Postepy Hig Med Dosw. (online), 2010; 64: 544-554
Review
Full Text PDF  

Biosynteza kwasów żółciowych i jej regulacja
Bile acid biosynthesis and its regulation
Areta Hebanowska
Katedra i Zakład Biochemii, Gdański Uniwersytet Medyczny
Adres do korespondencji
dr n. med. Areta Hebanowska, Katedra i Zakład Biochemii, Gdański Uniwersytet Medyczny, ul. Dębinki 1, 80-211 Gdańsk; e-mail: areta@gumed.edu.pl

Źródło finansowania
Praca powstała w ramach realizacji projektu ST-41.

Otrzymano:  2010.03.25
Zaakceptowano:  2010.09.28
Opublikowano:  2010.10.29

Streszczenie
Biosynteza kwasów żółciowych jest głównym szlakiem katabolizmu cholesterolu. Są one lepiej rozpuszczalne w wodzie niż cholesterol, a więc łatwiejsze do usunięcia z organizmu. Jako czą­steczki amfipatyczne biorą udział w trawieniu i wchłanianiu lipidów w jelicie oraz umożliwia­ją rozpuszczanie wolnego cholesterolu w żółci (szczególnie pęcherzykowej). Są także ligandami receptorów jądrowych regulujących ekspresję wielu genów zaangażowanych w metabolizm cho­lesterolu. Przemiana cholesterolu do kwasów żółciowych jest ważnym elementem jego home­ostazy. W procesie tym udział bierze 17 enzymów, a wiele z nich to białka należące do rodziny cytochromu P-450. Inicjacja biosyntezy kwasów żółciowych może przebiegać drogą klasyczną, rozpoczynającą się hydroksylacją cholesterolu w pozycji 7a lub alternatywną, rozpoczynającą się hydroksylacją cholesterolu w pozycji 27. Istnieją także dwie dodatkowe drogi o niewielkim znaczeniu ilościowym (inicjowane hydroksylacją w pozycji 24 i 25). Powstające oksysterole są nie tylko metabolitami pośrednimi biosyntezy kwasów żółciowych, ale także ważnymi regula­torami metabolizmu. Biosynteza kwasów żółciowych zachodzi w wątrobie, ale niektóre enzymy tego szlaku są umiejscowione także w innych narządach, gdzie biorą udział w regulacji metabo­lizmu cholesterolu. Enzymy te są potencjalnym celem dla nowych leków stosowanych w leczeniu zaburzeń jego metabolizmu. Przedstawiony artykuł jest syntetycznym opisem biosyntezy kwa­sów żółciowych i enzymów biorących udział w tym szlaku metabolicznym.
Słowa kluczowe: kwasy żółciowe • cytochrom P-450 • hydroksylacja


Summary
Bile acid biosynthesis is the main pathway of cholesterol catabolism. Bile acids are more soluble than cholesterol so are easier to excrete. As amphipathic molecules they participate in lipid dige­stion and absorption in the intestine and they help to excrete free cholesterol with bile. They are also ligands for nuclear receptors regulating the expression of genes involved in cholesterol me­tabolism. Interconversion of cholesterol into bile acids is an important point of its homeostasis. Seventeen enzymes are engaged in this process and many of them are cytochromes P450. Bile acid synthesis initiation may proceed with the "classical" pathway (starting with cholesterol hy­droxylation at the C7a position) or the "alternative" pathway (starting with cholesterol hydroxy­lation at the C27 position). Two additional pathways are possible, though their quantitative signi­ficance is small (initiated with cholesterol hydroxylations of C24 and C25 positions). Oxysterols produced are not only intermediates of bile acid biosynthesis but also important regulators of metabolism. Bile acid biosynthesis takes place in the liver, but some enzymes are also present in other organs, where they participate in regulation of cholesterol metabolism. Those enzymes are potential targets for new drugs against cholesterol metabolism disturbances. This article is a brief description of the bile acid biosynthesis pathway and participating enzymes.
Key words: bile acid • cytochrome P450 • hydroxylation




Wykaz skrótow:
ABC - białka transportowe mające kasetę wiążącą ATP; ACOX1 - peroksysomalna oksydaza nierozgałęzionych kwasów tłuszczowych; ACOX2 - peroksysomalna oksydaza rozgałęzionych acylo-CoA; AKR1C4 - dehydrogenaza 3α-hydroksysteroidowa; AKR1D1 - 5β-reduktaza D4-3-oksosteroidowa; ATP - adenozynotrójfosforan; BACS - homolog 2 syntetazy długołańcuchowych acylo-CoA; BSEP - pompa eksportu soli kwasów żółciowych (bile salt export pump); CH25H - 25-hydroksylaza cholesterolowa; CYP7A1 - 7α-hydroksylaza cholesterolowa; CYP7B1 - 7α-hydroksylaza oksysterolowa; CYP8B1 - 12α-hydroksylaza sterolowa; CYP27A1 - 27-hydroksylaza sterolowa; CYP39A1 - 7α-hydroksylaza oksysterolowa;CYP46A1 - 24-hydroksylaza cholesterolowa; DHCA - kwas 3α,7α-dihydroksycholowy; DHEA - dehydroepiandrosteron; ER - retikulum endoplazmatyczne; FAD - dinukleotyd flawinoadeninowy; FXR - farnezoidylowy receptor X; HSD3B7 - oksydoreduktaza 3β-hydroksy-Δ5-C27 steroidowa; HSD17B4 - D-bifunkcyjny enzym (D-3-hydroxyacyl-CoA dehydratase); LDL - lipoproteiny o niskiej gęstości (low density lipoprotein); MLN64 - homolog StAR; MRP2 - białko oporności wielolekowej 2 (multi-drug resistance protein-2); MRP3 - białko oporności wielolekowej 3 (multi-drug resistance protein-3); MRP4 - białko oporności wielolekowej 4 (multi-drug resistance protein-4); Ntcp - kotransporter Na+/kwas żółciowy (Na+/bile acid cotransporter); Oatp - transporter anionów organicznych (organic anion transporter); Ostα/β -transporter α/β organicznych substancji rozpuszczonych i steroidów (organic solute and steroid transporter); PPARα - receptor aktywowany przez proliferatory peroksysomalne α (peroxisome proliferator activated receptor α); SCP-2 - białko przenoszące sterole (sterol carrier protein-2); SCPχ - białko przenoszące sterole (sterol carrier protein-chi; StAR - białko przenoszące cholesterol (sterol acute regulatory protein); THCA - kwas 3α-,7α-,12α-trihydroksycholowy; VLCS - syntetaza długołańcuchowych acylo-CoA (very long-chain - acyl-CoA synthetase).
Wstęp
Jedną z istotnych funkcji wątroby jest synteza i wydziela­nie żółci. Sole kwasów żółciowych jako detergenty i ak­tywatory uczestniczą w procesie trawienia i wchłaniania lipidów w jelicie cienkim. Kwasy żółciowe są także ligan­dami czynników transkrypcyjnych regulujących ekspresję genów zaangażowanych w ich przemiany. Odpowiedni sto­sunek stężenia cholesterolu i kwasów żółciowych w żółci zapobiega wytrącaniu się cholesterolu w pęcherzyku żół­ciowym, a w konsekwencji rozwojowi kamicy pęcherzy­ka żółciowego.
Około 95% puli kwasów żółciowych znajdujących się w je­licie jest wchłaniane i z krwią transportowane z powrotem do wątroby. Tam kwasy żółciowe ponownie dostają się do żółci, a następnie do jelita (krążenie jelitowo-wątrobowe). Pozostałe 5% jest z organizmu usuwane, a ubytki są rekom­pensowane przez syntezę de novo, zachodzącą w wątrobie.
Prekursorem kwasów żółciowych jest cholesterol. W cią­gu doby, u dorosłego człowieka około 500 mg cholestero­lu ulega przemianie do kwasów żółciowych i w tej posta­ci jest wydalana do dwunastnicy. Przemiana cholesterolu do kwasów żółciowych oraz jego wydalanie z żółcią, to zasadniczy sposób usuwania tego związku z organizmu. Ze względu na udział kwasów żółciowych w regulacji me­tabolizmu cholesterolu dokładne poznanie przebiegu i re­gulacji procesu ich biosyntezy jest bardzo istotne. W przy­szłości mogłoby pozwolić na opracowanie nowych metod leczenia stanów patologicznych, takich jak hipercholeste­rolemia i miażdżyca, będących skutkiem zaburzeń meta­bolizmu cholesterolu [28,38].
W biosyntezie kwasów żółciowych z cholesterolu udział bierze 17 enzymów. W wyniku ich działania powstają tzw. pierwszorzędowe kwasy żółciowe. Rodzaj syntetyzowa­nych kwasów żółciowych jest gatunkowo swoisty. U ssaków kwasami żółciowymi powstającymi w największej ilości są kwas cholowy i chenodeoksycholowy. Ponadto u nie­których gatunków zwierząt powstają takie kwasy żółcio­we jak β-muricholowy (myszy i szczury) czy hyocholowy (świnie). Różnią się one między sobą położeniem grup hy­droksylowych, z wyjątkiem grupy 7α-hydroksylowej obec­nej we wszystkich rodzajach pierwszorzędowych kwasów żółciowych [28]. W jelicie na skutek działania bakterii, po dekoniugacji i dehydroksylacji kwasów pierwszorzę­dowych powstają drugo- i trzeciorzędowe kwasy żół­ciowe. Głównymi drugorzędowymi kwasami żółciowy­mi u człowieka są kwasy deoksycholowy i litocholowy.
Różnorodność syntetyzowanych kwasów żółciowych za­pewnia precyzyjną regulację szlaku ich biosyntezy oraz dokładną emulgację lipidów pokarmowych [28,38].
Etapy biosyntezy kwasów żółciowych
W procesie biosyntezy kwasów żółciowych z cholestrolu można wyróżnić cztery główne etapy:
a) inicjacji,
b) modyfikacji pierścieni,
c) utleniania i skracania łańcucha bocznego,
d) koniugacji z tauryną lub glicyną.
Wszystkie enzymy biorące udział w biosyntezie kwasów żółciowych wymienione są w tabeli 1. Są one umiejsco­wione w mitochondriach, retikulum endoplazmatycznym, cytosolu i peroksysomach [38].
Tabela 1. Enzymy szlaku biosyntezy kwasów żółciowych

Inicjacja - pierwszy etap biosyntezy kwasów żółciowych
Biosynteza kwasów żółciowych może przebiegać różnymi sposobami. Klasyczny szlak rozpoczyna się od przemiany cholesterolu w 7α-hydroksycholesterol katalizowany przez 7α-hydroksylazę cholesterolową (ryc. 1) [33].
Ryc. 1. Klasyczna i alternatywna droga hydroksylacji cholesterolu w procesie biosyntezy kwasów żółciowych. Oba typy hydroksylacji zachodzą w wątrobie, gdzie powstałe oksysterole uczestniczą następnie w dalszych przemianach. Hydroksylacja cholesterolu w pozycji 27 może zachodzić także w narządach innych niż wątroba, konieczny jest więc transport 27-hydroksycholesterolu do wątroby, gdzie zostanie on wykorzystany do syntezy kwasów żółciowych

7α-hydroksylaza cholesterolowa jest mikrosomalnym enzymem z rodziny cytochromu P-450. Kodowana jest przez gen Cyp7a1, ulegający ekspresji przede wszystkim w wątrobie, choć istnieją także doniesienia o ekspresji tego genu w komórkach prostaty [42]. Enzym ten charakteryzu­je się małą liczbą obrotów, a jego preferowanym substra­tem jest cholesterol [16,25]. Reakcja katalizowana przez 7α-hydroksylazę cholesterolową jest etapem ograniczają­cym biosyntezę kwasów żółciowych. Ekspresja genu ko­dującego hydroksylazę 7α-hydroksycholesterolową oraz aktywność enzymu podlegają ścisłej regulacji przez takie czynniki jak kwasy żółciowe, hormony (m.in. glukokor­tykosteroidy, glukagon, insulina), cykl dobowy, choleste­rol (oksysterole) i cytokiny [28,33,38]
Mimo bardzo istotnej roli 7α-hydroksylazy w metaboli­zmie cholesterolu brak tego enzymu nie jest letalny. W zna­nych trzech przypadkach osób pozbawionych całkowicie aktywnego genu Cyp7a1 (homozygot) następuje jednak znaczący wzrost stężenia cholesterolu całkowitego i frak­cji LDL-cholesterol we krwi oraz akumulacja cholestero­lu w wątrobie. Zmniejsza się także znacząco ilość wytwa­rzanych kwasów żółciowych, jednak powstają one stale na skutek aktywacji alternatywnej biosyntezy [35].
Alternatywnym metabolizmem cholesterolu do kwasów żółciowych jest jego przemiana do 27-hydroksycholeste­rolu (ryc. 1). Reakcja katalizowana jest przez 27-hydroksy­lazę sterolową (CYP27A1) [28,33,38]. Enzym ten hydrok­syluje cholesterol także w pozycjach 24 i 25 [20]. U myszy i szczurów 25-50% całej puli syntetyzowanych przez wą­trobę kwasów żółciowych powstaje w wyniku hydroksylacji cholesterolu przez CYP27A1. U ludzi ten udział jest mniej­szy i wynosi 5-10% [35,38]. Aktywność 27-hydroksylazy sterolowej jest regulowana przez kwasy żółciowe, choleste­rol i hormony (m.in. glukokortykosteroidy, hormony tar­czycy, insulinę), przy czym występują różnice międzyga­tunkowe. W przeciwieństwie do CYP7A1 enzym ten jest obecny w wielu narządach np. śródbłonku naczyń krwio­nośnych, makrofagach, nerkach, płucach, mózgu, skórze, prostacie i jelicie [28]. Zdolność do hydroksylacji chole­sterolu w innych niż wątroba narządach nie jest związana z syntezą kwasów żółciowych, a prawdopodobnie zapo­biega jego nadmiernej akumulacji. Powstające oksysterole mogą także wpływać na metabolizm cholesterolu [24]. Nie wiadomo jakie czynniki decydują o zapoczątkowaniu bio­syntezy kwasów żółciowych. Być może proces klasyczny (z udziałem 7α-hydroksylazy cholesterolowej) przebiega głównie w warunkach fizjologicznych, natomiast sposób alternatywny (z udziałem 27-hydroksylazy sterolowej) na­biera znaczenia w stanach patologicznych będących skut­kami zaburzeń funkcji wątroby [6].
27-hydroksycholesterol powstający w wyniku hydroksy­lacji cholesterolu w pozycji 27 jest następnie hydroksylo­wany w pozycji 7α, przez 7α-hydroksylazę oksysterolową (CYP7B1; ryc. 1). Szczególnie dużą aktywność CYP7B1 obserwuje się w wątrobie, a ponadto enzym ten obecny jest w nerkach, śródbłonku naczyń, jelicie cienkim, ją­drach i jajnikach, prostacie i innych narządach [33,38]. Enzym ten hydroksyluje także 25-hydroksycholesterol, będący produktem działania 25-hydroksylazy choleste­rolowej [39]. Powstające produkty są lepiej rozpuszczal­ne w wodzie, co ułatwia ich transport z różnych narządów do wątroby, gdzie przekształcane są w kwasy żółciowe. Dodatkowymi substratami CYP7B1 są steroidy, przede wszystkim DHEA, ale także pregnenolon, 17α-estradiol, testosteron [33]. Aktywność CYP7B1 jest regulowana, podobnie jak CYP7A1, przez kwasy żółciowe, choleste­rol, hormony (glukokortykoidy, hormony tarczycy), rytm dobowy [37].
Poza opisanymi wyżej sposobami hydroksylacji choleste­rolu istnieją także dwie inne. Są to hydroksylacje katali­zowane przez 24-hydroksylazę oraz 25-hydroksylazę cho­lesterolową (ryc. 2).
Ryc. 2. Hydroksylacja cholesterolu w pozycjach 24 i 25. Obie przemiany zachodzą poza wątrobą, a ich produkty są następnie transportowane do wątroby, gdzie prawdopodobnie uczestniczą w biosyntezie kwasów żółciowych

24-hydroksylaza cholesterolowa jest enzymem mikrosomal­nym, kodowanym przez gen CYP46A1. U ludzi jej obec­ność stwierdzono przede wszystkim w neuronach mózgu, natomiast u myszy także w wątrobie [21]. Enzym ten ka­talizując syntezę 24-hydroksycholesterolu odgrywa istot­ną rolę w transporcie cholesterolu z mózgu do wątroby [5]. 24-hydroksycholesterol po przekroczeniu bariery krew-mózg dociera z krwią do wątroby, a tam przekształcany jest do kwasów żółciowych lub sprzęgany z siarczanem lub glukuronianem [4]. Aktywność tego enzymu nie podlega takiej regulacji jak aktywność wymienionych wcześniej hydroksylaz cholesterolowych. Najważniejszą rolę regula­cyjną odgrywają dostępność substratu i stres oksydacyjny [30]. Niedobór tego enzymu nie wpływa znacząco na syn­tezę kwasów żółciowych. U myszy pozbawionych aktyw­nego genu Cyp46a1 wytwarzanie 24-hydroksycholesterolu w mózgu zmniejsza się o 40%, ale jednocześnie nie zmie­nia się ilość powstających w wątrobie kwasów żółciowych [22]. Potwierdzono również udział CYP46A1 w hydroksy­lacji niektórych steroidów i ksenobiotyków w wątrobie [26].
Aktywność 24-hydroksylazy cholesterolowej jest też zwią­zana z rozwojem choroby Alzheimera. Zaobserwowano, że w mózgu osób chorujących na chorobę Alzheimera en­zym ten poza neuronami występował także w komórkach glejowych. Stwierdzono także, że występowanie niektó­rych wariantów genu kodującego CYP46A1 jest związane z większym ryzykiem rozwoju choroby Alzheimera [17].
24-hydroksycholesterol docierający z mózgu do wątro­by jest następnie hydroksylowany w pozycji 7α. Reakcja ta może być katalizowana przez CYP7A1, ale w wątrobie obecny jest też enzym, dla którego 24-hydroksycholeste­rol jest podstawowym substratem. Jest to 7α-hydroksylaza oksysterolowa, CYP39A1 (ryc. 2). Jest to enzym mikroso­malny [28]. Jak dotąd nie zaobserwowano aby aktywność tego enzymu podlegała regulacji. W badaniach dotyczą­cych regulacji transkrypcji CYP39A1 u myszy nie stwier­dzono wpływu cholesterolu czy kwasów żółciowych na ekspresję tego genu [33].
25-hydroksylaza cholesterolowa (CH25H) jest enzymem mikrosomalnym, ale nie należy do rodziny cytochromu P-450. Jej niewielką aktywność stwierdzono we wszyst­kich narządach/tkankach. Enzym ten nie odgrywa więk­szej roli w syntezie kwasów żółciowych, a jego niedobór nie pociąga za sobą jakichkolwiek negatywnych skutków [38]. 25-hydroksycholesterol jest następnie hydroksylowa­ny w pozycji 7α przez CYP7B1 (ryc. 2). Hydroksylacja oksysteroli w pozycji 7α jest niezbędna do ich dalszych przemian w szlaku syntezy kwasów żółciowych.
Modyfikacje struktury pierścieni metabolitów 7α-cholesterolu
Metabolity cholesterolu, hydroksylowane w pozycji 7α, są w kolejnym etapie przekształcane do 3-okso, Δ4 przez mikrosomalną oksydoreduktazę (oksydoredukta­zę 3β-hydroksy-Δ5-C27 steroidową, HSD3B7) (ryc. 3). Jedynie ten enzym może przeprowadzić wspomnianą re­akcję, a jego substratami są tylko sterole zawierające grupę 7α-hydroksylową. Brak aktywności HSD3B7 hamuje syn­tezę wszystkich rodzajów kwasów żółciowych. Struktura pierwszorzędowa HSD3B7 wykazuje 34% homologii z od­powiednimi oksydoreduktazami biorącymi udział w me­tabolizmie hormonów steroidowych [40].
Ryc. 3. Reakcja katalizowana przez HSD3B7 w wątrobie. Przemianie ulegają wszystkie oksysterole powstałe we wcześniejszych etapach biosyntezy kwasów żółciowych, warunkiem jest obecność grupy hydroksylowej w pozycji 7

Produkty działania HSD3B7 mogą ulec dwóm rodzajom przemian (ryc. 4).
Ryc. 4. Modyfikacje pierścieni prekursorów w procesie biosyntezy kwasów żółciowych w wątrobie. Szybkość przemian zachodzących dwoma możliwymi sposobami decyduje o stosunku ilościowym końcowych produktów biosyntezy kwasów żółciowych - kwasu cholowego i chenodeoksycholowego

Pod wpływem 12α-hydroksylazy sterolowej (mikrosomal­ny cytochrom P-450, CYP8B1) są przekształcane do kwa­su cholowego. 12α-hydroksylaza jest enzymem wątrobo­wym, a jej głównym substratem jest 7α-hydroksycholesterol (produkt klasycznej syntezy kwasów żółciowych) [23]. Aktywność CYP8B1 jest regulowana m.in. przez kwasy żółciowe, insulinę, hormony tarczycy [46]. Przy braku ak­tywności 12α-hydroksylazy przemiany prowadzą do po­wstania kwasu chenodeoksycholowego (człowiek, szczur, chomik), muricholowego (mysz), ursodeoksycholowego (niedźwiedź) lub hiodeoksycholowego (świnia) [23,38]. Aktywność 12α-hydroksylazy determinuje procentową zawartość poszczególnych pierwszorzędowych kwasów żółciowych. Ma to szczególne znaczenie dla regulacji ca­łego szlaku biosyntezy ponieważ kwas cholowy jest od­powiedzialny za jego hamowanie. Ponadto kwas cholowy zwiększa rozpuszczalność cholesterolu w żółci, ma więc związek z powstawaniem kamieni żółciowych oraz wpły­wa na wchłanianie steroli w jelicie.
Wszystkie produkty działania HSD3B7, zarówno te hy­droksylowane w pozycji 12α, jak i te, które nie zostały poddane hydroksylacji w pozycji 12α ulegają reakcji re­dukcji podwójnego wiązania w pierścieniu A. Reakcja ta jest katalizowana przez 5β-reduktazę Δ4-3-oksosteroidową (AKR1D1) (ryc. 4). Preferowanymi substratami dla tego enzymu są metabolity pośrednie biosyntezy kwasów żół­ciowych, ale katalizuje on także przemiany wielu innych steroidów. W przeciwieństwie do wcześniejszych reakcji ta zachodzi w cytosolu, konieczny jest więc transport sub­stratów między przedziałami komórkowymi. Mechanizm tego transportu nie został jeszcze poznany [18].
Ostatnim etapem modyfikacji pierścienia jest redukcja grupy 3-okso do grupy alkoholowej przez umiejscowio­ną w cytosolu dehydrogenazę 3α-hydroksysteroidową (AKR1C4) (ryc. 4) [18].
Utlenianie łańcucha bocznego
Kolejnym etapem w procesie biosyntezy kwasów żółcio­wych jest utlenianie i skracanie łańcucha bocznego hydrok­sylowanych pochodnych cholesterolu (ryc. 5).
Ryc. 5. Utlenianie łańcucha bocznego prekursorów w procesie biosyntezy kwasów żółciowych w wątrobie. Przedstawionym przemianom ulegają zarówno prekursory kwasu cholowego (na ryc.), jak i kwasu chenodeoksycholowego

Pierwsze trzy reakcje katalizowane są przez 27-hydroksy­lazę sterolową (CYP27A1), enzym omawiany już wcze­śniej, inicjujący syntezę kwasów żółciowych przez tworze­nie 27-hydroksycholesterolu (ryc. 1). Enzym ten przyłącza grupę hydroksylową do węgla C27 utleniając ją kolejno do grupy aldehydowej, a następnie do grupy karboksylowej. Do niedawna jeszcze sądzono, że utlenianie grupy hydrok­sylowej zachodzi dzięki udziałowi dehydrogenazy aldehy­dowej i dehydrogenazy alkoholowej) [34,38].
Produkty reakcji katalizowanych przez 27-hydroksylazę ste­rolową (kwas 3α-,7α-dihydroksycholowy - DHCA i kwas 3α-,7α-12α-trihydroksycholowy - THCA) są następnie poddawane skracaniu łańcucha bocznego. Ostatnie trzy atomy węgla są usuwane w peroksysomach, w serii reakcji analogicznych do zachodzących w czasie β-oksydacji kwa­sów tłuszczowych. Pierwsza reakcja to aktywacja pochod­nych oksysteroli przez przyłączenie koenzymu A. Jest to reakcja katalizowana przez syntetazę kwasów żółciowych-CoA. Zidentyfikowano dotąd dwa białka wykazujące wspo­mnianą aktywność. Są to: syntetaza długołańcuchowych acylo-CoA (VLCS, występuje w ER i peroksysomach) i homolog 2 syntetazy długołańcuchowych acylo-CoA (BACS, 45% homologii, obecny tylko w ER). Enzymy te aktywują bardzo długie kwasy tłuszczowe, czyli zawiera­jące 18 i więcej atomów węgla. Pierwszy enzym wystę­puje głównie w wątrobie i w nerkach i jest w dużej mie­rze odpowiedzialny za aktywację metabolitów pośrednich biosyntezy kwasów żółciowych, hydroksylowanych w po­zycji 27. Homolog 2 występuje tylko w wątrobie i jest zwią­zany z aktywacją kwasów żółciowych hydroksylowanych w pozycji 24, które po dekoniugacji w jelicie cienkim wra­cają do wątroby z krążeniem jelitowo-wątrobowym [27].
W wyniku działania 27-hydroksylazy sterolowej i nastę­pującej po niej aktywacji, powstające metabolity przyjmu­ją tzw. postać R (ryc. 5).
Przed kolejnymi reakcjami izomer R musi zostać prze­kształcony w izomer S. Reakcja ta jest katalizowana przez racemazę 2-metylo-acylo-CoA. Jest to enzym umiejsco­wiony zarówno w mitochondriach, jak i peroksysomach. Bierze udział w procesie utleniania rozgałęzionych kwa­sów tłuszczowych. Mutacja w genie kodującym racema­zę prowadzi do gromadzenia metabolitów pośrednich bio­syntezy kwasów żółciowych [19].
Produkty działania racemazy podlegają reakcji katalizo­wanej przez zawierającą FAD peroksysomalną oksyda­zę rozgałęzionych acylo-CoA (ACOX2). Powstają niena­sycone trans-24, -25 pochodne. W czasie reakcji enzym przenosi elektrony na tlen cząsteczkowy i wytwarza nad­tlenek wodoru. U człowieka i myszy występują dwie izo­formy oksydazy (45% homologii) oznaczane jako ACOX1 i ACOX2. ACOX1 to produkt genu regulowanego przez PPARa. Enzym ten wspomaga utlenianie nierozgałęzio­nych kwasów tłuszczowych i eikozanoidów. ACOX2 jest prawdopodobnie izoformą biorącą udział w procesie bio­syntezy kwasów żółciowych. Może być regulowana przez PPARα, a substratem dla niej są metabolity szlaku syntezy kwasów żółciowych i 2-metylo rozgałęzione kwasy tłusz­czowe, takie jak np. kwas pristanowy. Niedobór ACOX1 i 2 prowadzi zarówno u ludzi jak i u myszy do stłuszcze­nia wątroby, ale nie stwierdzono zaburzeń syntezy kwa­sów żółciowych [3,9,15].
Kolejny etap biosyntezy kwasów żółciowych to uwodnienie i utlenienie grupy hydroksylowej w pozycji C24. Reakcję katalizuje peroksysomalny D-bifunkcyjny enzym kodo­wany przez gen HSD17B4. Enzym ten wykazuje dużą ste­reoswoistość w stosunku do substratu. Katalizuje on oba etapy, zarówno hydratacji (przyłączenia cząsteczki wody do węgla C24, z wytworzeniem pochodnej hydroksylo­wej), jak i utleniania powstałej pochodnej hydroksylowej z utworzeniem oksopochodnej. Obie reakcje katalizowa­ne są przez różne domeny w cząsteczce enzymu, umiej­scowione w części N-terminalnej. Domena C-terminalna jest odpowiedzialna za transport steroli [12]. U myszy pozbawionych genu kodującego enzym bifunkcyjny za­obserwowano gromadzenie się nienasyconych C27 me­tabolitów pośrednich kwasów żółciowych oraz długołań­cuchowych kwasów tłuszczowych, takich jak np. kwas pristanowy czy fitanowy. Następuje u nich nadal synteza kwasów żółciowych C24, co sugeruje udział innego enzy­mu mogącego katalizować ten etap biosyntezy. Ten kom­plementujący enzym jest również enzymem bifunkcyj­nym (L), w warunkach fizjologicznych wykorzystującym długołańcuchowe kwasy tłuszczowe jako substraty [3,8].
Ostatni etap utleniania łańcucha bocznego metabolitów pośrednich w syntezie kwasów żółciowych, to rozerwanie przez peroksysomalną tiolazę wiązania C24-C25, z jed­noczesnym utworzeniem propionylo-CoA i metabolitów pośrednich C24 połączonych z koenzymem A. Enzym ten jest kodowany przez gen zawierający dwa promoto­ry [29]. Pierwszy jest umiejscowiony w okolicach eksonu 1 i transkrypcja zachodząca pod jego kontrolą prowadzi do powstania mRNA kodującego białko zbudowane z 547 aminokwasów. Jest to prekursor peroksysomalnej tiolazy 2, który po transporcie do peroksysomów ulega proteoli­zie (za 424 aminokwasem), dzięki czemu powstaje dojrza­ły, aktywny enzym. Pozostała część łańcucha prekursora (o długości 123 aminokwasów), to prawdopodobnie biał­ko przenoszące sterole (sterol carrier protein-chi - SCPχ). Badania krystalograficzne wykazały, że ma ono zdolność wiązania lipidów [11]. Drugi promotor jest umiejscowio­ny w intronie 11, a produktem transkrypcji przez niego re­gulowanej jest mRNA kodujący tylko białko przenoszące sterole [29]. U myszy z nieczynnym genem peroksysomal­nej tiolazy 2 zaobserwowano gromadzenie się kwasów żół­ciowych C23 i rozgałęzionych kwasów tłuszczowych, co wskazuje, że oba białka (tiolaza i SCPχ) są zaangażowa­ne w syntezę kwasów żółciowych i metabolizm rozgałę­zionych kwasów tłuszczowych. U takich myszy występuje pewna ilość 24-węglowych kwasów żółciowych, co suge­ruje udział innej tiolazy [41]. Rycina 5 przedstawia prze­miany łańcucha bocznego w syntezie kwasu cholowego, indentyczne reakcje zachodzą w syntezie kwasu cheno­deoksycholowego.
Koniugacja
Końcowy etap syntezy kwasów żółciowych polega na przy­łączeniu wiązaniem amidowym aminokwasu, zwykle gli­cyny lub tauryny, do węgla C24 (ryc. 6).
Ryc. 6. Koniugacja kwasów żółciowych z aminokwasami - glicyną lub tauryną. Na ryc. koniugacja kwasu cholowego

Amidacji ulega 98% wydzielanych przez wątrobę kwa­sów żółciowych. Reakcja ta jest katalizowana przez N-acylotransferazę kwas żółciowy-CoA: aminokwas. Enzym na pewno jest umiejscowiony w peroksysomach, natomiast dyskusyjna jest jego cytosolowa lokalizacja. Niektórzy badacze uważają, że postać peroksysomalna bierze udział w biosyntezie kwasów żółciowych de novo, a cytosolowa w rekoniugacji kwasów żółciowych trafiają­cych do wątroby z jelita [8,9]. Jednak z innych badań wy­nika, że obecność N-acylotransferazy w cytosolu jest ar­tefaktem, a wszystkie kwasy żółciowe, te wytworzone de novo, jak i te wchłaniane po dekoniugacji z jelita, są ko­niugowane w peroksysomach [32]. Substratami w procesie koniugacji są: tioester kwasu żółciowego-CoA oraz ami­nokwas - u myszy głównie tauryna, u człowieka taury­na lub glicyna [7]. Przyłączenie glicyny lub tauryny zale­ży od stężenia tych aminokwasów w komórkach i nie ma żadnego wpływu na emulgujące działanie kwasów żółcio­wych [38]. Stosunek ilości wolnych kwasów żółciowych do skoniugowanych jest prawdopodobnie zależny od ak­tywności peroksysomalnego enzymu, tioesterazy 2 koen­zymu A katalizującej hydrolizę tioestrów kwasy żółcio­we-CoA do wolnych kwasów żółciowych i koenzymu A. Enzym ten współzawodniczy z N-acetylotransferazą o sub­straty. Biologiczne konsekwencje zmiany stosunku ilości obu kwasów żółciowych nie są znane [14].
Koniugacja kwasów żółciowych zwiększa ich amfipatycz­ność i rozpuszczalność, co powoduje zmniejszenie ich zdol­ności do przemieszczania się przez błony. Istnieją specjalne systemy transportowe, np. jelitowy transporter kwasów żół­ciowych czy rodzina transporterów ABC. Istnienie syste­mów przenoszenia kwasów żółciowych przez błony zwięk­sza ich okres półtrwania w krążeniu wątrobowo-jelitowym i chroni komórki przed ich działaniem jako detergentów [1].
Komórkowa lokalizacja syntezy kwasów żółciowych
W kolejnych etapach przemian cholesterolu do kwasów żółciowych następuje wzrost hydrofilowości powstających metabolitów pośrednich. Produkty końcowe (kwasy żół­ciowe) są już rozpuszczalne w wodzie. Różnice rozpusz­czalności między poszczególnymi produktami pośrednimi, a także rozmieszczenie enzymów (retikulum endoplazma­tyczne, cytosol, mitochondria, peroksysomy) powodują, że system transportu metabolitów pośrednich w hepatocycie jest niezwykle skomplikowany. Do końca nie wiadomo w jaki sposób przemieszczają się one z jednego przedzia­łu komórkowego do drugiego.
Głównym etapem biosyntezy kwasów żółciowych jest trans­port cholesterolu do przedziałów komórkowych, w których ta synteza się rozpoczyna. 27-hydroksylaza, jeden z waż­niejszych enzymów biosyntezy kwasów żółciowych wy­korzystywany na wielu etapach tego szlaku, znajduje się w mitochondrium. Musi więc istnieć system transportu jej substratów przez błonę mitochondrialną.
W tkankach steroidogennych cholesterol będący głównym substratem do wytwarzania hormonów steroidowych rów­nież musi zostać przetransportowany do wnętrza mitochon­drium. W transporcie tym uczestniczy białko StAR. Białko to jest obecne także w hepatocytach. Stwierdzono, że zarówno w pierwotnych hodowlach hepatocytów szczura, jak i in vivo nadekspresja białka StAR prowadzi do zwiększenia syntezy kwasów żółciowych, zwłaszcza 27-hydroksycholesterolu [13].
Za transport metabolitów pośrednich biosyntezy kwasów żółciowych przez błony komórkowe odpowiadają prawdo­podobnie także inne białka, np. MLN64 i SCP-2. Pierwsze z wymienionych białek prawdopodobnie transportuje cho­lesterol do lizosomów, a następnie do błony komórkowej, co powoduje zmniejszenie ilości cholesterolu dostępnego jako substrat do syntezy kwasów żółciowych. Jednakże w pewnych warunkach potrafi także transportować cho­lesterol do mitochondrium. Drugie z białek bierze udział w transporcie cholesterolu pomiędzy różnymi przedzia­łami komórkowymi, nie jest więc białkiem swoiście za­angażowanym w wytwarzanie kwasów żółciowych [36].
Nie do końca jest też wyjaśniony problem transportu me­tabolitów pośrednich biosyntezy kwasów żółciowych do wnętrza peroksysomów, w których zachodzą ostatnie eta­py tego szlaku metabolicznego. W błonie peroksysomal­nej znajduje się duża grupa białek z rodziny ABC, które transportują przez błony aktywne długołańcuchowe kwasy tłuszczowe. Być może są one zaangażowane także w pro­ces biosyntezy kwasów żółciowych. Wiadomo, że mutacje w genach kodujących białka ABC u drożdży hamują po­bieranie steroli przez peroksysomy [47]. Wiadomo też, że utlenianie prekursorów kwasów żółciowych w peroksyso­mach jest procesem ATP-zależnym i ulega zahamowaniu po degradacji białek błonowych przez proteinazę K (przy nienaruszonych białkach macierzy) [44].
Po zakończeniu koniugacji z glicyną bądź tauryną, kwa­sy żółciowe są usuwane z peroksysomów do cytosolu. Za transport odpowiedzialne jest swoiste białko - peroksy­somalny transporter kwasów żółciowych. Działanie tego białka jest prawdopodobnie niezależne od ATP ani od jo­nów, takich jak jony sodowe czy potasowe. Transport za­leży więc tylko od stężenia skoniugowanych kwasów żół­ciowych we wnętrzu peroksysomów [45].
Usunięte z peroksysomów do cytosolu koniugowane kwa­sy żółciowe trafiają ostatecznie do pęcherzyka żółciowego. Ich transport przez błonę hepatocyta jest procesem wyma­gającym udziału energii pochodzącej z rozkładu ATP, po­nieważ zachodzi wbrew gradientowi stężeń. Stężenie kwa­sów żółciowych w żółci jest do 1000 razy większe niż we wnętrzu hepatocyta. Białkiem odgrywającym główną rolę w tym procesie jest transporter BSEP. Jest on glikoprote­iną P należącą do rodziny transporterów ABC i charak­teryzuje się bardzo dużą swoistością, ponieważ przenosi tylko koniugowane kwasy żółciowe. Ma także aktywność ATP-azy. Ulega ekspresji prawie wyłącznie w wątrobie [1,43]. Na jego ilość w błonie komórkowej wpływ ma stę­żenie kwasów żółciowych w hepatocycie. Aktywują one transkrypcję z udziałem czynnika FXR. Działanie BSEP ulega także potranskrypcyjnej regulacji. Dotyczy to trans­portu cząsteczek BSEP do błony, a także jego aktywności (fosforylacja z udziałem kinazy białkowej C) [2]. Niedobór BSEP może doprowadzić do cholestazy. W takiej sytuacji zwiększa się liczba innych transporterów, które w prawi­dłowych warunkach obecne są na powierzchni hepatocyta w niewielkich ilościach. Są to m.in. białka MRP2, 4 oraz Osta/b które usuwają kwasy żółciowe do krążenia ogólnego (ryc. 7) [10]. Pewien udział w transporcie kwasów żółcio­wych odgrywają także białka Mrp3 oraz Mrp2, przy czym to ostatnie zajmuje się przede wszystkim transportem ko­niugowanej bilirubiny [1,31].
Ryc. 7. Transport kwasów żółciowych do kanalika żółciowego. Głównym transporterem jest białko BSEP wspomagane przez Mrp3 i 2. Transportery te są aktywowane przez czynniki transkrypcyjne, takie jak FXR, VDR, PXR i CAR, na skutek wzrostu stężenia kwasów żółciowych w hepatocycie. Alternatywnym sposobem usuwania kwasów żółciowych z komórki jest ich transport do krążenia ogólnego z udziałem przenośników Mrp 2, 4 i Ostα/β. System ten ulega również aktywacji przez FXR, zwłaszcza przy zmniejszonej aktywności BSEP (np. w cholestazie). Za absorpcję kwasów żółciowych z żyły wrotnej do hepatocyta odpowiadają odmienne transportery (białka Ntcp i Oatp), których aktywność zmniejsza się, gdy stężenie kwasów żółciowych w hepatocycie jest duże [10]

Podsumowanie
Przez ostatnich kilka lat metabolizm kwasów żółciowych cieszył się rosnącym zainteresowaniem badaczy. Skutkiem było odkrycie wielu nowych faktów dotyczących biosyn­tezy tych związków. Wiele jednak pozostaje do wyjaśnie­nia. Przede wszystkim należy uzupełnić obecną wiedzę o dane dotyczące człowieka, ponieważ do tej pory więk­szość badań dotyczyła gryzoni. Dokładniejszego wyjaśnie­nia wymaga mechanizm wewnątrzkomórkowego transpor­tu metabolitów pośrednich biosyntezy kwasów żółciowych. Istotne są także badania aktywności poszczególnych enzy­mów biosyntezy kwasów żółciowych w narządach innych niż wątroba. Dotyczy to zwłaszcza CYP7B1 i CYP27A1. Z powyższym wiąże się także nie do końca wyjaśniony mechanizm transportu oksysteroli powstających w różnych narządach, np. do mózgu, do wątroby. Dokładne poznanie przemian kwasów żółciowych może się w istotny sposób przyczynić do wyjaśnienia molekularnych podstaw cho­rób będących skutkiem zaburzeń metabolizmu choleste­rolu i jednocześnie pozwolić na opracowanie nowych le­ków przydatnych w ich leczeniu.
Podziękowania
Autorka dziękuje Prof. Leonowi Żelewskiemu za przeczy­tanie manuskryptu i wszelkie krytyczne uwagi.
PIŚMIENNICTWO
[1] Alrefai W.A., Gill R.K.: Bile acid transporters: structure, function, regulation and pathophysiological implications. Pharm. Res., 2007; 24: 1803-1823
[PubMed]  
[2] Arrese M., Ananthanarayanan M.: The bile salt export pump: molecular properties, function and regulation. Pflugers Arch. - Eur. J. Physiol., 2007; 449: 123-131
[PubMed]  
[3] Baes M., Hyughe S., Carmeliet P., Declercq P.E., Collen D., Mannaerts G.P., Van Veldhoven P.P.: Inactivation of the peroxisomal multifunctional protein-2 in mice impedes the degradation of not only 2-methyl-branched fatty acids and bile acid intermediates but also very long chain fatty acids. J. Biol. Chem., 2000; 275: 16329-16336
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[4] Bjorkhem I., Andersson U., Ellis E., Alvelius G., Ellegard L., Diczfalusy U., Sjovall J., Einarsson C.: From brain to bile. Evidence that conjugation and omega-hydroxylation are important for elimination of 24S-hydroxycholesterol (cerebrosterol) in humans. J. Biol. Chem., 2001; 276: 37004-37010
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[5] Bjorkhem I., Meaney S.: Brain cholesterol: long secret life behind a barrier. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol., 2004; 24: 806-815
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[6] Chiang J.Y.: Regulation of bile acid synthesis: pathways, nuclear receptors, and mechanisms. J. Hepatology, 2004; 40: 539-551
[PubMed]  
[7] Falany C.N., Fortinberry H., Leiter E.H., Barnes S.: Cloning, expression, and chromosomal localization of mouse liver bile acid-CoA:amino acid N-acyltransferase. J. Lipid Res., 1997; 38: 1139-1148
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[8] Ferdinandusse S., Denis S., Overmars H., Van Eeckhoudt L., Van Veldhoven P.P., Duran M., Wanders R.J., Baes M.: Developmental changes of bile acid composition and conjugation in L- and D-bifunctional protein single and double knockout mice. J. Biol. Chem., 2005; 280: 18658-18666
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[9] Ferdinandusse S., Houten S.M.: Peroxisomes and bile acid biosynthesis. Biochim. Biophys. Acta., 2006; 1763: 1427-1440
[PubMed]  
[10] Fiorucci S., Cipriani S., Baldelli F., Mencarelli A.: Bile-acid activated receptors in the treatment of dyslipidemia and related disorders. Prog. Lipid Res., 2010; 49:171-185
[PubMed]  
[11] Garcia F.L., Szyperski T., Dyer J.H., Choinowski T., Seedorf U., Hauser H., Wuthrich K.: NMR structure of the sterol carrier protein-2: implications for the biological role. J. Mol. Biol., 2000; 295: 595-603
[PubMed]  
[12] Haapalainen A.M., van Aalten D.M., Merilainen G., Jalonen J.E., Pirila P., Wierenga R.K., Hiltunen J.K., Glumoff T.: Crystal structure of the liganded SCP-2-like domain of human peroxisomal multifunctional enzyme type 2 at 1.75 A resolution. J. Mol. Biol., 2001; 313: 1127-1138
[PubMed]  
[13] Hall E.A., Ren S., Hylemon P.B., Rodriguez-Agudo D., Redford K., Marques D., Kang D., Gil G., Pandak W.M.: Detection of the steroidogenic acute regulatory protein, StAR, in human liver cells. Biochim. Biophys. Acta., 2005; 1733: 111-119
[PubMed]  
[14] Hunt M.C., Solaas K., Kase B.F., Alexson S.E.: Characterization of an acyl-CoA thioesterase that functions as a major regulator of peroxisomal lipid metabolism. J. Biol. Chem., 2002; 277: 1128-1138
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[15] Infante J.P., Tschanz C.L., Shaw N., Michaud A.L., Lawrence P., Brenna J.T.: Straight-chain acyl-CoA oxidase knockout mouse accumulates extremely long chain fatty acids from α-linolenic acid: evidence for runaway carousel-type enzyme kinetics in peroxisomal β-oxidation diseases. Mol. Genet. Metab., 2002; 75: 108-119
[PubMed]  
[16] Karam W., Chiang J.Y.: Expression and purification of human cholesterol 7α-hydroxylase in Escherichia coli. J. Lipid Res., 1994; 35: 1222-1231
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[17] Kolsch H., Lutjohann D., Jessen F., Popp J., Hentschel F., Kelemen P., Schmitz S., Maier W., Heun R.: CYP46A1 variants influence Alzheimer's disease risk and brain cholesterol metabolism. Eur. Psychiatry, 2009; 24: 183-190
[PubMed]  
[18] Lee W.H., Lukacik P., Guo K., Ugochukwu E., Kavanagh K.L., Marsden B., Oppermann U.: Structure-activity relationships of human AKR-type oxidoreductases involved in bile acid synthesis: AKR1D1 and AKR1C4. Mol. Cell Endocrinol., 2009; 301: 199-204
[PubMed]  
[19] Lloyd M.D., Darley D.J., Wierzbicki A.S., Threadgill M.D.: α-methylacyl-CoA racemase - an "obscure" metabolic enzyme takes centre stage. FEBS J., 2008; 275: 1089-1102
[PubMed]  
[20] Lund E., Bjorkhem I., Furster C., Wikvall K.: 24-, 25- and 27-hydroxylation of cholesterol by a purified preparation of 27-hydroxylase from pig liver. Biochim. Biophys. Acta, 1993; 1166: 177-182
[PubMed]  
[21] Lund E.G., Guileyardo J.M., Russell D.W.: cDNA cloning of cholesterol 24-hydroxylase, a mediator of cholesterol homeostasis in the brain. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1999; 96: 7238-7243
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[22] Lund E.G., Xie C., Kotti T., Turley S.D., Dietschy J.M., Russell D.W.: Knockout of the cholesterol 24-hydroxylase gene in mice reveals a brain-specific mechanism of cholesterol turnover. J. Biol. Chem., 2003; 278: 22980-22988
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[23] Lundell K., Wikvall K.: Species-specific and age-dependent bile acid composition: aspects on CYP8B and CYP4A subfamilies in bile acid biosynthesis. Curr. Drug Metab., 2008;9: 323-331
[PubMed]  
[24] Martin K.O., Reiss A.B., Lathe R., Javitt N.B.: 7α-hydroxylation of 27-hydroxycholesterol: biologic role in the regulation of cholesterol synthesis. J. Lipid Res., 1997; 38: 1053-1058
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[25] Mast N., Graham S.E., Andersson U., Bjorkhem I., Hill C., Peterson J., Pikuleva I.A.: Cholesterol binding to cytochorme P450 7A1, a key enzyme in bile acid biosynthesis. Biochemistry, 2005; 44: 3259-3271
[PubMed]  
[26] Mast N., Norcross R., Andersson U., Shou M., Nakayama K., Bjorkhem I., Pikuleva I.A.: Broad substrate specificity of human cytochrome P450 46A1 which initiates cholesterol degradation in the brain. Biochemistry, 2003; 42: 14284-14292
[PubMed]  
[27] Mihalik S.J., Steinberg S.J., Pei Z., Park J., Kim D.G., Heinzer A.K., Dacremont G., Wanders R.J., Cuebas D.A., Smith K.D., Watkins P.A.: Participation of two members of the very long-chain acyl-CoA synthetase family in bile acid biosynthesis and recycling. J. Biol. Chem., 2002; 277: 24771-24779
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[28] Norlin M., Wikvall K.: Enzymes in the conversion of cholesterol into bile acids. Cur. Mol. Med., 2007; 7: 199-218
[PubMed]  
[29] Ohba T., Holt J.A., Billheimer J.T., Strauss J.F. 3rd: Human sterol carrier protein x/sterol carrier protein 2 gene has two promoters. Biochemistry, 1995; 34: 10660-10668
[PubMed]  
[30] Ohyama Y., Meaney S., Heverin M., Ekstrom L., Brafman A., Shafir M., Andersson U., Olin M., Eggertsen G., Diczfalusy U., Feinstein E., Bjorkhem I.: Studies on the transcriptional regulation of cholesterol 24-hydroxylase (CYP46A1). J. Biol. Chem., 2006; 281: 3810-3820
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[31] Pellicoro A., Faber K.N.: The function and regulation of proteins involved in bile salt biosynthesis and transport. Aliment. Pharmacol. Ther., 2007; 26 (Suppl 2): 149-160
[PubMed]  
[32] Pellicoro A., van den Heuvel F.A., Geuken M., Moshage H., Jansen P.L., Faber K.N.: Human and rat bile acid-CoA:amino acid N-acyltransferase are liver-specific peroxisomal enzymes: implications for intracellular bile salt transport. Hepatology, 2007; 45: 340-348
[PubMed]  
[33] Pikuleva I.A.: Cytochrome P450s and cholesterol homeostasis. Pharmacol. Ther., 2006; 112: 761-773
[PubMed]  
[34] Pikuleva I.A., Babiker A., Waterman M.R., Bjorkhem I.: Activities of recombinant human cytochrome P450c27 (CYP27) which produce intermediates of alternative bile acid biosynthesis pathways. J. Biol. Chem., 1998; 273: 18153-18160
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[35] Pullinger C.R., Eng C., Salen G., Shefer S., Batta A.K., Erickson S.K., Verhagen A., Rivera C.R., Mulvihill S.J., Malloy M.J., Kane J.P.: Human cholesterol 7α-hydroxylase (CYP7A1) deficiency has a hypercholesterolemic phenotype. J. Clin. Invest., 2002; 110: 109-117
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[36] Ren S., Hylemon P., Marques D., Hall E., Redford K., Gil G., Pandak W.M.: Effect of increasing the expression of cholesterol transporters (StAR, MLN64, and SCP-2) on bile acid synthesis. J. Lipid Res., 2004; 45: 2123-2131
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[37] Ren S., Marques D., Redford K., Hylemon P.B., Gil G., Vlahcevic Z.R., Pandak W.M.: Regulation of oxysterol 7α-hydroxylase (CYP7B1) in the rat. Metabolism, 2003; 52: 636-642
[PubMed]  
[38] Russell D.W.: The enzymes, regulation, and genetics of bile acid synthesis. Annu. Rev. Biochem., 2003; 72: 137-174
[PubMed]  
[39] Schwarz M., Lund E.G., Lathe R., Björkhem I., Russell D.W.: Identification and characterization of a mouse oxysterol 7α-hydroxylase cDNA. J. Biol. Chem., 1997; 272: 23995-24001
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[40] Schwarz M., Wright A.C., Davis D.L., Nazer H., Bjorkhem I., Russell D.W.: The bile acid synthetic gene 3β-hydroxy-Δ5-C27-steroid oxidoreductase is mutated in progressive intrahepatic cholestasis. J. Clin. Invest., 2000; 106: 1175-1184
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[41] Seedorf U., Ellinghaus P., Roch Nofer J.: Sterol carrier protein-2. Biochim. Biophys. Acta, 2000; 1486: 45-54
[PubMed]  
[42] Steckelbroeck S., Watzka M., Lutjohann D., Makiola P., Nassen A., Hans V.H., Clusmann H., Reissinger A., Ludwig M., Siekmann L., Klingmuller D.: Characterization of the dehydroepiandrosterone (DHEA) metabolism via oxysterol 7α-hydroxylase and 17-ketosteroid reductase activity in the human brain. J. Neurochem., 2002; 83: 713-726
[PubMed]  
[43] Stieger B., Meier Y., Meier P.J.: The bile salt export pump. Pflugers Arch. - Eur. J. Physiol., 2007; 453: 611-620
[PubMed]  
[44] Une M., Iguchi Y., Sakamoto T., Tomita T., Suzuki Y., Morita M., Imanaka T.: ATP-dependent transport of bile acid intermediates across rat liver peroxisomal membranes. J. Biochem., 2003; 134: 225-230
[PubMed]  
[45] Visser W.F., van Roermund C.W., Ijlst L., Waterham H.R., Wanders R.J.: Demonstration of bile acid transport across the mammalian peroxisomal membrane. Biochem. Biophys. Res. Commun., 2007; 357:335-340
[PubMed]  
[46] Vlahcevic Z.R., Eggertsen G., Bjorkhem I., Hylemon P.B., Redford K., Pandak W.M.: Regulation of sterol 12α-hydroxylase and cholic acid biosynthesis in the rat. Gastroenterology, 2000; 118: 599-607
[PubMed]  
[47] Wilcox L.J., Balderes D.A., Wharton B., Tinkelenberg A.H., Rao G., Sturley S.L.: Transcriptional profiling identifies two members of the ATP-binding cassette transporter superfamily required for sterol uptake in yeast. J. Biol. Chem., 2002; 277: 32466-32472
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
Autorka deklaruje brak potencjalnych konfliktów interesów.