Postepy Hig Med Dosw. (online), 2011; 65: 270-276
Review
Full Text PDF  

Rola białka AS160/TBC1D4 w transporcie glukozy do wnętrza miocytów
The role of protein AS160/TBC1D4 in the transport of glucose into skeletal muscles
Agnieszka Mikłosz, Karolina Konstantynowicz, Tomasz Stepek, Adrian Chabowski
Zakład Fizjologii Uniwersytetu Medycznego w Białymstoku
Adres do korespondencji
prof. dr hab. Adrian Chabowski, Zakład Fizjologii Uniwersytetu Medycznego w Białymstoku, ul. Mickiewicza 2c, 15-230 Białystok; e-mail: adrian@umwb.edu.pl

Otrzymano:  2010.12.29
Zaakceptowano:  2011.04.05
Opublikowano:  2011.05.06

Streszczenie
Mięśnie szkieletowe to jedne z najważniejszych tkanek uczestniczących w utrzymaniu home­ostazy glukozy całego organizmu. Glukoza przenika do komórek mięśniowych na zasadzie dy­fuzji ułatwionej, zachodzącej z udziałem transporterów glukozy (GLUT). Stymulacja insulino­wego (związanego z aktywacją 3-kinazy fosfatydyloinozytolu - PI3K) bądź też niezależnego od insuliny (związanego z aktywacją kinazy zależnej od AMP - AMPK) szlaku przekaźnictwa sy­gnału uruchamia kaskadę reakcji prowadzącą do translokacji GLUT-4 do błony komórkowej, a w konsekwencji do wzrostu wychwytu glukozy w miocytach. W prowadzonych ostatnio bada­niach wykazano, że bezpośrednio w proces translokacji GLUT-4 jest zaangażowane białko sy­gnałowe określane jako AS160 - substrat Akt o masie cząsteczkowej 160 kDa. Białko to praw­dopodobnie jest ogniwem łączącym szlak insulinowy ze szlakiem zależnym od aktywacji kinazy AMPK. Badania potwierdzają, iż fosforylacja AS160 ulega wzmożeniu zarówno pod wpływem stymulacji insuliną, jak też podczas wysiłku fizycznego, co wskazuje na ich addytywną zależ­ność. W mięśniach szkieletowych osób z opornością na insulinę i/lub cukrzycą typu 2 dochodzi do znacznego obniżenia zależnej od insuliny fosforylacji białka AS160 i spadku translokacji do błony GLUT-4. Stąd też zmniejszony poziom insulinozależnej fosforylacji AS160 może odgry­wać istotną rolę w oporności na insulinę in vivo.
Słowa kluczowe: mięśnie szkieletowe • AS160 • GLUT-4 • PI3K • AMPK • insulinooporność


Summary
Skeletal muscle plays an essential role in the regulation of whole-body glucose homeostasis. Glucose is transported into the muscle cells via protein-mediated transport that requires sarco­lemmal glucose transporters (GLUT). Translocation of GLUT-4 to the plasma membranes is the most potent factor stimulating glucose uptake by myocytes. Relocation of GLUT-4 from an intra­cellular pool(s) to the plasma membranes is activated by either insulin (associated with activation of kinase PI3K), or physical activity (associated with activation of kinase AMPK). Recent stu­dies have shown that the signaling protein known as AS160 is involved in the directed GLUT-4 intramyocellular redistribution. AS160 protein appears to be activated by the insulin pathway as well as by AMPK. Moreover, in human skeletal muscles that are insulin-resistant, insulin-stimu­lated phosphorylation of AS160 is significantly impaired. Therefore, decreased insulin-induced AS160 phosphorylation that results in diminished GLUT-4 redistribution to the plasma membra­ne may play an important role in insulin resistance in vivo.
Key words: skeletal muscle • AS160 • GLUT-4 • AMPK • PI3K • insulin resistance




1. Wprowadzenie
Mięśnie szkieletowe to jedne z najważniejszych tkanek uczestniczących w utrzymaniu homeostazy glukozy całe­go organizmu. Stanowią one prawie 40% masy ciała i od­powiedzialne są za 80% wychwytu glukozy krążącej we krwi [15,26]. Glukoza jako substancja polarna nie może swobodnie przenikać przez błonę komórkową zbudowaną głównie z fosfolipidów i cząsteczek cholesterolu. Transport glukozy do wnętrza miocytów wymaga więc udziału swo­istych przenośników białkowych, określanych skrótem GLUT (glucose transporter). Głównym transporterem glu­kozy w mięśniach poprzecznie prążkowanych, podlegaja­cym regulacji jest GLUT-4 (glucose transporter-4). Ulega on translokacji ze struktur wewnątrzkomórkowych do błony komórkowej miocytów [23,43]. W warunkach podstawo­wych (brak stymulacji komórek mięśniowych) więcej niż 90% całkowitej liczby transporterów GLUT-4 umiejsco­wionych w strukturach wewnątrzkomórkowych, a jedynie około 10% w błonie komórkowej [25,54]. Stymulacja za­leżnego od insuliny (związanego z aktywacją kinazy PI3K) bądź też niezależnego od insuliny (związanego z aktywa­cją kinazy AMPK) szlaku przekaźnictwa sygnału urucha­mia kaskadę reakcji prowadzącą do translokacji GLUT-4 do błony komórkowej, a w konsekwencji do wzrostu wy­chwytu glukozy [32]. Jest to zależność wprost proporcjo­nalna, im większa liczba transporterów GLUT-4 w błonie komórkowej tym większy jest transport glukozy do wnę­trza komórki. Zaobserwowano, że już 2-3 min po stymu­lacji insuliną, dochodzi do translokacji około 50% białek GLUT-4 do sarkolemmy [22]. W mięśniu szkieletowym pobudzenie transportu glukozy przez insulinę zwiększa jej dostępność dla przemiany glikolitycznej i syntezy gli­kogenu. Natomiast pobudzenie transportu glukozy poprzez aktywację kinazy AMPK zwiększa dostępność glukozy głównie do przemian oksydacyjnej fosforylacji i powodu­je zahamowanie syntezy glikogenu [25].
Szczególnie interesującym wydają się doniesienia sugeru­jące, że zarówno szlak insulinowy jak i szlak zależny od aktywacji kinazy AMPK schodzą się w jednym miejscu, aktywując białko AS160 bezpośrednio odpowiedzialne za przemieszczanie się transporterów GLUT-4 do błony ko­mórkowej. W pracy uwzględniono główne doniesienia od­noszące się do roli AS160 w regulacji transportu glukozy do wnętrza miocytów.
2. Insulinowy szlak przekaźnictwa sygnału
Działanie insuliny na poziomie komórkowym rozpoczy­na się od jej połączenia ze swoistym receptorem insuli­nowym. Receptor insulinowy jest glikoproteiną o cha­rakterze heterodimeru (α2β2), zbudowanym z dwóch zewnątrzkomórkowych podjednostek α oraz dwóch we­wnątrzkomórkowych podjednostek β o aktywności kina­zy tyrozynowej. Receptor insulinowy działa jak klasyczny enzym allosteryczny, gdyż ma regulatorową podjednost­kę a oraz katalityczną podjednostkę β. Zasadniczą funk­cją podjednostki a jest wiązanie insuliny, natomiast pod­jednostka β odpowiada za dalsze przekazywanie sygnału [40,49] (ryc. 1). Związanie insuliny prowadzi do zmian konformacyjnych receptora, których wynikiem jest autofos­forylacja grup tyrozynowych w podjednostkach β. W wy­niku autofosforylacji podjednostka β może fosforylować reszty tyrozynowe innych białek [25].
Ryc. 1. Mechanizm insulinowego oraz zależnego od wysiłku fizycznego szlaku przekaźnictwa sygnału w komórkach mięśni szkieletowych. Stymulacja insuliną przez aktywację kinazy Akt oraz czynnością skurczową poprzez kinazę AMPK prowadzi do fosforylacji białka AS160. Następstwem tego jest translokacja GLUT-4 do błony komórkowej, a w konsekwencji wzrost wychwytu glukozy do wnętrza miocytów; AMP - adenozynomonofosforan; AMPK - kinaza białkowa aktywowana przez AMP; aPKC - atypowa kinaza białkowa C; AS160 - substrat Akt o masie 160 kDa; ATP - adenozynotrifosforan; CaMKK - kinaza kinazy zależnej od kalmoduliny/Ca2+; GLUT-4 - transporter glukozy 4; GSV - pęcherzyki magazynujące GLUT-4; IRS - substrat receptora insulinowego; LKB-1 - kinaza treoninowo-serynowa 1; PDK-1 - kinaza 1 zależna od fosfatydyloinozytolu; PI3K - 3-kinaza fosfatydyloinozytolu; PIP2 - 4,5-difosforan fosfatydyloinozytolu; PIP3 - 3,4,5-trifosforan fosfatydyloinozytolu; PKB/Akt - kinaza białkowa B; Rab/GDP - białko Rab/guanozynodifosforan; Rab/GTP - białko Rab/guanozynotrifosforan; „+" - pobudza; „?" - przypuszczalne działanie pobudzające

Zidentyfikowano co najmniej dziewięć wewnątrzkomór­kowych substratów aktywności kinazowej receptora insu­linowego [22]. Szczególne znaczenie mają białka określane symbolem IRS (insulin receptor substrat). Są to fosfopro­teiny, zawierające domeny: PH (plecstrin homology), PTB (phosphotyrosine binding) oraz domenę zawierającą wiele potencjalnych miejsc fosforylacji tyrozyny [50]. Zarówno IRS-1 jak i IRS-2 są substratem receptora insulinowego, jednak ich biologiczna rola jest różna. Zaobserwowano, że w insulinowym szlaku przekaźnictwa sygnału IRS-1 od­grywa większą rolę w mięśniach szkieletowych, zaś IRS-2 w wątrobie [33,50]. Ponadto w badaniach na myszach po­zbawionych genu kodującego IRS-2 wykazano, że defekt ten skutkuje opornością na insulinę, zahamowaniem wzro­stu i rozwoju komórek β w trzustce, czego następstwem była cukrzyca. Natomiast usunięcie genu kodującego IRS-1 spowodowało zmniejszoną tolerancję glukozy oraz umiar­kowaną insulinooporność, co jednak nie doprowadziło do rozwoju cukrzycy [10,50]. Białka IRS nie mają aktywności katalitycznej, ale zawierają domeny, poprzez które mogą aktywować inne cząsteczki sygnalizacyjne, takie jak 3-ki­naza fosfatydyloinozytolu (PI3-kinase, phosphatidylinositol 3-kinase). Enzym ten (PI3K) jest heterodimerem zbudowa­nym z podjednostki regulatorowej p85 oraz podjednostki katalitycznej p110. Białko IRS-1 łączy się z podjednostką p85 kinazy PI3K, aktywując jej katalityczną podjednostkę p110 [54]. W wyniku czego, PI3K fosforyluje występują­cy w błonie plazmatycznej difosforan fosfatydyloinozyto­lu (PIP2, phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate) do trifos­foranu fosfatydyloinozytolu (PIP3, phosphatidylinositol 3,4,5-trisphosphate) [10]. Kolejnym etapem insulinowego szlaku przekaźnictwa sygnału jest połączenie PIP3 z ki­nazą 1 zależną od fosfatydyloinozytolu (PDK-1, phospho­inositide - dependent kinase 1) [25]. Do znanych substra­tów PDK-1 należą kinazy białkowe B (PKB, protein kinase B) i C (PKC, protein kinase C) [6,40]. Kinaza białkowa B jest homologiem (produktu) onkogenu v-Akt, dlatego też określana jest również jako Akt. Mechanizm aktywacji tej kinazy polega na fosforylacji dwóch reszt Thr308 i Ser473 [35]. Dotychczas zidentyfikowano trzy izoformy białka Akt (α,β,γ). Podstawową funkcją Akt jest aktywacja ka­skady reakcji prowadzących do wzrostu ekspresji błono­wej GLUT-4 w odpowiedzi na działanie insuliny, a proces ten jest zależny głównie od Akt-β. Stwierdzono, że insulina wzmaga aktywację Akt-β i dopiero wówczas uruchamia ka­skadę reakcji prowadzącą do translokacji GLUT-4 ze struk­tur wewnątrzkomórkowych do błony komórkowej [11,19].
W prowadzonych ostatnio badaniach wykazano, że bezpo­średnio w proces translokacji GLUT-4 jest zaangażowane kolejne białko sygnałowe określane jako AS160. Aktywacja Akt prowadzi do fosforylacji AS160 - substratu Akt o ma­sie cząsteczkowej 160 kDa [1,4,14,34]. Białko to określa­ne jest również jako TBC1D4 [TBC (Tre-2/Bub2/Cdc16) domain family, member 4]. W 2002 r. Lienhard i wsp. zi­dentyfikowali białko TBC1D4 jako podstawowy substrat Akt w komórkach 3T3-L1 adipocytów [28]. Następnie za­obserwowano, że AS160 funkcjonuje także w mięśniach szkieletowych myszy, szczura i człowieka [4]. Badając mięśnie szkieletowe ludzi i gryzoni, wykazano, że insuli­na zwiększa 2-3-krotnie fosforylację AS160 w porówna­niu do stanu podstawowego [23].
Białko AS160/TBC1D4 zawiera: 2 domeny wiążące fos­fotyrozynę PTB (phosphotyrosine binding), domenę CBD (calmodulin binding domain), domenę Rab GAP (Rab GTPase activating protein) oraz co najmniej 9 miejsc fos­forylacji (Ser318, Ser341, Thr568, Ser570, Ser588, Thr642, Ser666, Ser704 oraz Ser751). Domena PTB zawiera koniec terminal­ny - NH2, zaś domena GAP - COOH [25,39,48].
W badaniach przeprowadzonych in vitro stwierdzono, że domena Rab-GAP wykazuje aktywność wobec kilku białek z rodziny Rab: 2A, 8A, 10, 11, 14, z czego najbar­dziej interesujące wydają się Rab 10, 11, 14 gdyż zosta­ły one zlokalizowane w wewnątrzkomórkowych pęche­rzykach zawierających GLUT-4 [25,34,43]. Białka 10, 11, 14 Rab odgrywają więc istotną rolę w przemiesz­czaniu się tych pęcherzyków z transporterami GLUT-4. Ponadto zaangażowane są w każdy etap transportu pęche­rzyków, tj. tworzenie, translokację, a także wiązanie i fu­zję z błoną komórkową [25]. Obecne doniesienia wska­zują, że w translokacji pęcherzyków z GLUT-4, AS160 nie reguluje jedynie etapu fuzji pęcherzyka z sarkolem­mą [20] (ryc. 1).
Liczne badania biochemiczne wykazały, że w warunkach podstawowych aktywna domena GAP AS160 utrzymu­je białka Rab w stanie nieaktywnym przez ich związanie z GDP, w konsekwencji transportery GLUT-4 pozostają w wewnątrzkomórkowych strukturach, a wychwyt glukozy jest w znacznej mierze zahamowany. Po stymulacji insu­liną, Akt fosforyluje AS160, dezaktywując domenę GAP, następstwem czego jest związanie białek Rab z GTP, co prowadzi do translokacji GLUT-4 do błony komórkowej. W ten sposób AS160 odgrywa rolę negatywnego regulato­ra translokacji GLUT-4 z pęcherzyków wewnątrzkomórko­wych do błony komórkowej [14,19,24,43,44,46].
Wykazano, że AS160 ulega fosforylacji nie tylko pod wpły­wem insuliny, ale także IGF-1 (insulinopodobny czynnik wzrostu 1), EGF (nabłonkowy czynnik wzrostu) oraz AICAR (5-aminoimidazole-4-carboxamide-riboside). Każdy z tych czynników aktywuje AS160 w wyniku fosforylacji różnych miejsc [9]. Ostatnie doniesienia wskazują, że stymulacja in­suliną prowadzi do fosforylacji AS160 w pozycji Thr642 oraz interakcji AS160 z białkiem 14-3-3 [39]. Przypuszczalnie interakcja ta jest dynamiczna i krótkotrwała, wymagana je­dynie do oddysocjowania AS160 od wewnątrzkomórkowych pęcherzyków magazynujących GLUT-4 (GSVs, GLUT-4 storage vesicles) do cytoplazmy. Kolejne badania potwier­dzają, iż insulina zwiększa zdolność wiązania AS160 z biał­kiem 14-3-3 w mięśniach szkieletowych człowieka [23,24].
Wortmanina (wybiórczy inhibitor kinazy PI3K) hamuje fos­forylację Akt oraz następczą aktywację AS160, w wyniku czego blokuje insulinozależną translokację GLUT-4 do bło­ny komórkowej miocytów. Przy czym nie wpływa hamują­co na translokację GLUT-4 zależną od czynników stresu ko­mórkowego, prowadzących do zmniejszenia ilości ATP, co aktywuje kinazę AMPK. Badania te potwierdzają, że PI3K nie jest ogniwem szlaku przekaźnictwa sygnału zależnego od skurczu mięśnia. Wykazano jednak, że wortmanina ograni­cza lub nawet całkowicie hamuje fosforylację białka AS160 zależną od skurczów mięśnia szkieletowego. Wskazuje to na główną rolę AS160 jako łącznika kaskady sygnału insulino­wego oraz kaskady sygnału skurczów mięśnia [7].
3. Niezależny od insuliny szlak przekaźnictwa sygnału
Jednym z podstawowych szlaków przekaźnictwa sygna­łu niezależnych od insuliny, a wzmagających translokację GLUT-4 do błony komórkowej jest szlak aktywowany przez wysiłek fizyczny. Skurcz mięśnia szkieletowego powoduje wzrost zawartości wewnątrzkomórkowego AMP a spadek ATP, co prowadzi do zmiany stosunku AMP/ATP i skut­kuje fosforylacją oraz aktywacją kinazy białkowej akty­wowanej przez AMP (AMPK, AMP-activated protein ki­nase) [27,53] (ryc. 1).
Kinaza AMPK jest białkiem o strukturze heterotrimeru zło­żonym z jednej podjednostki katalitycznej α oraz dwóch podjednostek regulatorowych β i γ. U ssaków wyróżnio­no kilka izoform poszczególnych podjednostek: dwie izo­formy podjednostki α (α12), dwie izoformy podjednost­ki β (β12) oraz trzy izoformy podjednostki γ (γ123). Jednak tylko trzy kompleksy AMPK stwierdzono w mię­śniach szkieletowych człowieka (α1β21, α2β21, α2β23). Fosforylacja Thr172 w α12 katalitycznej podjednostki jest niezbędna do aktywacji AMPK [45].
Ostatnie badania wskazują, że regulacja aktywności AMPK jest zależna od kinazy treoninowo-serynowej LKB-1 (se­rine/threonine kinase-1) [27,42]. Wykazano, że usunięcie genu kodującego LKB-1 u myszy powoduje wyraźny spa­dek aktywności oraz wrażliwości AMPK na zmiany za­wartości komórkowego AMP w stosunku do ATP [40,53]. Jednak nadal nie wiadomo, czy LKB-1 jest odpowiedzial­na tylko za aktywację kinazy AMPK, dlatego też poznanie jej roli wymaga dalszych badań. Stwierdzono, że AMPK jest również aktywowana przez lek przeciwcukrzycowy - metforminę oraz związek o nazwie AICAR, co w konse­kwencji prowadzi do translokacji GLUT-4 do błony pla­zmatycznej [36,40]. Kilka grup badawczych wykorzystując myszy pozbawione genu kodującego podjednostki α2 i γ3 kinazy AMPK, wykazało całkowicie zahamowany, zależ­ny od translokacji GLUT-4, transport glukozy. Ponadto za­obserwowano istotnie obniżony poziom fosforylacji biał­ka AS160 w odpowiedzi na egzogenną aktywację AMPK przez AICAR, ale nie na skurcz mięśnia [27,47]. Z kolei metformina w mięśniach szkieletowych zwiększa o 20-50% transport i utlenianie glukozy oraz syntezę glikogenu, a tak­że wzmaga aktywność kinazy AMPK [30].
Doniesienia wskazują na istotne znaczenie białka AS160 jako łącznika insulinowego szlaku przekaźnictwa sygnału oraz szlaku zależnego od AMPK celem osiągnięcia mak­symalnej wydajności translokacji GLUT-4 do błony ko­mórkowej miocytów [8,23]. Badania dowodzą, że AS160 jest nie tylko substratem dla Akt, ale również dla innych kinaz w tym m.in. AMPK [39,46]. Zaobserwowano wzrost fosforylacji AS160 w wyniku skurczu mięśnia szkieleto­wego oraz po inkubacji mięśni z AICAR, przy czym fos­forylacja ta nie była zależna od aktywności Akt [3,12,17]. Kolejne badania przeprowadzane na transgenicznych mo­delach zwierząt również stwierdzają, że fosforylacja AS160 jest regulowana przez AMPK, a dokładniej poprzez jej podjednostkę α2 [23]. Co więcej Treebak i wsp. w swoich badaniach sugerują, że podczas wysiłku fizycznego u lu­dzi, AMPK bardziej niż Akt zaangażowana jest w fosfo­rylację AS160 [45].
Zarówno badania przeprowadzane in vivo jak i in vitro na ludziach i gryzoniach, potwierdzają, że białko AS160 ulega fosforylacji pod wpływem skurczu mięśni szkieletowych. Szlak ten jest niezależny od insuliny, jednak przypusz­cza się, że białko AS160 jest wspólnym ogniwem łączą­cym oba szlaki. Dalsze badania wykazały, że fosforylacja AS160 ulega wzmożeniu pod wpływem stymulacji insu­liną oraz czynnością skurczową, wskazując jednocześnie na ich addytywną zależność [23,46]. Frosig i wsp. zaob­serwowali widoczny po treningu wzrost ekspresji i aktyw­ności Akt oraz białka AS160 [16]. Ponadto wykazano, że w mięśniu epitrochlearis fosforylacja AS160 pozostaje wzmożona przez 3 godziny po wysiłku fizycznym [18,41]. Inni autorzy donoszą, o 14-godzinnej wzmożonej fosfory­lacji w mięśniach szkieletowych człowieka w porównaniu do grupy w spoczynku [16].
Skurcz mięśnia szkieletowego na skutek wysiłku fizycznego uruchamia szlak zależny od wzrostu stężenia wewnątrzko­mórkowego Ca2+ wewnątrz miocytu, który odpowiedzial­ny jest także za przemieszczanie się transporterów GLUT-4 do błony komórkowej. Wzrost stężenia wolnych jonów Ca2+ aktywuje kinazę kinazy zależnej od kalmoduliny/ Ca2+ (CaMKK, calmodulin-dependent protein kinase ki­nase) oraz kinazę PKC (protein kinase C) [21,40] (ryc. 1). Ostatnie doniesienia wskazują, że nadekspresja CaMKK w mięśniach szkieletowych powoduje również istotny wzrost aktywności AMPK [52]. W kolejnych badaniach wykazano, że farmakologiczne zahamowanie aktywności CaMKK poprzez inkubację szczurzych mięśni szkieleto­wych z STO-609 (swoistym inhibitorem CaMKK) prowa­dzi do znacznego obniżenia aktywności AMPK. Natomiast inkubacja mięśni szkieletowych z STO-609 stymulowa­nych do aktywności skurczowej nie obniżyła fosforylacji AMPK. Wskazuje to na istnienie niezależnych od siebie mechanizmów aktywacji AMPK przez kinazę CaMKK. [51,53,55]. Ponadto zaobserwowano, że wzrost ekspresji CaMKK nie jest powiązany bezpośrednio ze wzrostem fos­forylacji AS160 w mięśniach szkieletowych, co wskazuje, że CaMKK inicjuje metaboliczne reakcje w sposób nieza­leżny od aktywności AS160 [40]. Niemniej jednak brak jest badań wiążących aktywność kinazy CaMKK z bezpośred­nią aktywacją AS160 w komórkach mięśni szkieletowych.
Drugą kinazą aktywowaną przez wzrost wewnątrzkomór­kowego stężenia Ca2+ jest kinaza PKC, która jest także elementem insulinowego szlaku przekaźnictwa sygnału [37]. Podczas wysiłku fizycznego zwiększa się aktyw­ność atypowych kinaz białkowych C (atypical protein ki­nase C - aPKC), co prowadzi do pobudzenia translokacji GLUT-4 i wzrostu wychwytu glukozy, niezależnego od aktywacji kinazy PI3K [6]. Część autorów sugeruje, że aktywowana skurczem mięśni kinaza aPKC bierze udział w transporcie glukozy poprzez aktywację AS160 [40,44]. Przypuszcza się więc, że rola aPKC w procesie transloka­cji GLUT-4 do błony komórkowej miocytów jest podobna do roli białka Akt w insulinowym szlaku [12,30] (ryc. 1). Należy jednak zaznaczyć, iż dokładny mechanizm działa­nia aPKC nie jest jeszcze w pełni poznany, wobec czego wymaga dalszych badań.
4. Rola AS160 w zaburzeniach transportu glukozy do wnętrza miocytów
Niedobór insuliny i/lub brak jej prawidłowego działania w mięśniach szkieletowych jest głównym czynnikiem pato­genetycznym charakteryzującym cukrzycę [11]. Oporność na działanie insuliny w mięśniach szkieletowych jest związana przede wszystkim z niedostateczną translokacją transporte­rów GLUT-4 do błony komórkowej miocytów. Zaburzenia wrażliwości komórek mięśniowych na stymulację insuliną w znacznej mierze decydują o ogólnoustrojowej insulino­oporności, ponieważ mięśnie szkieletowe są podstawową tkanką regulującą wychwyt glukozy krążącej we krwi [13].
Wykazano, że w insulinooporności oraz cukrzycy typu 2 do­chodzi do osłabienia aktywności białka IRS-1 i/lub kinazy PI3K i/lub Akt w mięśniach szkieletowych [15,20,21,30,53]. Zahamowanie fosforylacji Akt w pozycji Thr308 i spadek jej aktywności powoduje wtórne upośledzenie fosforyla­cji AS160. Obecnie wiadomo, że w wyniku fizjologicz­nej stymulacji insuliną in vivo w mięśniach szkieletowych człowieka zwiększa się fosforylacja białka AS160. Jednak fosforylacja AS160 ulega znacznemu obniżeniu u osób z insulinoopornością i/lub cukrzycą typu 2 [3]. W bada­niach wykazano, że u pacjentów chorych na cukrzycę typu 2 poziom ekspresji białka AS160 zbliżony jest do poziomu osób zdrowych. Natomiast różnica dotyczy fosforylacji te­goż białka i jest ona zmniejszona o 40% w grupie osób chorych [31,35]. Należy także podkreślić, że zahamowanie fosforylacji AS160 pociąga za sobą znaczący spadek insu­linozależnej translokacji GLUT-4 do błony komórkowej.
W badaniach na zwierzętach doświadczalnych (myszach) pozbawionych genu kodującego białko GLUT-4 wykaza­no, że podczas skurczu mięśnia szkieletowego in vitro wy­chwyt glukozy jest 4-krotnie zmniejszony w porównaniu do grupy kontrolnej [5,38]. W mięśniach szkieletowych pa­cjentów chorych na cukrzycę typu 2 ekspresja genu i biał­ka GLUT-4 jest prawidłowa, natomiast zmniejszony wy­chwyt glukozy jest rezultatem zmniejszonej translokacji GLUT-4 do błony komórkowej [25,29,35]. Jednakże część badaczy zauważa także, że mimo indukcji insulinoopor­ności w mięśniach szkieletowych i spadku transportu glu­kozy do wnętrza miocytów nie dochodzi jednak do od­powiedniego spadku translokacji GLUT-4. Autorzy tych badań sugerują więc istnienie tzw. aktywności wewnętrz­nej GLUT-4 [2].
Wiele grup badawczych wykazało, iż mutacja AS160-4P polegająca na wprowadzeniu alaniny w cztery miejsca fos­forylacji (Ser318, Ser588, Thr642, Thr751) prowadzi do zaha­mowania aż 80% insulinozależnej translokacji GLUT-4 w adipocytach oraz mięśniach szkieletowych, co wskazu­je na istotną rolę AS160 w translokacji GLUT-4 do sarko­lemmy miocytów [32,36,39,43,44,55].
Stopień zwiększenia aktywności AMPK, a zatem i fosfo­rylacji AS160 jest zależny od czasu trwania oraz intensyw­ności wysiłku. Zaobserwowano, że reakcja ta jest ograni­czona u chorych na cukrzycę typu 2 połączoną z otyłością, dlatego też uzyskanie porównywalnego wyniku do osób szczupłych wymaga wysiłku o większej intensywności [42]. Vind i wsp. w swoich badaniach wykazali, że tre­ning zwiększa stężenie białka AS160 prawie o 20% za­równo u pacjentów z cukrzycą typu 2 jak i w grupie kon­trolnej. Ponadto wykazano stymulowany treningiem 20% wzrost błonowego stężenia białka GLUT-4 w grupie kon­trolnej i 30% w grupie z cukrzycą [48]. U chorych na cu­krzycę typu 2 wysiłek fizyczny może korzystnie wpływać na insulinowrażliwość komórek mięśniowych i sprzyjać normalizacji glikemii [3].
5. Podsumowanie
Białko AS160 wydaje się ogniwem łączącym szlak in­sulinowy ze szlakiem zależnym od wysiłku fizycznego. Fosforylacja AS160 jest niezbędna w procesie transloka­cji GLUT-4, jest to głównym etapem kontrolującym utrzy­manie homeostazy glukozy. Zarówno insulina jak i skurcz mięśnia szkieletowego powodują translokację GLUT-4 z wewnątrzkomórkowych struktur do błony komórkowej miocytów, co w konsekwencji prowadzi do wzrostu wy­chwytu glukozy. W mięśniach szkieletowych osób z opor­nością na insulinę i/lub cukrzycą typu 2 dochodzi do znacz­nego obniżenia zależnej od insuliny fosforylacji białka AS160. Stąd też zmniejszony poziom insulinozależnej fosforylacji AS160 może odgrywać istotną rolę w opor­ności na insulinę in vivo. Aczkolwiek fizjologiczna regu­lacja aktywności AS160 w mięśniach szkieletowych czło­wieka wymaga jeszcze dokładnego poznania.
PIŚMIENNICTWO
[1] Alkhateeb H., Chabowski A., Glatz J.F., Gurd B., Luiken J.J., Bonen A.: Restoring AS160 phosphorylation rescues skeletal muscle insulin resistance and fatty acid oxidation while not reducing intramuscular lipids. Am. J. Physiol. Endocrinol. Matab., 2009; 297: E1056-E1066
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[2] Alkhateeb H., Chabowski A., Glatz J.F., Luiken J.F., Bonen A.: Two phases of palmitate-induced insulin resistance in skeletal muscle: impaired GLUT4 translocation is followed by a reduced GLUT4 intrinsic activity. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2007; 293: E783-E793
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[3] Arias E.B., Kim J., Funai K., Cartee G.D.: Prior exercise increases phosphorylation of Akt substrate of 160 kDa (AS160) in rat skeletal muscle. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2007; 292: E1191-E1200
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[4] Baus D., Yan Y., Li Z., Garyantes T., de Hoop M., Tennagels N.: A robust assay measuring GLUT4 translocation in rat myoblasts overexpressing GLUT4-myc and AS160_v2. Anal. Biochem., 2010; 397: 233-240
[PubMed]  
[5] Beck-Nielsen H., Vaag A., Poulsen P., Gaster M.: Metabolic and genetic influence on glucose metabolism in type 2 diabetic subjects-experiences from relatives and twin studies. Best Pract. Res. Clin. Endocrinol. Metab., 2003; 17: 445-467
[PubMed]  
[6] Beeson M., Sajan M.P., Dizon M., Grebenev D., Gomez-Daspet J., Miura A., Kanoh Y., Powe J., Bandyopadhyay G., Standaert M.L., Farese R.V.: Activation of protein kinase C-ζ by insulin and phosphatidylinositol-3,4,5-(PO4)3 is defective in muscle in type 2 diabetes and impaired glucose tolerance: amelioration by rosiglitazone and exercise. Diabetes, 2003; 52: 1926-1934
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[7] Bruss M.D., Arias E.B., Lienhard G.E., Cartee G.D.: Increased phosphorylation of Akt substrate of 160 kDa (AS160) in rat skeletal muscle in response to insulin or contractile activity. Diabetes, 2005; 54: 41-50
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[8] Cartee G.D., Funai K.: Exercise and insulin: convergence or divergence at AS160 and TBC1D1? Exerc. Sport Sci. Rev., 2009; 37: 188-195
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[9] Chen S., Murphy J., Toth R., Campbell D.G., Morrice N.A., Mackintosh C.: Complementary regulation of TBC1D1 and AS160 by growth factors, insulin and AMPK activators. Biochem. J., 2008; 409: 449-459
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[10] Czech M.P., Corvera S.: Signaling mechanisms that regulate glucose transport. J. Biol. Chem., 1999; 274: 1865-1868
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[11] Dash S., Sano H., Rochford J.J., Semple R.K., Yeo G., Hyden C.S., Soos M.A., Clark J., Rodin A., Langenberg C., Druet C., Fawcett K.A., Tung Y.C., Wareham N.J., Barroso I., Lienhard G.E., O'Rahilly S., Savage D.B.: A truncation mutation in TBC1D4 in a family with acanthosis nigricans and postprandial hyperinsulinemia. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2009; 106: 9350-9355
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[12] Dreyer H.C., Drummond M.J., Glynn E.L., Fujita S., Chinkes D.L., Volpi E., Rasmussen B.B.: Resistance exercise increases human skeletal muscle AS160/TBC1D4 phosphorylation in association with enhanced leg glucose uptake during postexercise recovery. J. Appl. Physiol., 2008; 105: 1967-1974
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[13] Dugani C.B., Klip A.: Glucose transporter 4: cycling, compartments and controversies. EMBO Rep., 2005; 6: 1137-1142
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[14] Eguez L., Lee A., Chavez J.A., Miinea C.P., Kane S., Lienhard G.E., McGraw T.E.: Full intracellular retention of GLUT-4 requires AS160 Rab GTPase activating protein. Cell Metab., 2005; 2: 263-272
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[15] Frosig C., Richter E.A.: Improved insulin sensitivity after exercise: focus on insulin signaling. Obesity, 2009; 17: S15-S20
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[16] Frosig C., Rose A.J., Treebak J.T., Kiens B., Richter E.A., Wojtaszewski J.F.: Effects of endurance exercise training on insulin signaling in human skeletal muscle. Diabetes, 2007; 56: 2093-2102
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[17] Funai K., Cartee G.D.: Contraction-stimulated glucose transport in rat skeletal muscle is sustained despite reversal of increased PAS-phosphorylation of AS160 and TBC1D1. J. Appl. Physiol., 2008; 105: 1788-1795
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[18] Funai K., Schweitzer G.G., Sharma N., Kanzaki M., Cartee G.D.: Increased AS160 phosphorylation, but not TBC1D1 phosphorylation, with increased postexercise insulin sensitivity in rat skeletal muscle. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2009; 297: E242-E251
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[19] Gonzalez E., McGraw T.E.: Insulin-modulated Akt subcellular localization determines Akt isoform-specific signaling. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2009; 106: 7004-7009
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[20] Hawley J.A., Lessard S.J.: Exercise training-induced improvements in insulin action. Acta Physiol., 2008; 192: 127-135
[PubMed]  
[21] Holloszy J.O.: Exercise-induced increase in muscle insulin sensitivity. J. Appl. Physiol., 2005; 99: 338-343
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[22] Hou J.C., Pessin J.E.: Ins (endocytosis) and outs (exocytosis) of GLUT4 trafficking. Curr. Opin. Cell Biol., 2007; 19: 466-473
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[23] Howlett K.F., Mathews A., Garnham A., Sakamoto K.: The effect of exercise and insulin on AS160 phosphorylation and 14-3-3 binding capacity in human skeletal muscle. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2008; 294: E401-E407
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[24] Howlett K.F., Sakamoto K., Garnham A., Cameron-Smith D., Hargreaves M.: Resistance exercise and insulin regulate AS160 and interaction with 14-3-3 in human skeletal muscle. Diabetes, 2007; 56: 1608-1614
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[25] Ishikura S., Koshkina A., Klip A.: Small G proteins in insulin action: Rab and Rho families at the crossroads of signal transduction and GLUT4 vesicle traffic. Acta Physiol., 2008; 192: 61-74
[PubMed]  
[26] Jazet I.M., Schaart G., Gastaldelli A., Ferrannini E., Hesselink M.K., Schrauwen P., Romijn J.A., Maassen J.A., Pijl H., Ouwens D.M., Meinders A.E.: Loss of 50 % of excess weight using a very low energy diet improves insulin-stimulated glucose disposal and skeletal muscle insulin signaling in obese insulin-treated type 2 diabetic patients. Diabetologia, 2008; 51: 309-319
[PubMed]  
[27] Jessen N., Goodyear L.J.: Contraction signaling to glucose transport in skeletal muscle. J. Appl. Physiol., 2005; 99: 330-337
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[28] Kane S., Sano H., Liu S.C., Asara J.M., Lane W.S., Garner C.C., Lienhard G.E.: A method to identify serine kinase substrates. Akt phosphorylates a novel adipocyte protein with a Rab GTPase-activating protein (GAP) domain. J. Biol. Chem., 2002; 277: 22115-22118
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[29] Karlsson H.K., Ahlsén M., Zierath J.R., Wallberg-Henriksson H., Koistinen H.A.: Insulin signaling and glucose transport in skeletal muscle from first-degree relatives of type 2 diabetic patients. Diabetes, 2006; 55: 1283-1288
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[30] Karlsson H.K., Hällsten K., Björnholm M., Tsuchida H., Chibalin A.V., Virtanen K.A., Heinonen O.J., Lönnqvist F., Nuutila P., Zierath J.R.: Effects of metformin and rosiglitazone treatment on insulin signaling and glucose uptake in patients with newly diagnosed type 2 diabetes: a randomized controlled study. Diabetes, 2005; 54: 1459-1467
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[31] Karlsson H.K., Zierath J.R., Kane S., Krook A., Lienhard G.E., Wallberg-Henriksson H.: Insulin stimulated phosphorylation of the Akt substrate AS160 is impaired in skeletal muscle of type 2 diabetic subjects. Diabetes, 2005; 54: 1692-1697
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[32] Kramer H.F., Witczak C.A., Taylor E.B., Fujii N., Hirshman M.F., Goodyear L.J.: AS160 regulates insulin-and contraction-stimulated glucose uptake in mouse skeletal muscle. J. Biol. Chem., 2006; 281: 31478-31485
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[33] Krook A., Björnholm M., Galuska D., Jiang X.J., Fahlman R., Myers M.G. Jr., Wallberg-Henriksson H., Zierath J.R.: Characterization of signal transduction and glucose transport in skeletal muscle from type 2 diabetic patients. Diabetes, 2000; 49: 284-292
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[34] Larance M., Ramm G., Stöckli J., van Dam E.M., Winata S., Wasinger V., Simpson F., Graham M., Junutula J.R., Guilhaus M., James D.E.: Characterization of the role of the Rab GTPase-activating protein AS160 in insulin-regulated GLUT4 trafficking. J. Biol. Chem., 2005; 280: 37803-37813
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[35] O'Gorman D.J., Karlsson H.K., McQuaid S., Yousif O., Rahman Y., Gasparro D., Glund S., Chibalin A.V., Zierath J.R., Nolan J.J.: Exercise training increases insulin-stimulated glucose disposal and GLUT4 (SLC2A4) protein content in patients with type 2 diabetes. Diabetologia, 2006; 49: 2983-2992
[PubMed]  
[36] Peck G.R., Chavez J.A., Roach W.G., Budnik B.A., Lane W.S., Karlsson H.K., Zierath J.R., Lienhard G.E.: Insulin-stimulated phosphorylation of the Rab GTPase-activating protein TBC1D1 regulates GLUT4 translocation. J. Biol. Chem., 2009; 284: 30016-30023
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[37] Rose A.J., Richter E.A.: Skeletal muscle glucose uptake during exercise: how is it regulated? Physiology (Bethesda), 2005; 20: 260-270
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[38] Ryder J.W., Kawano Y., Galuska D., Fahlman R., Wallberg-Henriksson H., Charron M.J., Zierath J.R.: Postexercise glucose uptake and glycogen synthesis in skeletal muscle from GLUT4-deficient mice. FASEB J., 1999; 13: 2246-2256
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[39] Sakamoto K., Holman G.D.: Emerging role for AS160/TBC1D4 and TBC1D1 in the regulation of GLUT4 traffic. Am. J. Physiol. Endocrinol. Matab., 2008; 295: E29-E37
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[40] Santos J.M., Ribeiro S.B., Gaya A.R., Appell H.J., Duarte J.A.: Skeletal muscle pathways of contraction-enhanced glucose uptake. Int. J. Sports Med., 2008; 29: 785-794
[PubMed]  
[41] Sharma N., Arias E.B., Cartee G.D.: Rapid reversal of insulin-stimulated AS160 phosphorylation in rat skeletal muscle after insulin exposure. Physiol. Res., 2010; 59: 71-78
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[42] Sriwijitkamol A., Coletta D.K., Wajcberg E., Balbontin G.B., Reyna S.M., Barrientes J., Eagan P.A., Jenkinson C.P., Cersosimo E., DeFronzo R., Sakamoto K., Musi N.: Effect of acute exercise on AMPK signaling in skeletal muscle of subjects with type 2 diabetes: a time-course and dose-response study. Diabetes, 2007; 56: 836-848
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[43] Stöckli J., Davey J.R., Hohnen-Behrens C., Xu A., James D.E., Ramm G.: Regulation of glucose transporter 4 translocation by the Rab guanosine triphosphatase-activating protein AS160/TBC1D4: role of phosphorylation and membrane association. Mol. Endocrinol., 2008; 22: 2703-2715
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[44] Thong F.S., Bilan P.J., Klip A.: The Rab GTPase-activating protein AS160 integrates Akt, protein kinase C, and AMP-activated protein kinase signals regulating GLUT4 traffic. Diabetes, 2007; 56: 414-423
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[45] Treebak J.T., Birk J.B., Rose A.J., Kiens B., Richter E.A., Wojtaszewski J.F.: AS160 phosphorylation is associated with activation of α2β2γ1-but not α2β2γ3-AMPK trimeric complex in skeletal muscle during exercise in humans. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2007; 292: E715-E722
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[46] Treebak J.T., Frosig C., Pehmoller C., Chen S., Maarbjerg S.J., Brandt N., MacKintosh C., Zierath J.R., Hardie D.G., Kiens B., Richter E.A., Pilegaard H., Wojtaszewski J.F.: Potential role of TBC1D4 in enhanced post-exercise insulin action in human skeletal muscle. Diabetologia, 2009; 52: 891-900
[PubMed]  
[47] Treebak J.T., Glund S., Deshmukh A., Klein D.K., Long Y.C., Jensen T.E., Jorgensen S.B., Viollet B., Andersson L., Neumann D., Wallimann T., Richter E.A., Chibalin A.V., Zierath J.R., Wojtaszewski J.F.: AMPK-mediated AS160 phosphorylation in skeletal muscle is dependent on AMPK catalytic and regulatory subunits. Diabetes, 2006; 55: 2051-2058
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[48] Vind B.F., Pehmoller C., Treebak J.T., Birk J.B., Hey-Mogensen M., Beck-Nielsen H., Zierath J.R., Wojtaszewski J.F., Hojlund K.: Impaired insulin-induced site-specific phosphorylation of TBC1 domain family, member 4 (TBC1D4) in skeletal muscle of type 2 diabetes patients is restored by endurance exercise-training. Diabetologia, 2010; 54: 157-167
[PubMed]  
[49] Watson R.T., Pessin J.E.: Intracellular organization of insulin signaling and GLUT4 translocation. Recent Prog. Horm. Res., 2001; 56: 175-193
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[50] White M.F.: IRS proteins and common path to diabetes. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2002; 283: E413-E422
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[51] Witczak C.A., Fujii N., Hirshman M.F., Goodyear L.J.: Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase kinase-α regulates skeletal muscle glucose uptake independent of AMP-activated protein kinase and Akt activation. Diabetes, 2007; 56: 1403-1409
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[52] Woods A., Dickerson K., Heath R., Hong S.P., Momcilovic M., Johnstone S.R., Carlson M., Carling D.: Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase kinase-β acts upstream of AMP-activated protein kinase in mammalian cells. Cell Metab., 2005; 2: 21-33
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[53] Woods A., Johnstone S.R., Dickerson K., Leiper F.C., Fryer L.G., Neumann D., Schlattner U., Wallimann T., Carlson M., Carling D.: LKB1 is the upstream kinase in the AMP-activated protein kinase cascade. Curr. Biol., 2003; 13: 2004-2008
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[54] Zaid H., Antonescu C.N., Randhawa V.K., Klip A.: Insulin action on glucose transporters through molecular switches, tracks and tethers. Biochem. J., 2008; 413: 201-215
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[55] Zeigerer A., McBrayer M.K., McGraw T.E.: Insulin stimulation of GLUT4 exocytosis, but not its inhibition of endocytosis, is dependent on RabGAP AS160. Mol. Biol. Cell., 2004; 15: 4406-4415
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.