Postepy Hig Med Dosw. (online), 2010; 64: 617-626
Review
Full Text PDF  

Białka biorące udział w procesie inwazji erytrocytów ludzkich przez zarodźce wywołujące malarię
Proteins involved in invasion of human red blood cells by malaria parasites
Ewa Jaśkiewicz1,2  , Jakub Graczyk2  , Joanna Rydzak1  
1Zakład Immunochemii, Instytut Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN im. Ludwika Hirszfelda we Wrocławiu
2Katedra Biologii Molekularnej, Wydział Nauk Biologicznych, Uniwersytet Zielonogórski
Adres do korespondencji
dr hab. Ewa Jaśkiewicz, Laboratorium Immunochemii Glikokoniugatów, Instytut Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN im Ludwika Hirszfelda we Wrocławiu, ul R. Weigla 12, 53-114 Wrocław; e-mail jaskiew@iitd.pan.wroc.pl

Źródło finansowania
Praca została przygotowana w ramach projektu grantowego nr N N302 281436 finansowanego przez Ministerstwo Nauki i Szkolnictwa Wyższego.

Otrzymano:  2010.06.02
Zaakceptowano:  2010.11.15
Opublikowano:  2010.11.30

Streszczenie
Malaria jest chorobą pasożytniczą wywoływaną przez pierwotniaki z rodzaju Plasmodium, któ­re odpowiadają za około 1-2 mln zgonów rocznie, w tym głównie dzieci do piątego roku życia i kobiet w ciąży. Malarię u ludzi może wywołać pięć gatunków zarodźców: P. malariae, P. vivax, P. knowlesi, P. ovale oraz P. falciparum, z których ostatni jest najbardziej zjadliwy. Zarodziec ma dwie fazy cy­klu rozwojowego: płciową (sporogonię), która przebiega w organizmie komara i bezpłciową (schi­zogonię). Faza bezpłciowa odbywa się w organizmie człowieka i dzieli się na dwa etapy: egzo­erytrocytarny (wątrobowy) i endoerytrocytarny (wewnątrzkrwinkowy).
Proces inwazji erytrocytów ludzkich przez zarodźce malarii jest wynikiem kaskady swoistych interakcji między białkami pasożyta i krwinki czerwonej. Można wyróżnić cztery główne etapy tego procesu: swoiste przyłączenie merozoitu do erytrocytu, reorientację jednokomórkowego za­rodźca polegającą na ustawieniu się końcem apikalnym, utworzenie „ścisłego" i nieodwracalne­go wiązania pomiędzy merozoitem a erytrocytem i ostatecznie wniknięcie zarodźca do krwinki z wytworzeniem wakuoli, która jest miejscem jego dalszego rozwoju.
Zidentyfikowano białka ulegające ekspresji w komórkach zarodźca, które biorą udział w po­szczególnych etapach. Należy tutaj wymienić m.in.: białka powierzchniowe merozoitów (MSP) związane z błoną komórkową poprzez kotwicę GPI, które odpowiadają za wstępne rozpoznanie i odwracalne wiązanie merozoitów do gatunkowo swoistych erytrocytów; antygen AMA-1 bio­rący udział w reorientacji części apikalnej komórki zarodźca w kierunku erytrocytu oraz apikal­ne białka zaangażowane w utworzenie „ścisłego" kontaktu między dwoma komórkami. Ostatnie z wymienionych ligandów można zaliczyć do dwóch rodzin: RBL (reticulocyte-binding-like) oraz DBL (Duffy-binding-like). U P. falciparum znaleziono przynajmniej sześć białek z rodziny DBL o nazwach: EBA-175, EBA-140 (BAEBL), EBA-181 (JESEBL), EBA-165 (PEBL) oraz EBL-1.
Poznanie molekularnych podstaw procesu inwazji komórek gospodarza przez pasożyty ma prio­rytetowe znaczenie dla opracowania efektywnych metod leczenia oraz prewencji malarii, w tym przede wszystkim skutecznych szczepionek. Nadzieje na przyszłość wiąże się z powstaniem wie­loantygenowych i wieloepitopowych szczepionek, które zapewniłyby pełną ochronę organizmu na wszystkich etapach procesu inwazji przez zarodźce malarii.
Słowa kluczowe: inwazja erytrocytów • zarodziec (Plasmodium) • białka merozoitów • szczepionki przeciwmalaryczne


Summary
Malaria is a disease caused by parasites of Plasmodium species. It is responsible for around 1-2 million deaths annually, mainly children under the age of 5. It occurs mainly in tropical and sub­tropical areas.
Malaria is caused by five Plasmodium species: P. falciparum, P. malariae, P. vivax, P. knowlesi and P. ovale. Mosquitoes spread the disease by biting humans. The malaria parasite has two sta­ges of development: the human stage and the mosquito stage. The first stage occurs in the human body and is divided into two phases: the liver phase and the blood phase.
The invasion of erythrocytes by Plasmodium merozoites is a multistep process of specific prote­in interactions between the parasite and red blood cell. The first step is the reversible merozoite attachment to the erythrocyte followed by its apical reorientation, then formation of an irreversi­ble "tight" junction and finally entry into the red cell in a parasitophorous vacuole.
The blood phase is supported by a number of proteins produced by the parasite. The merozoite surface GPI-anchored proteins (MSP-1, 2, 4, 5, 8 and 10) assist in the process of recognition of susceptible erythrocytes, apical membrane antigen (AMA-1) may be directly responsible for api­cal reorientation of the merozoite and apical proteins which function in tight junction formation. These ligands are members of two families: Duffy binding-like (DBL) and reticulocyte binding-like (RBL) proteins. In Plasmodium falciparum the DBL family includes: EBA-175, EBA-140 (BAEBL), EBA-181 (JESEBL), EBA-165 (PEBL) and EBL-1 ligands.
To date, no effective antimalarial vaccine has been developed, but there are several studies for this purpose. Therefore, it is crucial to understand the molecular basis of host cells invasion by parasites. Major efforts are focused on developing a multiantigenic and multiepitope vaccine pre­venting all steps of Plasmodium invasion.
Key words: erythrocyte invasion • Plasmodium parasites • merozoite proteins • antimalarial vaccine




Wprowadzenie
Malaria, inaczej nazywana zimnicą, wywoływana jest przez pasożyty z rodzaju Plasmodium (zarodźce). Wyróżnia się pięć gatunków zarodźców, które mogą się rozwijać w or­ganizmie człowieka i powodować różne odmiany malarii: P. falciparum (zarodziec sierpowy), P. malariae (zarodziec pasmowy), P. ovale (zarodziec owalny), P. knowlesi (nie ma odpowiednika polskiego) oraz P. vivax (zarodziec ruchliwy) [23]. Spośród nich za najpoważniejszą postać choroby i nie­mal większość zgonów jest odpowiedzialny P. falciparum. Wywoływana przez niego malaria tropikalna prowadzi do uszkodzenia organów wewnętrznych w tym śledziony i ne­rek oraz może przybierać postać mózgową [13,23].
Malaria wciąż pozostaje problemem globalnym. Blisko 2 miliardy ludzi na całym świecie jest zagrożona zarażeniem, przy czym 90% przypadków zachorowań dotyczy ludności krajów afrykańskich zamieszkującej obszary subsaharyj­skie. Szacuje się, że rocznie zapada na malarię 300-500 milionów osób, a umiera 1-2 mln, w tym głównie dzieci do piątego roku życia i kobiet w ciąży [18,57]. Jednak ma­laria nie jest jedynie problemem krajów trzeciego świata. Również i w krajach silnie zindustrializowanych, odnoto­wuje się kilkanaście tysięcy przypadków rocznie. Dotyczy to głównie osób przybywających ze stref endemicznych: turystów, imigrantów oraz personelu wojskowego.
Obecnie jedynymi, skutecznymi sposobami zapobiegania rozprzestrzenianiu się choroby jest przede wszystkim profi­laktyka, w tym kontrola wektorowa z użyciem insektycydów oraz wczesna diagnoza i skuteczne leczenie uwzględniają­ce powstającą lekooporność pasożytów [23,60]. Niestety nie istnieje, jak do tej pory, skuteczna szczepionka unie­możliwiająca zarażenie i/lub zapewniająca skuteczną eli­minację zarodźców z organizmu. Kluczem do rozwiązania problemu pozostaje jedynie szczegółowe poznanie istoty samej choroby, w tym biologii Plasmodium, jak również molekularnych mechanizmów odpowiedzialnych za pro­ces inwazji oraz za immunologiczną obronę organizmu.
Cykl rozwojowy zarodźców malarii
U zarodźców wywołujących malarię, tak jak u innych przedstawicieli typu Apicomplexa, można wyróżnić dwie fazy cyklu rozwojowego (ryc. 1). Pierwsza nazywana jest płciową (sporogonia) i zachodzi w układzie pokarmowym komarów, między innymi z rodzaju Anopheles. Druga na­tomiast jest bezpłciowa (schizogonia) i przebiega w orga­nizmie ludzkim [11,13,23].
Ryc. 1. Cykl rozwojowy zarodźców wywołujących malarię (według [23 zmodyfikowano]

Początkiem cyklu życiowego pasożyta jest zarażenie czło­wieka przez samicę komara widliszka w wyniku ukąsze­nia (ryc. 1). Sporozoity są przez komara wprowadzane do ludzkiej skóry właściwej. Te unikając kontaktu z przeciw­ciałami docierają do naczyń krwionośnych skóry, a stamtąd do krwiobiegu. Następnie sporozoity (w przeciągu 30-40 minut) poprzez krew docierają do wątroby, gdzie wnikają do hepatocytów i rozpoczynają pozakrwinkowy (egzoery­trocytarny) etap rozmnażania, który trwa około tygodnia. Z powstałej w hepatocytach postaci schizonta uwalniane są do krwiobiegu żywiciela merozoity, które zarażają następ­nie erytrocyty, co jest początkiem schizogonii endoerytro­cytarnej [11,13,23].
W zarażonej krwince czerwonej z merozoitu tworzy się forma pierścienia, który poprzez formę trofozoitu rozwija się ponownie w schizonta, uwalniającego merozoity, któ­re zarażają kolejne krwinki czerwone. Z każdego schizon­ta, który ulega procesowi merulacji, w ciągu 48-72 godzin powstają nowe merozoity (6-24 w zależności od gatunku), tak więc liczebność pasożytów w organizmie żywiciela szybko wzrasta. Endoerytrocytarna faza rozwoju zarodź­ca jest odpowiedzialna za kliniczne objawy malarii zwią­zane z masowym rozpadem erytrocytów [13,23].
Po kilku cyklach wtórnego zarażania erytrocytów, część merozoitów tworzy gametocyty, które jeżeli zostaną pobra­ne przez samicę komara wraz z krwią zapoczątkują fazę płciową rozwoju Plasmodium, czyli sporogonię (ryc. 1).
Połączenie gamet, w ciele komara, w zygotę zwaną ooki­netą, rozpoczyna proces rozwoju mający na celu wytwo­rzenie nowych sporozoitów. Ookineta zagnieżdża się w na­błonku jelita tworząc oocystę, która następnie dzieli się wielokrotnie, aby utworzyć sporozoity. Sporozoity uwal­niają się do jamy ciała i wędrują do gruczołów ślinowych komara. Owad zaraża człowieka w chwili, kiedy docho­dzi do ponownego ukąszenia [13,23].
Zarażenie erytrocytów przez zarodźce
Proces inwazji erytrocytów jest złożony i wieloetapowy, a jego poznanie stało się możliwie dzięki technice wideomikroskopii [16] oraz analizie ultrastrukturalnej [6,7].
Aby zarodźce mogły atakować kolejne erytrocyty mu­szą najpierw uwolnić się z wakuoli pasożytniczej (ryc. 2), w której się rozwijają, a następnie przebić się przez bło­nę komórkową krwinki czerwonej. Uwolnienie w pełni rozwiniętych merozoitów wiąże się ze zwiększeniem ci­śnienia wewnątrzkomórkowego oraz z wieloma procesa­mi biochemicznymi [21,57]. Prowadzi to do destabilizacji cytoszkieletu i pęknięcia błony komórkowej erytrocytu. Etap ten przebiega gwałtownie i kończy się eksplozją ko­mórki żywiciela oraz uwolnieniem merozoitów do krwio­biegu. W procesie tym biorą udział najprawdopodobniej proteazy z rodziny SERA (serine repeat antigen), które są umiejscowione w wakuoli pasożytniczej [41]. Proteazy SERA biorą także udział w uwolnieniu dojrzałych sporo­zoitów z oocysty w jelicie komara [13].
Ryc. 2. Uwolnienie merozoitów z erytrocytu: A - dojrzałe merozoity w wakuoli pasożytniczej, B - uwolnienie merozoitów z wakuoli pasożytniczej, C - degradacja cytoszkieletu komórki, D - pęknięcie błony komórkowej i uwolnienie merozoitów (według [11] zmodyfikowano)

Po wydostaniu się z komórki erytrocytu, merozoity obie­rają nowy cel - kolejne krwinki czerwone. Pasożyt swo­iście rozpoznaje krwinkę, wiąże się, a następnie do niej wnika (ryc. 3) [6,16]. Cały proces przebiega bardzo szyb­ko (około 60 s), ze względu na ograniczenie do minimum czasu kontaktu z układem odpornościowym żywiciela. Dzięki wyspecjalizowanym organellom, pasożyt rozróżnia erytrocyty nadające się do zarażenia od innych komórek. Wstępny kontakt między komórkami zachodzi w dowol­nym punkcie powierzchni zarodźca (ryc. 3). Reorientacja położenia merozoitu prowadzi do jego ustawienia się koń­cem apikalnym w kierunku erytrocytu. Następnie tworzy się tzw. „ścisłe" wiązanie (tight junction) pomiędzy bło­ną komórkową erytrocytu a apikalnym końcem merozo­itu, zwanym pierścieniem konoidu (ryc. 3, 4). Wiązanie to przesuwa się od wierzchołka szczytowego w kierun­ku drugiego końca komórki zarodźca. Proces napędzany jest przez kompleks aktyny i miozyny pasożyta. Pasożyt wnikając w głąb krwinki zrzuca otoczkę okrywającą bło­nę komórkową, dzięki proteazie serynowej (SUB2), która jest umiejscowiona w mikronemach [25]. Po zagnieżdże­niu w krwince merozoit wytwarza, dzięki organellom na­zywanym roptriami (ryc. 4), wakuolę pasożytniczą (ryc. 2) odgradzającą go od cytoplazmy erytrocytu.
Ryc. 3. Proces wnikania merozoitu do krwinki czerwonej (według [11] zmodyfikowano)

Ryc. 4. Schemat budowy merozoitu z wyszczególnionymi głównymi organellami (według [11] zmodyfikowano)

Przedstawiony wieloetapowy proces inwazji erytrocytów przez zarodźce wywołujące malarię jest wynikiem złożo­nych interakcji na poziomie cząsteczkowym. Oddziaływania pomiędzy białkami merozoitów i receptorami na po­wierzchni erytrocytów, wspólne dla wszystkich gatunków Plasmodium, zostaną omówione dalej, ze szczególnym uwzględnieniem P. falciparum.
Białka biorące udział w procesie inwazji
Etap I - wstępne wiązanie merozoitów do erytrocytów
Powierzchniowe białka GPI merozoitów
Kontakt między komórką zarodźca i krwinką jest przypad­kowy i może do niego dojść w dowolnym punkcie. Wiązanie to jest odwracalne, lecz swoiste, ponieważ merozoity wią­żą jedynie erytrocyty właściwego dla siebie gospodarza (człowieka, małpy lub gryzonia), co wskazuje na swoiste oddziaływania międzycząsteczkowe [40].
Powierzchnia merozoitu pokryta jest białkami związany­mi z błoną komórkową poprzez kotwicę glikozylofosfaty­dyloinozytolową (GPI) [54]. Zidentyfikowano i opisano dziewięć takich białek na powierzchni merozoitów (MSP, merozoite surface proteins) (tab. 1), które mogą być poten­cjalnymi ligandami biorącymi udział w wiązaniu do ery­trocytów. Białka GPI Plasmodium mają podobną budowę i zawierają na C-końcu bogate w cysteinę domeny, w tym domeny EGF-podobne (epidermal growth factor-like), które jak się sugeruje są odpowiedzialne za interakcję mię­dzy białkami [10].
Tabela 1. Właściwości niektórych powierzchniowych białek GPI P. falciparum

MSP-1 jest najliczniejszym białkiem na powierzchni merozoitu [22]. Jest ono niezbędne do prawidłowego funkcjonowania zarodźca, nie można bowiem otrzymać zarodźców bez genu kodującego MSP-1 (knock out). Najprawdopodobniej, ze względu na równomierne umiej­scowienie, jest ono białkiem zapoczątkowującym kontakt między Plasmodium, a krwinką czerwoną. Przypuszcza się, że decydujące znaczenie w tym procesie ma związa­ny z błoną 90-aminokwasowy fragment MSP-119, zawie­rający dwie domeny typu EGF, którego struktura została poznana [52]. Przypomina ona płaski dysk utrzymywany przez 6 wiązań disiarczkowych, w którym dwie domeny EGF nachodzą na siebie. Wykazano, że przeciwciała skie­rowane przeciwko fragmentowi MSP-119 blokują proces in­wazji erytrocytów in vitro oraz zapewniają ochronę przedzarażeniem P. falciparum u myszy i małp szczepionych re­kombinowanym fragmentem MSP-119 [33].
Powierzchniowe białka peryferyjne merozoitów
Kolejnymi ligandami mogącymi brać udział w wiązaniu zarodźca do krwinek żywiciela są białka peryferyjne, któ­re są wydzielane do wakuoli pasożytniczej podczas roz­woju schizonta (tab. 2) [45]. Przyłączają się one do rozwi­jających się merozoitów dzięki interakcji z białkami GPI (np. MSP-1). Zdecydowana większość białek peryferyj­nych należy do jednej z trzech głównych rodzin: MSP3/6, MSP-7 oraz do proteaz SERA (tab. 2).
Tabela 2. Właściwości niektórych powierzchniowych białek peryferyjnych P. falciparum

Wydaje się, że jedynie kilka białek peryferyjnych, w tym białka z rodziny MSP-7 oraz Pf41, jest wystarczająco sil­nie związanych z powierzchnią merozoitu, aby móc peł­nić rolę adhezyn. Pozostałe mogą pełnić funkcje struktu­ralne (w tym MSP-3 i MSP-6) [54].
Etap II i III - apikalna reorientacja merozoitów i „ścisłe" wiązanie do erytrocytów
Białka apikalnych organelli merozoitu
Apikalne ustawienie merozoitu względem erytrocytu jest konieczne w procesie wnikania pasożyta do komórki ży­wiciela. Wykazano, że białko AMA-1 (apical membrane antigen) (tab. 3) bierze bezpośredni udział w tym procesie, ponieważ PfAMA-1 jest transportowane na powierzchnię merozoitu przed rozpoczęciem ataku na erytrocyty, a re­orientację Plasmodium można swoiście zahamować prze­ciwciałami rozpoznającymi ten antygen [42].
Tabela 3. Wybrane białka wytwarzane przez apikalne organelle P. falciparum

AMA-1 jest integralnym białkiem typu I, zlokalizowa­nym w mikronemach, jego fragment zewnętrzny skła­da się z 3 domen: N-końcowej, centralnej i C-końcowej. Ektodomena AMA-1 zawiera 16 reszt cysteiny, które są konserwatywne w obrębie rodzaju Plasmodium [29]. AMA-1 jest syntetyzowany jako cząsteczka o ciężarze 66 kDa, która ulega obróbce proteolitycznej podczas trans­portu na powierzchnię merozoitu. Wydaje się, że AMA-1 stanowić może pomost, który stabilizuje słabe oddzia­ływania z udziałem białek MSP i umożliwia kolejny etap „ścisłego" wiązania do erytrocytu z udziałem innych bia­łek apikalnych organelli.
Utworzenie „ścisłego" kontaktu między apikalnym koń­cem pasożyta i krwinką jest nieodwracalne i równoznaczne z rozpoczęciem procesu inwazji. Zidentyfikowano i scha­rakteryzowano wiele ligandów apikalnych organelli P. falciparum i receptorów na erytrocytach, które uczestniczą w adhezji i umożliwiają wnikanie merozoitu do wnętrza krwinki (tab. 3) [18]. Należą one do dwóch rodzin: białek homologicznych do liganda wiążącego antygen Duffy P. vivax/knowlesi (Duffy binding-like - DBL) i białek wią­żących retikulocyty (reticulocyte binding-like - RBL).
Szczególnie interesująca wydaje się rodzina białek DBL mikronemów P. falciparum, do której należą ligandy: EBA-175, EBA-140 (znany też pod nazwą BAEBL), EBA-181 (inaczej JSEBL), EBA-165 (PEBL, przypuszczalnie nie­ulegający ekspresji) oraz EBL-1 [23]. Wszystkie ligandy DBL mają podobną budowę łańcucha polipeptydowego, na którą składają się N-końcowy fragment zewnątrzbłono­wy, domena transbłonowa oraz fragment cytoplazmatycz­ny. W obrębie N-końcowego fragmentu można wyróżnić dwa regiony (RII oraz RVI) zawierające dużą liczbę kon­serwatywnych reszt cysteiny. Charakterystyczną cechą li­gandów DBL P. falciparum, w odróżnieniu od P. vivax, jest obecność dwóch homologicznych domen F1 i F2 składa­jących się na Region II [1].
Na postawie badań dotyczących najwcześniej poznanego liganda EBA-175 ustalono, że za wiązanie do erytrocytów odpowiedzialny jest Region II, a zwłaszcza jego domena F2 [56]. Wykazano, że receptorem dla białka EBA-175 P. falciparum jest główna sjaloglikoproteina erytrocytów - gli­koforyna A (GPA). W wiązaniu biorą udział reszty α(2,3) kwasu sjalowego O-glikozydowych łańcuchów cukrowych, znajdujących się w klasterach, których konformacja zależy od struktury N-końcowego fragmentu łańcucha polipepty­dowego GPA. Otrzymano strukturę krystaliczną Regionu II liganda EBA-175, który może krystalizować w posta­ci monomeru lub homodimeru utworzonego przez dwie cząsteczki ułożone względem siebie przeciwrównolegle, tworząc strukturę „uściśniętych dłoni" [59]. Pozwoliło to na wyjaśnienie molekularnych podstaw interakcji miej­sca wiążącego antygenu EBA-175 z O-glikozydowymi łańcuchami cukrowymi GPA. Uzyskane wyniki są nie­zwykle istotne nie tylko w kontekście poznawczym, ale i praktycznym, zmierzającym do otrzymania skutecznych leków, na przykład inhibitorów konkurencyjnych miejsca wiążącego EBA-175.i praktycznym, zmierzającym do otrzymania skutecznych leków, na przykład inhibitorów konkurencyjnych miejsca wiążącego EBA-175.
Podobnie jak w przypadku liganda EBA-175 ustalono, że homologiczny antygen P. falciparum EBA-140 rozpoznaje na erytrocytach, inną sjaloglikoproteinę występującą w naj­mniejszej ilości - glikoforynę C (GPC) [34,37,39]. Jak po­przednio w wiązaniu biorą udział reszty kwasu sjalowego łańcuchów oligosacharydowych N-końcowego fragmen­tu łańcucha polipeptydowego GPC. Szczegółowa charak­terystyka oddziaływania EBA-140-GPC przeprowadzona w kilku laboratoriach zaowocowała natomiast sprzeczny­mi wynikami dotyczącymi miejsca wiązania na cząstecz­ce GPC. Wyniki te wymagają wyjaśnienia, którego pod­jęliśmy się również i w naszym laboratorium, zajmującym się od wielu lat glikoforynami erytrocytów ludzkich [31]. Wymaga to poznania niezbadanej, jak do tej pory, struk­tury N-glikanu GPC, który bierze przypuszczalnie udział w wiązaniu oraz użycia rekombinowanej formy Regionu II liganda EBA-140, którą ostatnio otrzymaliśmy [wyniki własne, nieopublikowane].
Najnowsze badania wykazały ponadto, że receptorem dla kolejnego liganda P. falciparum EBL-1 jest druga pod względem ilościowym, homologiczna do GPA sjalogliko­proteina erytrocytów - glikoforyna B (GPB) [38]. Podobnie jak w przypadku ligandów EBA-175 i EBA-140, wiązanie białka EBL-1 P. falciparum do erytrocytów jest zależne od reszt kwasu sjalowego, lecz wymaga dalszej szczegó­łowej charakterystyki.
Białka roptrii P. falciparum z rodziny RBL (tab. 3) są homologami ligandów wytwarzanych przez roptrie u P. vivax, które uczestniczą w inwazji tylko na młode krwin­ki, tzw. retikulocyty. Należą do nich cztery białka: PfRh1 (PfRBP1), PfRh2a (PfRBP2a), PfRh2b (PfRBP2b) i PfRh4 (PfRBP4), które prawdopodobnie pełnią podobną funk­cję do białek z rodziny DBL (tab. 3) [58]. Zostały scha­rakteryzowane receptory na erytrocytach wiążące ligandy PfRh1 oraz PfRh2b.
Przypuszczalnie obecność wielu ligandów umożliwia P. falciparum wykorzystanie alternatywnych dróg inwazji, które mogą być dostosowywane do różnych receptorów na erytrocytach, zmieniających się w zależności od wie­ku krwinki oraz danej populacji ludzkiej. Umożliwia to zwiększenie skuteczności zarażenia P. falciparum w po­równaniu z P. vivax/knowlesi, którego jedynym recepto­rem na erytrocytach jest antygen Duffy, wiążący prefe­rencyjnie retikulocyty. Dodatkową korzyścią jest również dezorientacja układu immunologicznego, który musi od­powiadać wciąż na nowe antygeny. Fakt ten jednocześnie sprawia, że zablokowanie inwazji P. falciparum jest wy­jątkowo trudne i wymaga kompleksowego zahamowania wielu czynników jednocześnie.
Dodatkowe białka pośredniczące w procesie inwazji
W chwili, kiedy zarodziec wytworzy, dzięki apikalnemu końcowi, „ścisłe" wiązanie wprowadza do krwinki związ­ki mediujące proces inwazji, o których na razie niewiele wiadomo. Są one wydzielane przez mikronemy oraz rop­trie i mają na celu stabilizację procesu tworzenia wakuoli pasożytniczej [24]. Prawdopodobnie P. falciparum może wykorzystywać również białka komórki nosiciela, ponie­waż występuje aktywacja receptorów β2-adrenergicznych erytrocytu z udziałem białek G [26].
Kompleks aktynowo-miozynowy
Jednym z najważniejszych elementów wspomagających proces inwazji jest kompleks aktyna-miozyna, który bie­rze udział we wnikaniu merozoitu do komórki żywicie­la (ryc. 5) [11].
Ryc. 5. Schemat budowy kompleksu aktynowo-miozynowego merozoitu (według [11] zmodyfikowano)

Białka biorące udział w wiązaniu pasożyta do cytoszkie­letu zostały poznane głównie u sporozoitów, które infe­kują komórki wątroby. Sugeruje się, że białko TRAP P. falciparum wiąże się krótkim końcem cytoplazmatycznym poprzez aldolazę z F-aktyną, która poprzez kompleks mio­zyny A z białkami MTIP oraz GAP 45 asocjuje z trans­błonowym białkiem GAP50 (ryc. 5) [8]. Cały kompleks zakotwiczony w wewnętrznej błonie komórkowej merozo­itu wprawia inwazyjną postać zarodźca w ruch, od apikal­nego do przeciwległego końca (ryc. 3). Wnikanie w głąb erytrocytu umożliwiają wyspecjalizowane proteazy tra­wiące adhezyny w regionach przechodzących przez bło­nę Plasmodium. Ponieważ funkcjonowanie kompleksu ak­tynowo-miozynowego u Apicomlexa wydaje się podobne, leki wymierzone w ten kompleks mogłyby pomóc w wal­ce nie tylko z malarią, ale i z innymi pasożytniczymi cho­robami, np. z toksoplazmozą.
Białka uczestniczące w procesie inwazji jako potencjalne składniki szczepionek przeciwmalarycznych
Malaria stanowi nadal globalny problem. Podejmowane ogólnoświatowe wysiłki zmierzające do jego likwidacji, obejmujące profilaktykę i leczenie, okazały się nie w peł­ni skuteczne. Świadczy o tym wciąż ogromna liczba za­chorowań i zgonów na malarię. Wydaje się, że jedynym panaceum mogłaby być szczepionka, która zapewniłaby skuteczne zablokowanie procesu inwazji komórek oraz eliminację pasożytów z organizmu człowieka.
Pierwsze próby prowadzone w latach 60. i 70. ubiegłego wieku z użyciem atenuowanych napromieniowaniem spo­rozoitów P. falciparum wykazały dobrą skuteczność takich szczepionek [35]. Są one wciąż punktem odniesienia dla opracowania nowoczesnych szczepionek podjednostko­wych, których powstanie wymusiły trudności praktyczne w uzyskaniu odpowiedniej liczby atenuowanych zarodź­ców oraz względy bezpieczeństwa. Otrzymanie skutecz­nych szczepionek podjednostkowych wiąże się z dogłęb­ną znajomością procesu inwazji i białek biorących w nim udział. Szacuje się, że więcej niż 5200 genów Plasmodium może kodować białka nadające się do pełnienia roli anty­genów w potencjalnych szczepionkach antymalarycznych [20]. Celem najnowszych szczepionek jest łączenie jak naj­większej ilości białek zaangażowanych we wszystkie eta­py inwazji [14,47,51].
I tak kolejno, białka sporozoitów zarażających hepatocy­ty stanowią składniki szczepionek, których zadaniem jest blokowanie inwazji już na poziomie wątrobowym [28]. Rekombinowany, C-końcowy fragment łańcucha polipepty­dowego (r.a. 207-395) białka CSP (circumsprozoite protein) P. falciparum, w fuzji z antygenem powierzchniowym wiru­sa zapalenia wątroby typu B, został wykorzystany przez fir­mę Glaxo-Smith-Kline we współpracy z Walter Reed Army Institute of Research (WRAIR) przy opracowywaniu obec­nie najbardziej obiecującej szczepionki RTS,S. Częściowa ochrona przed kliniczną postacią malarii, rzędu 30% zo­stała uzyskana w testach prowadzonych w Mozambiku na grupie dzieci w wieku 1-4 lat. Wykazano również utrzy­mującą się aż do 18 miesięcy ochronę przed zarażeniem u dzieci i niemowląt [2,3]. Inną szczepionką, która bazu­je na syntetycznym peptydzie złożonym ze 120 r.a. odpo­wiadających C-końcowemu fragmentowi białka CSP P. falciparum była szczepionka CS102. W połączeniu z adiu­wantem Montanide ISA pomyślnie przeszła testy klinicz­ne I fazy, lecz próby fazy II nie wykazały jej skuteczności w ochronie przed malarią [53].
Blokowanie inwazji pasożyta na poziomie komórek wą­trobowych może się odbywać również poprzez uniemożli­wienie wytwarzania wakuoli PV (parasitophorous vacuole) przez sporozoity. Do wytworzenia tej wakuoli konieczne są białka z rodziny „6-Cys". Wykazano, że sporozoity za­wierające mutanty delecyjne białek „6-Cys" wnikają do hepatocytów, ale nie rozwijają się dalej [43]. Mogą słu­żyć zatem przy konstrukcji szczepionek, jako genetycznie atenuowane pasożyty. Badania na myszach wykazały, że szczepionka oparta o te mutanty indukuje pełną ochronę przed późniejszą inwazją przez około 6 miesięcy. Nadzieja na pozytywny wynik badań na ludziach wynika ze wcze­śniejszych doświadczeń ze szczepionkami zawierającymi napromieniowane, żywe sporozoity [35].
Analiza procesu inwazji erytrocytów przez merozoity wska­zała kolejne, białkowe składniki szczepionek blokujących rozwój choroby w fazie erytrocytarnej. Zastosowano biał­ka powierzchniowe merozoitów, w tym białka GPI: MSP-1 i MSP-2 oraz białko peryferyjne MSP-3. Badania in vitro wykazały, że przeciwciała rozpoznające białko MSP-1 blokują inwazję erytrocytów ludzkich [45]. Dobrym ce­lem dla szczepionki wydaje się jego podwójna C-końcowa domena EGF, gdyż wykazuje ona dużą konserwatywność wśród wszystkich szczepów Plasmodium [61]. Białka MSP-1 i MSP-2 są składnikami szczepionki „Combination B", która zawiera również antygen powierzchniowy zainfeko­wanego erytrocytu RESA (ring-stage infected-erythrocyte surface antygen) oraz adiuwant Montanide [19]. Faza III testów klinicznych na 120 dzieciach z obszaru Papua Nowa Gwinea wykazała jej 62% skuteczność wobec szczepu 3D7 P. falciparum. Niestety, z powodu wysokiego polimorfi­zmu MSP-2 obserwowanego wśród Plasmodium, skutecz­ność szczepionki gwałtownie zmalała wobec innego klo­nu FC27. Inne propozycje szczepionek oparte zostały na dwóch rekombinowanych, C-końcowych fragmentach biał­ka MSP-1: fragmencie 42 kDa oraz 19 kDa. Fragment 42 kDa (nazwany FMP1) w połączeniu z adiuwantem AS02 stanowi bazę szczepionki opracowanej przez Glaxo-Smith-Kline we współpracy z Walter Reed Army Institute of Research. Została ona poddana testom klinicznym II fazy na małej grupie dzieci w Kenii [50]. Rezultaty niestety nie były zadowalające. W Instytucie Pasteura w Paryżu przy współpracy EMVI (European Malaria Vaccine Initiative) opracowano natomiast szczepionkę na bazie syntetycznego polipeptydu odpowiadającego fragmentowi białka MSP-3, który zawiera epitopy dla komórek B i T [5]. Faza I te­stów klinicznych wykazała, że jest bezpieczna. Indukuje ona u myszy powstawanie długo utrzymujących się prze­ciwciał zdolnych do hamowania rozwoju P. falciparum w obecności monocytów (aktywność ADCI, antibody-de­pendent cellular inhibition) [15].
Uwzględnia się także i inne syntetyczne peptydy indukują­ce powstawanie przeciwciał o aktywności ADCI. Efektem współpracy Duńskiego Instytutu Surowic i EMVI jest szcze­pionka zawierająca syntetyczny polipeptyd powierzchnio­wego białka merozoitu GLURP (glutamate-rich protein) [27]. Natomiast szczepionka oparta o podjednostki SERA, była testowana w połączeniu z różnymi adiuwantami na małpach szerokonosych (Aotus) [30].
Grupa białek wytwarzanych przez apikalne organelle me­rozoitów, zwłaszcza antygen AMA-1 oraz rodzina antyge­nów EBA, które są odpowiedzialne za utworzenie „ścisłe­go" wiązania między merozoitem a krwinką są szczególnie interesujące jako składniki szczepionek.
U gryzoni i ssaków naczelnych (z wyjątkiem ludzi) rekom­binowana postać AMA-1 wykazała zdolność do indukowa­nia swoistej dla szczepu ochrony przed malarią. Niestety wysoki polimorfizm AMA-1 stanowi problem dla twór­ców uniwersalnych szczepionek przeciwmalarycznych. Wciąż trwają testy kliniczne fazy I szczepionek zawie­rających AMA-1 w połączeniu z adiuwantem Montanide ISA 720 w USA, na Mali, w Kenii oraz w Australii [55]. Planowana jest II faza testów klinicznych. Białka AMA-1 oraz MSP-1 zastosowano jednocześnie w innej szczepion­ce w celu zwiększenia jej uniwersalności i skuteczności. Wyprodukowana w Szanghaju szczepionka PfCP-2.9 za­wierała fuzyjny antygen MSP-1/AMA-1 utworzony przez połączenie C-końcowego regionu AMA-1 oraz 19 kDa fragmentu MSP-1. Przeszła ona pomyślnie I fazę prób klinicznych w Chinach [46]. Antygen AMA-1 stosuje się również w połączeniu z białkiem CSP. Przykładem jest szczepionka MVA (modified vaccina Ankara) opracowy­wana na Uniwersytecie w Oksfordzie, która zawiera ate­nuowane wirusy ptasiej ospy jako wektory dla ekspresji białek AMA-1 i CSP [9].
W fazie intensywnych badań są omówione wcześniej szcze­gółowo ligandy mikronemów P. falciparum: EBA-175, EBA-140 oraz EBA-181. Stwierdzono, że mają one zdol­ność do indukcji przeciwciał u zwierząt doświadczalnych, a przeciwciała te efektywnie blokują inwazję erytrocytów przez P. falciparum [32,44]. Co jest istotne, rekombinowa­ne formy regionu wiążącego tych ligandów są rozpoznawa­ne przez naturalne przeciwciała obecne u osób chorych na malarię [12,17,49]. Świadczy to o istotnym znaczeniu dro­gi inwazji erytrocytów ludzkich przez zarodźca sierpowe­go, przebiegającej z udziałem antygenów EBA, co stawia je w rzędzie potencjalnych składników szczepionki prze­ciw malarii [48,49]. Przeszkodą w uniwersalnym zastoso­waniu takiej szczepionki może być jednakże wysoki poli­morfizm ligandów EBA-140 i EBA-181 [36].
Przedstawione przykłady pozwalają uzmysłowić wysiłki związane z opracowaniem skutecznej i bezpiecznej szcze­pionki przeciwmalarycznej. Niestety, wieloetapowa droga inwazji komórek człowieka, mnogość gatunków zarodźca oraz duża liczba polimorficznych białek biorących udział w zarażeniu nadal daje pasożytom przewagę i sprawia, że nadal nie ma takiej szczepionki. Jak się wydaje, największe szanse na sukces mają jedynie wieloantygenowe i/lub wie­loepitopowe szczepionki, które zawierają wiele białek lub domen białkowych odnoszących się do kilku etapów rozwo­ju zarodźca [14,47,51]. Z całą pewnością jednak intensywne i prowadzone na szeroką skalę badania pozwalające na lep­sze zrozumienie molekularnych podstaw inwazji to nadzie­ja na opracowanie nowoczesnej szczepionki w przyszłości.
PIŚMIENNICTWO
[1] Adams J.H., Sim B.K., Dolan S.A., Fang X., Kaslow D.C., Miller L.H.: A family of erythrocyte binding proteins of malaria parasites. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1992; 89: 7085-7089
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[2] Alonso P.L., Sacarlal J., Aponte J.J., Leach A., Macete E., Aide P., Sigauque B., Milman J., Mandomando I., Bassat Q., Guinovart C., Espasa M., Corachan S., Lievens M., Navia M.M., Dubois M.C., Menendez C., Dubovsky F., Cohen J., Thompson R., Ballou W.R.: Duration of protection witch RTS,S/AS02A malaria vaccine in prevention of Plasmodium falciparum disease in Mozambican children: single-blind extended follow-up of a randomized controlled trial. Lancet, 2005; 366: 2012-2018
[PubMed]  
[3] Alonso P.L., Sacarlal J., Aponte J.J., Leach A., Macete E., Milman J., Mandomando I., Spiessens B., Guinovart C., Espasa M., Bassat Q., Aide P., Ofori-Anyinam O., Navia M.M., Corachan S., Ceuppens M., Dubois M.C., Demoitié M.A., Dubovsky F., Menéndez C., Tornieporth N., Ballou W.R., Thompson R., Cohen J.: Efficacy of the RTS,S/AS02A vaccine against Plasmodium falciparum infection and disease in young African children: randomized controlled trial. Lancet, 2004, 364: 1411-1420
[PubMed]  
[4] Aly A.S., Matuschewski K.: A malarial cysteine protease is necessary for Plasmodium sporozoite egress from oocysts. J. Exp. Med., 2005; 202: 225-230
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[5] Audran R., Cachat M., Lurati F., Soe S., Leroy O., Corradin G., Druilhe P., Spertini F.: Phase I malaria vaccine trial with a long synthetic peptide derived from the merozoite surface protein 3 antigen. Infect. Immun., 2005, 73: 8017-8026
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[6] Bannister L.H., Dluzewski A.R.: The ultrastructure of red cell invasion in malaria infections: a review. Blood Cells, 1990; 16: 257-292
[PubMed]  
[7] Bannister L.H., Hopkins J.M., Fowler R.E., Krishna S., Mitchell G.H.: A brief illustrated guide to the ultrastructure of Plasmodium falciparum asexual blood stages. Parasitol. Today, 2000; 16: 427-433
[PubMed]  
[8] Baum J., Richard D., Healer J., Rug M., Krnajski Z., Gilberger T.W., Green J.L., Holder A.A., Cowman A.F.: A conserved molecular motor drives cell invasion and gliding motility across malaria life cycle stages and other apicomplexan parasites. J. Biol. Chem., 2006; 281: 5197-5208
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[9] Bejon P., Mwacharo J., Kai O., Mwangi T., Milligan P., Todryk S., Keating S., Lang T., Lowe B., Gikonyo C., Molyneux C., Fegan G., Gilbert S.C., Peshu N., Marsh K., Hill A.V.: A phase 2b randomised trial of the candidate malaria vaccines FP9 ME-TRAP and MVA ME-TRAP among children in Kenya. PLoS Clin. Trials, 2006, 1: e29
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[10] Black C.G., Wang L., Wu T., Coppel R.L.: Apical location of a novel EGF-like domain-containing protein of Plasmodium falciparum. Mol. Biochem. Parasitol., 2003; 127: 59-68
[PubMed]  
[11] Cowman A.F., Crabb B.S.: Invasion of red blood cells by malaria parasites. Cell, 2006; 124: 755-766
[PubMed]  
[12] Daugherty J.R., Murphy C.I., Doros-Richert L.A., Barbosa A., Kashala L.O., Ballou W.R., Snellings N.J., Ockenhouse C.F., Lanar D.E.: Baculovirus-mediated expression of Plasmodium falciparum erythrocyte binding antigen 175 polypeptides and their recognition by human antibodies. Infect. Immun., 1997; 65: 3631-3637
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[13] Deryło A.: Wybrane zagadnienia z parazytologii ogólnej. W: Parazytologia i akaroentomologia medyczna. Deryło A. (red), Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2002
[14] Doolan D.L., Stewart V.A.: Status of malaria vaccine R&D in 2007. Expert Rev. Vaccines, 2007; 6: 903-905
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[15] Druilhe P., Spertini F., Soesoe D., Corradin G., Mejia P., Singh S., Audran R., Bouzidi A., Oeuvray C., Roussilhon C.: A malaria vaccine that elicits in humans antibodies able to kill Plasmodium falciparum. PLoS Med., 2005; 2: e344
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[16] Dvorak J.A., Miller L.H., Whitehouse W.C., Shiroishi T.: Invasion of erythrocytes by malaria merozoites. Science, 1975; 187: 748-750
[PubMed]  
[17] Ford L., Lobo C.A., Rodriguez M., Zalis M.G., Machado R.L., Rossit A.R., Cavasini C.E., Couto A.A., Enyong P.A., Lustigman S.: Differential antibody responses to Plasmodium falciparum invasion ligand proteins in individuals living in malaria-endemic areas in Brazil and Cameroon. Am. J. Trop. Med. Hyg., 2007; 77: 977-983
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[18] Gaur D., Mayer D.C., Miller L.H.: Parasite ligand-host receptor interactions during invasion of erythrocytes by Plasmodium merozoites. Int. J. Parasitol., 2004; 34: 1413-1429
[PubMed]  
[19] Genton B., Betuela I., Felger I., Al-Yaman F., Anders R.F., Saul A., Rare L., Baisor M., Lorry K., Brown G.V., Pye D., Irving D.O., Smith T.A., Beck H.P., Alpers M.P.: A recombinant blood-stage malaria vaccine reduces Plasmodium falciparum density and exerts selective pressure on parasite populations in a phase 1-2b trial in Papua New Guinea. J. Infect. Dis., 2002; 185: 820-827
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[20] Girard M.P., Reed Z.H., Friede M., Kieny M.P.: A review of human vaccine research and development: malaria. Vaccine, 2007; 25: 1567-1580
[PubMed]  
[21] Glushakova S., Yin D., Li T., Zimmerberg J.: Membrane transformation during malaria parasite release from human red blood cells. Curr. Biol., 2005; 15: 1645-1650
[PubMed]  
[22] Goel V.K., Li X., Chen H., Liu S.C., Chishti A.H., Oh S.S.: Band 3 is a host receptor binding merozoite surface protein 1 during the Plasmodium falciparum invasion of erythrocytes. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2003; 100: 5164-5169
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[23] Greenwood B.M., Fidock D.A., Kyle D.E., Kappe S.H., Alonso P.L., Collins F.H., Duffy P.E.: Malaria: progress, perils, and prospects for eradication. J. Clin. Invest., 2008; 118: 1266-1276
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[24] Hakansson S., Charron A.J., Sibley L.D.: Toxoplasma evacuoles: a two-step process of secretion and fusion forms the parasitophorous vacuole. EMBO J., 2001; 20: 3132-3144
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[25] Harris P.K., Yeoh S., Dluzewski A.R., O'Donnell R.A., Withers-Martinez C., Hackett F., Bannister L.H., Mitchell G.H., Blackman M.J.: Molecular identification of a malaria merozoite surface sheddase. PLoS Pathog., 2005; 1: 241-251
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[26] Harrison T., Samuel B.U., Akompong T., Hamm H., Mohandas N., Lomasney J.W., Haldar K.: Erythrocyte G protein-coupled receptor signaling in malarial infection. Science, 2003; 301: 1734-1736
[PubMed]  
[27] Hermsen C.C., Verhage D.F., Telgt D.S., Teelen K., Bousema J.T., Roestenberg M., Bolad A., Berzins K., Corradin G., Leroy O., Theisen M., Sauerwein R.W.: Glutamate-rich protein (GLURP) induces antibodies that inhibit in vitro growth of Plasmodium falciparum in a phase 1 malaria vaccine trial. Vaccine, 2007; 25: 2930-2940
[PubMed]  
[28] Hill A.V.: Pre-erythrocytic malaria vaccines: towards greater efficacy. Nat. Rev. Immunol., 2006; 6: 21-32
[PubMed]  
[29] Hodder A.N., Crewther P.E., Matthew M.L., Reid G.E., Moritz R.L., Simpson R.J., Anders R.F.: The disulfide bond structure of Plasmodium apical membrane antigen-1. J. Biol. Chem., 1996; 271: 29446-29452
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[30] Inselburg J., Bathurst I.C., Kansopon J., Barchfeld G.L., Barr P.J., Rossan R.N.: Protective immunity induced in Aotus monkeys by a recombinant SERA protein of Plasmodium falciparum: adjuvant effects on induction of protective immunity. Infect. Immun., 1993; 61: 2041-2047
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[31] Jaśkiewicz E.: Glikoforyny ludzkich erytrocytów jako receptory dla zarodźca sierpowego malarii (Plasmodium falciparum). Postepy Hig. Med. Dośw., 2007; 61: 718-724
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[32] Liang H., Narum D.L., Fuhrmann S.R., Luu T., Sim B.K.: A recombinant baculovirus-expressed Plasmodium falciparum receptor-binding domain of erythrocyte binding protein EBA-175 biologically mimics native protein. Infect. Immun., 2000; 68: 3564-3568
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[33] Ling I.T., Ogun S.A., Holder A.A.: Immunization against malaria with a recombinant protein. Parasite Immunol., 1994; 16: 63-67
[PubMed]  
[34] Lobo C.A., Rodriguez M., Reid M., Lustigman S.: Glycophorin C is the receptor for the Plasmodium falciparum erythrocyte binding ligand PfEBP-2 (baebl). Blood, 2003; 101: 4628-4631
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[35] Luke T.C., Hoffman S.L.: Rationale and plans for developing a non-replicating, metabolically active, radiation-attenuated Plasmodium falciparum sporozoite vaccine. J. Exp. Biol., 2003; 206: 3803-3808
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[36] Maier A.G., Baum J., Smith B., Conway D.J., Cowman A.F.: Polymorphisms in erythrocyte binding antigens 140 and 181 affect function and binding but not receptor specificity in Plasmodium falciparum. Infect. Immun., 2009; 77: 1689-1699
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[37] Maier A.G., Duraisingh M.T., Reeder J.C., Patel S.S., Kazura J.W., Zimmerman P.A., Cowman A.F.: Plasmodium falciparum erythrocyte invasion through glycophorin C and selection for Gerbich negativity in human populations. Nat. Med., 2003; 9: 87-92
[PubMed]  
[38] Mayer D.C., Cofie J., Jiang L., Hartl D.L., Tracy E., Kabat J., Mendoza L.H., Miller L.H.: Glycophorin B is the erythrocyte receptor of Plasmodium falciparum erythrocyte-binding ligand, EBL-1. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2009; 106: 5348-5352
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[39] Mayer D.C., Kaneko O., Hudson-Taylor D.E., Reid M.E., Miller L.H.: Characterization of a Plasmodium falciparum erythrocyte-binding protein paralogous to EBA-175. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98: 5222-5227
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[40] Miller L.H., Aikawa M., Johnson J.G., Shiroishi T.: Interaction between cytochalasin B-treated malarial parasites and erythrocytes. Attachment and junction formation. J. Exp. Med., 1979; 149: 172-184
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[41] Miller S.K., Good R.T., Drew D.R., Delorenzi M., Sanders P.R., Hodder A.N., Speed T.P., Cowman A.F., de Koning-Ward T.F., Crabb B.S.: A subset of Plasmodium falciparum SERA genes are expressed and appear to play an important role in the erythrocytic cycle. J. Biol. Chem., 2002; 277: 47524-47532
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[42] Mitchell G.H., Thomas A.W., Margos G., Dluzewski A.R., Bannister L.H.: Apical membrane antigen 1, a major malaria vaccine candidate, mediates the close attachment of invasive merozoites to host red blood cells. Infect. Immun., 2004; 72: 154-158
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[43] Mueller A.K., Labaied M., Kappe S.H., Matuschewski K.: Genetically modified Plasmodium parasites as a protective experimental malaria vaccine. Nature, 2005; 433: 164-167
[PubMed]  
[44] Narum D.L., Fuhrmann S.R., Luu T., Sim B.K.: A novel Plasmodium falciparum erythrocyte binding protein-2 (EBP2/BAEBL) involved in erythrocyte receptor binding. Mol. Biochem. Parasitol., 2002; 119: 159-168
[PubMed]  
[45] Pachebat J.A., Ling I.T., Grainger M., Trucco C., Howell S., Fernandez-Reyes D., Gunaratne R., Holder A.A.: The 22 kDa component of the protein complex on the surface of Plasmodium falciparum merozoites is derived from a larger precursor, merozoite surface protein 7. Mol. Biochem. Parasitol., 2001; 117: 83-89
[PubMed]  
[46] Pan W., Huang D., Zhang Q., Qu L., Zhang D., Zhang X., Xue X., Qian F.: Fusion of two malaria vaccine candidate antigens enhances product yield, immunogenicity, and antibody-mediated inhibition of parasite growth in vitro. J. Immunol., 2004; 172: 6167-6174
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[47] Patarroyo M.E., Patarroyo M.A.: Emerging rules for subunit-based, multiantigenic, multistage chemically synthesized vaccines. Acc. Chem. Res., 2008; 41: 377-386
[PubMed]  
[48] Pattnaik P., Shakri A.R., Singh S., Goel S., Mukherjee P., Chitnis C.E.: Immunogenicity of a recombinant malaria vaccine based on receptor binding domain of Plasmodium falciparum EBA-175. Vaccine, 2007; 25: 806-813
[PubMed]  
[49] Persson K.E., McCallum F.J., Reiling L., Lister N.A., Stubbs J., Cowman A.F., Marsh K., Beeson J.G.: Variation in use of erythrocyte invasion pathways by Plasmodium falciparum mediates evasion of human inhibitory antibodies. J. Clin. Invest., 2008; 118: 342-351
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[50] Pichyangkul S., Gettayacamin M., Miller R.S., Lyon J.A., Angov E., Tongtawe P., Ruble D.L., Heppner D.G. Jr., Kester K.E., Ballou W.R., Diggs C.L., Voss G., Cohen J.D., Walsh D.S.: Pre-clinical evaluation of the malaria vaccine candidate P. falciparum MSP1(42) formulated with novel adjuvants or with alum. Vaccine, 2004; 22: 3831-3840
[PubMed]  
[51] Pierce S.K., Miller L.H.: World Malaria Day 2009: What malaria knows about the immune system that immunologists still do not. J. Immunol., 2009; 182: 5171-5177
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[52] Pizarro J.C., Chitarra V., Verger D., Holm I., Petres S., Dartevelle S., Nato F., Longacre S., Bentley G.A.: Crystal structure of a Fab complex formed with PfMSP1-19, the C-terminal fragment of merozoite surface protein 1 from Plasmodium falciparum: a malaria vaccine candidate. J. Mol. Biol., 2003; 328: 1091-1103
[PubMed]  
[53] Roggero M.A., Filippi B., Church P., Hoffman S.L., Blum-Tirouvanziam U., Lopez J.A., Esposito F., Matile H., Reymond C.D., Fasel N., Corradin G.: Synthesis and immunological characterization of 104-mer and 102-mer peptides corresponding to the N- and C-terminal regions of the Plasmodium falciparum CS protein. Mol. Immunol., 1995; 32: 1301-1309
[PubMed]  
[54] Sanders P.R., Gilson P.R., Cantin G.T., Greenbaum D.C., Nebl T., Carucci D.J., McConville M.J., Schofield L., Hodder A.N., Yates J.R., Crabb B.S.: Distinct protein classes including novel merozoite surface antigens in Raft-like membranes of Plasmodium falciparum. J. Biol. Chem., 2005; 280: 40169-40176
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[55] Saul A., Lawrence G., Allworth A., Elliott S., Anderson K., Rzepczyk C., Martin L.B., Taylor D., Eisen D.P., Irving D.O., Pye D., Crewther P.E., Hodder A.N., Murphy V.J., Anders R.F.: A human phase 1 vaccine clinical trial of the Plasmodium falciparum malaria vaccine candidate apical membrane antigen 1 in Montanide ISA720 adjuvant. Vaccine, 2005; 23: 3076-3083
[PubMed]  
[56] Sim B.K., Chitnis C.E., Waśniowska K., Hadley T.J., Miller L.H.: Receptor and ligand domains for invasion of erythrocytes by Plasmodium falciparum. Science, 1994; 264: 1941-1944
[PubMed]  
[57] Snow R.W., Guerra C.A., Noor A.M., Myint H.Y., Hay S.I.: The global distribution of clinical episodes of Plasmodium falciparum malaria. Nature, 2005; 434: 214-217
[PubMed]  
[58] Taylor H.M., Grainger M., Holder A.A.: Variation in the expression of a Plasmodium falciparum protein family implicated in erythrocyte invasion. Infect. Immun., 2002; 70: 5779-5789
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[59] Tolia N.H., Enemark E.J., Sim B.K., Joshua-Tor L.: Structural basis for the EBA-175 erythrocyte invasion pathway of the malaria parasite Plasmodium falciparum. Cell, 2005; 122: 183-193
[PubMed]  
[60] White N.J.: Antimalarial drug resistance. J. Clin. Invest., 2004; 113: 1084-1092
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[61] Woehlbier U., Epp C., Kauth C.W., Lutz R., Long C.A., Coulibaly B., Kouyaté B., Arevalo-Herrera M., Herrera S., Bujard H.: Analysis of antibodies directed against merozoite surface protein 1 of the human malaria parasite Plasmodium falciparum. Infect. Immun., 2006; 74: 1313-1322
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.