mają dużą zdolność do konwersji w limfocyty efektorowe (Th1, Th2, Th17, Tfh). Elastyczność iTreg może wynikać ze specyficznego stanu epigenetycznego loci odpowiadających podtypom komórek efektorowych. Jedynie locus Il17 jest represywnie zmody­fikowane, pozostałe miejsca (z wyjątkiem permisywnego locus Foxp3) są biwalentne lub nie zawierają żadnych mo­dyfikacji [34]. Ekspozycja na IL-6 powoduje konwersję do Th17, natomiast utrata ekspresji FOXP3 i kontakt z limfo­cytami B sprzyja przekształceniu do Tfh [28]. Obniżenie poziomu ekspresji FOXP3 może się też wiązać z wytwa­rzaniem IFN-γ i konwersją do Th1. Inaktywacja czynnika transkrypcyjnego IRF4 jest niezbędna, by limfocyt regu­latorowy mógł konwertować do Th2.
Komórki Th17 tracą zdolność do wytwarzania IL-17, je­śli nie są permanentnie poddawane polaryzacji w obecno­ści IL-6 i TGF-β. Gdy znajdą się w środowisku bogatym w IL-12 lub IL-4, konwertują odpowiednio do Th1 lub Th2 [28]. Możliwe jest także przekształcenie Th17 do Tfh, ale brak doniesień o konwersji do komórek regulatorowych [46].
Jedną z najbardziej elastycznych grup limfocytów CD4+ są Tfh. Mogą się przekształcać do Th1, Th2 i Th17, w zależ­ności od środowiska w jakim się znajdą, przy czym zmia­na fenotypu polega głównie na ekspresji na powierzchni komórki receptorów zasiedlania charakterystycznych dla powyższych grup [8].
Zmiennością charakteryzuje się również fenotyp limfocy­tów Th2. Mogą one bowiem wytwarzać IL-17, gdy z wy­łączoną ekspresją niezależnego czynnika wzrostu Gfi-1 (growth factor independent 1) umieści się je w środowi­sku polaryzacyjnym Th17 [28]. Podczas inwazji paso­żytów wielokomórkowych limfocyty Th2 ulegają kon­wersji do Tfh - obniżona zostaje ekspresja GATA3 na korzyść Bcl-6 [28]. Gdy w środowisku komórki Th2 za­miast IL-2 występuje TGF-β, możliwa jest konwersja ko­mórki Th2, do Th9. Transkrypcja genu Il9 jest wtedy in­dukowana przez białko NF-κB. Natomiast gdy limfocyty Th2 (wytwarzające IL-4, -5 i -13) umieści się w obec­ności IL-12 i IFN-γ, dochodzi do przekształcenia w ko­mórkę wytwarzającą zarówno IL-4, jak i IFN-γ (fenotyp zbliżony do Th1) [51]. Wiązanie się T-bet z wieloma se­kwencjami wzmacniającymi, indukuje ekspresję RUNX3 i HLX i rekrutuje metylotransferazy histonów. Dzięki tak szerokiemu zakresowi działania, czynnik transkrypcyj­ny T-bet może przełączyć szlak różnicowania komórki z Th2 na Th1, nawet w przypadku zaawansowanej roz­wojowo komórki [46].
Najmniej elastyczne są komórki Th1. Jednak w warun­kach polaryzacji swoistych dla limfocytów Th2, możliwa jest indukcja transkrypcji genu kodującego IL-4 wspól­nie z IFN-γ [51] lub konwersja do Tfh, nie zaobserwowa­no jednak podobnego przekształcenia do Th17 lub iTreg. Schemat przemian, jakim mogą podlegać zróżnicowane komórki T CD4+ przedstawiono na ryc. 5.
Ryc. 5. Plastyczność szlaków różnicowania komórek T CD4+ (wg [28,29,41,46]). Limfocyty Th1 mogą się przekształcać do Th2 i Thf, zaś komórki Th2 - do Th1, Tfh, Th9 i Th17. Limfocyty Th17 ulegają konwersji do Th1, Th2 i Tfh, a komórki iTreg do Th1, Th2, Th17 i Tfh. Limfocyty folikularne mogą różnicować się zarówno do Th1 i Th2, jak i Th17

Podsumowanie
Droga, jaką musi przejść macierzysta komórka szpiku kost­nego, by stać się dojrzałym limfocytem T CD4+ jest wielo­etapowa i wymaga wielu czynników, w tym - utworzenia funkcjonalnego receptora TCR w grasicy i określonego mi­krośrodowiska. Właśnie to zmieniające się otoczenie działa­jące za pośrednictwem cytokin z odpowiednimi receptorami na dziewiczych, spoczynkowych lub efektorowych komór­kach T CD4+, pozwala na aktywację swoistych wewnątrzko­mórkowych szlaków sygnałowych, a w konsekwencji prowa­dzi do rekrutacji i aktywacji czynników transkrypcyjnych. Te ostatnie zaś, związawszy się z promotorami odpowied­nich genów, wykazują zdolność pobudzania ich transkrypcji.
Białka oddziałujące z DNA nie tylko aktywują kontrolo­wane przez siebie geny, lecz także wpływają na przemo­delowanie chromatyny oraz - wskutek interakcji ze sobą i z DNA - hamują lub pobudzają się nawzajem. Okazuje się, że rola głównych czynników transkrypcyjnych, takich jak T-bet, GATA3, RORγt, RORα, c-Maf czy Bcl-6, pole­gająca na wiązaniu sekwencji promotorowych, nie jest tak ważna w procesie różnicowania jak przypuszczano. W wie­lu przypadkach ustępuje miejsca działalności białek STAT, które dzięki kontaktowi z DNA nie tylko indukują transkryp­cję genów, ale przede wszystkim promują modyfikacje ge­netyczne w obrębie kontrolowanych sekwencji przez rekru­tacje metylotransferaz i acetylotransferaz [46]. Pobudzenie transkrypcji genów cytokin wymaga więc nie tylko aktywa­cji polimerazy RNA, ale wiąże się z przestrzennym przy­stosowaniem ich locus do efektywnego odczytu informa­cji genetycznej. Dlatego też najnowsze publikacje tak dużą wagę w różnicowaniu komórek T przypisują czynnikom epigenetycznym [51]. To właśnie przestrzenna konforma­cja chromatyny decyduje o dostępności informacji gene­tycznej. Stan epigenetyczny loci genów cytokin pozwala na utrwalenie fenotypu i decyduje o tym, czy zróżnicowa­ny limfocyt CD4+ będzie mógł ulec konwersji do innego typu [28]. Zmiana kondensacji chromatyny w obrębie ge­nów cytokin pozwala zachować limfocytom CD4+ określo­ny fenotyp podczas migracji w krwiobiegu, a jednocześnie umożliwia zmianę profilu wydzielanych czynników, w za­leżności od potrzeb reakcji immunologicznej w tkance do­celowej. Oddziaływania epigenetyczne uczestniczące w róż­nicowaniu się tych komórek są zatem głównym czynnikiem pozwalającym na uzyskanie ich dużej plastyczności i ela­styczności, co umożliwia im sprawne reagowanie na zmia­ny zachodzące w różnych mikrośrodowiskach organizmu.
PIŚMIENNICTWO
[1] Abbas A., Lichtman A., Pillai S.: Cellular and molecular immunology. Saunders Elsevier, Philadelphia 2007
[2] Afkarian M., Sedy J.R., Yang J., Jacobson N.G., Cereb N., Yang S.Y., Murphy T.L., Murphy K.M.: T-bet is a STAT1-induced regulator of IL-12R expression in naive CD4+ T cells. Nat. Immunol., 2002; 3: 549-557
[PubMed]  
[3] Ahlers J.D., Belyakov I.M.: Molecular pathways regulating CD4+ T cell differentiation, anergy and memory with implications for vaccines. Trends Mol. Med., 2010: 16: 478-491
[PubMed]  
[4] Amsen D., Spilianakis C.G., Flavell R.A.: How are Th1 and Th2 effector cells made?. Curr. Opin. Immunol., 2009; 21: 153-160
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[5] Annunziato F., Romagnani S.: Heterogeneity of human effector CD4+ T cells. Arthritis Res. Ther., 2009; 11: 257
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[6] Antunes F., Vinkemeier U.: Polymerization of STAT1 dimers is required for STAT1 nuclear retention and IFN-γ target gene induction. Cytokine, 2009; 48: 85
[7] Auernhammer C.J., Melmed S.: The central role of SOCS-3 in integrating the neuro-immunoendocrine interface. J. Clin. Invest., 2001; 198: 1735-1740
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[8] Bluestone J., Mackay C., O'Shea J, Stockinger B.: The functional plasticity of T cell subsets. Nat. Rev. Immunol., 2009; 9: 811-816
[9] Bonasio R., Tu S., Reinberg D.: Molecular signals of epigenetics states. Science, 2010; 330: 612-616
[PubMed]  
[10] Carrier Y., Yuan J., Kuchroo V.K., Weiner H.L.: Th3 cells in pheripheral tolerance. I. Induction of Foxp3-positive regulatory T cells by Th3 cells derived from TGFβ T cell-transgenic mice. J. Immunol., 2007; 179: 179-185
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[11] Chistiakov D.A., Voronova N.V., Chistiakov P.A.: The crucial role of IL-2/IL-2RA-mediated immune regulation in the pathogenesis of type 1 diabetes, an evidence coming from genetic and animal model studies. Immunol. Lett., 2008; 112: 1-5
[PubMed]  
[12] Gilmour K.C., Pine R., Reich N.C.: Interleukin 2 activates STAT5 transcription factor (mammary gland factor) and specific gene expression in T lymphocytes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995; 92: 10772-10776
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[13] He J., Zhang Y.: Janus kinase 2: an epigenetic 'writer' that activates leukemogenic genes. J. Mol. Cell Biol., 2010; 2: 231-233
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[14] Huehn J., Polansky J.K., Hamann A.: Epigenetic control of FOXP3 expression: the key to a stable regulatory T-cell lineage? Nat. Rev. Immunol., 2009; 9: 83-89
[PubMed]  
[15] Ihle J.: Signals by the hematopoetic cytokine receptors. Mol. Biol. Intelligence Unit 1996; 58-61
[16] Kassiotis G., O'Garra A.: Establishing the follicular helper identity. Immunity, 2009; 31: 450-452
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[17] Kidd P.: Th1/Th2 balance: the hypothesis, its limitations, and implications for health and disease. Altern. Med. Rev., 2003; 8: 223-246
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[18] Lee C.G., Sahoo A., Im S.H.: Epigenetic regulation of cytokine gene expression in T lymphocytes. Yonsei Med. J., 2009; 50: 322-330
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[19] Lee G.R., Fields P.E., Griffin T.J., Flavell R.A.: Regulation of the Th2 cytokine locus by a locus control region. Immunity, 2003; 19: 145-153
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[20] Łyszkiewicz M., Pajtasz-Piasecka E.: Udział receptorów interleukiny 2 i interleukiny 12 w przekazywaniu sygnału podczas aktywacji komórek układu odpornościowego. Postępy Hig. Med. Dośw.; 2002: 56: 707-731
[PubMed]  
[21] Massagué J., Seoane J., Wotton D.: Smad transcription factors. Genes Dev., 2005; 19: 2783-2810
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[22] Matuszyk J.: Rola sierocych receptorów jądrowych w rozwoju limfocytów T w grasicy. Postępy Hig. Med. Dośw., 2009; 63: 522-536
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[23] Mocellin S., Panelli M.C., Wang E., Nagorsen D., Marincola F.M.: The dual role if IL-10. Trends Immunol., 2003; 24: 36-43
[PubMed]  
[24] Mossman T.R., Coffman R.L.: TH1 and TH2 cells: different patterns of lymphokine secretion lead to different functional properties. Annu. Rev. Immunol., 1989; 7: 145-173
[PubMed]  
[25] Moustakas A., Souchelnytskyi S., Heldin C.H.: Smad regulation in TGF-β signal transduction. J. Cell Sci., 2001; 114: 4359-4369
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[26] Najjar I., Fagard R.: STAT1 and pathogens, not a friendly relationship. Biochimie, 2010; 92: 425-444
[PubMed]  
[27] O'Shea J., Laurence A., Adamson A.: CD4+ T-cell diversity. Nat. Rev. Immunol., 2009; 9: 71
[28] O'Shea J.J., Paul W.E.: Mechanisms underlying lineage commitment and plasticity of helper CD4+ T cells. Science, 2010; 327: 1098-1102
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[29] Ouyang W., Ranganath S.H., Weindel K., Bhattacharya D., Murphy T.L., Sha W.C., Murphy K.M.: Inhibition of Th1 development mediated by GATA-3 through an IL-4-independent mechanism. Immunity, 1998; 9: 745-755
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[30] Passerini L., Allan S.E., Battaglia M., Nunzio S., Alstad A.N., Levings M.K., Roncarolo M.G., Bacchetta R.: STAT5-signaling cytokines regulate the expression of FOXP3 in CD4+CD25+ regulatory T cells and CD4+CD25- effector T cells. Int. Immunol., 2008; 20: 421-431
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[31] Petronis A.: Epigenetics as a unifying principle in the aetiology of complex traits and diseases. Nature, 2010; 465: 721-727
[PubMed]  
[32] Pot C., Jin H., Awasthi A., Liu S.M., Lai C.Y., Madan R., Sharpe A.H., Karp C.L., Miaw S.C., Ho I.C., Kuchroo V.K.: Cutting edge: IL-27 induces the transcription factor c-Maf, cytokine IL-21 and the costimulatory receptor ICOS that coordinately act together to promote differentiation of IL-10 producing Tr1 cells. J. Immunol., 2009; 183: 797-801
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[33] Reis e Sousa C.: Dendritic cells in a mature age. Nat. Rev. Immunol., 2006; 6: 476-483
[PubMed]  
[34] Rowell E., Wilson C.B.: Programming perpetual T helper cell plasticity. Immunity, 2009; 30: 7-9
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[35] Sallusto F., Lanzavecchia A.: Heterogeneity of CD4+ memory T cells: Functional modules for tailored immunity. Eur. J. Immunol., 2009; 39: 2076-2082
[PubMed]  
[36] Sanchez-Guajardo V., Tanchot C., O'Malley J.T., Kaplan M.H., Garcia S., Freitas A.A.: Agonist-driven development of CD4+CD25+Foxp3+ re­gulatory T cells requires a second signal mediated by Stat6. J. Immunol., 2007; 178: 7550-7556
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[37] Schoemaker J., Saraiva M., O'Garra A.: GATA-3 directly remodels the IL-10 locus independently of IL-4 in CD4+ T cells. J. Immunol, 2006; 176: 3470-3479
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[38] Sekimata M., Perez-Melgosa M., Miller S.A., Weinmann A.S., Sabo P.J., Sandstrom R., Dorschner M.O., Stamatoyannopoulos J.A., Wilson C.B.: CCCTC-binding factor and the transcription factor T-bet orchestrate T helper 1 cell-specific structure and function at the interferon-γ locus. Immunity, 2009; 31: 551-564
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[39] Shen Z., Chen L., Hao F., Wu, J.: Transcriptional regulation of Foxp3 gene: multiple signal pathways on the road. Med. Res. Rev., 2009; 29: 742-766
[PubMed]  
[40] Soroosh P., Doherty T.A.: Th9 and allergic disease. Immunology, 2009; 127: 450-458
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[41] Tao R., Zoeten E.F., Ozkaynak E., Wang, L., Li, B., Greene M.I, Wells A.D., Hancoock W.W.: Histone deacetylase inhibitors and transplantation. Curr. Opin. Immunol., 2007; 19: 589-595
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[42] Tarakhovsky A.: Tools and landscapes of epigenetics. Nat. Immunol., 2010; 11: 565-568
[PubMed]  
[43] Weaver C.T., Murphy K.M.: T-cell subsets: the more the merrier. Curr. Biol., 2007; 17: R61-R63
[PubMed]  
[44] Wei J., Duramad O., Perng O.A., Reiner S.L., Liu Y.J., Qin F.X.: Antagonistic nature of T helper 1/2 developmental programs in opposing peripheral induction of Foxp3+ regulatory T cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 18169-18174
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[45] Wilson C.B., Makar K.W., Shnyreva M., Fitzpatrick D.R.: DNA methylation and the expanding epigenetics of T cell lineage commitment. Semin. Immunol., 2005; 17: 105-119
[PubMed]  
[46] Wilson C.B., Rowell E., Sekimata M.: Epigenetic control of T-helper-cell differentiation. Nat. Rev. Immunol., 2009; 9: 91-105
[PubMed]  
[47] Wilson C.B., Schoenborn J.: BACing up the interferon-γ locus. Immunity, 2006; 25: 691-693
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[48] Wojas J., Pajtasz-Piasecka E.: Oddziaływanie komórek dendrytycznych z limfocytami T regulatorowymi. Postępy Med. Hig. Dośw., 2010; 64: 167-174
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[49] Yssel H., Pene J.: Interleukin-22-producing T cells: a specialized population involved in skin inflammation. Immunol. Cell Biol., 2009; 87: 574-576
[Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[50] Yu L., Batten M., Mackay C.R., King C.: Lineage specification and heterogeneity of T follicular helper cells. Curr. Opin. Immunol., 2009; 21: 619-625
[PubMed]  
[51] Zhou L., Chong M.M., Littman D.R.: Plasticity of CD4+ T cell lineage differentiation. Immunity, 2009; 30: 646-655
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[52] Zhou X., Bailey-Bucktrout S., Jeker L.T., Bluestone J.A.: Plasticity of CD4+ Foxp3+ T cells. Curr. Opin. Immunol., 2009; 21: 281-285
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[53] Ziegler S.F., Buckner J.H.: FOXP3 and the regulation of Treg/Th17 differentiation. Microbes Infect., 2009; 11: 594-598
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.