Postepy Hig Med Dosw. (online), 2008; 62: 166-173
Review
Full Text PDF  

Rola układu odpornościowego w patogenezie chorób prionowych
The role of the immune system in the pathogenesis of prion diseases
Anna Wierzbicka, Wiesław Deptuła
Katedra Mikrobiologii i Immunologii, Wydział Nauk Przyrodniczych, Uniwersytet Szczeciński
Adres do korespondencji
mgr Anna Wierzbicka, Katedra Mikrobiologii i Immunologii, ul. Felczaka 3a, 71-412 Szczecin; e-mail: kurp13@univ.szczecin.pl

Otrzymano:  2007.05.26
Zaakceptowano:  2008.04.05
Opublikowano:  2008.04.30

Streszczenie
Choroby prionowe są zaburzeniami, których rozwój nie jest do końca wyjaśniony. Ich okres inkubacji jest długi i w tym czasie nie obserwuje się wyraźnych zmian, które sygnalizowałyby zmiany patologiczne w organizmie. Natomiast pojawienie się patologicznej postaci białka prionowego (PrPSc) w mózgu rozpoczyna szybki proces neurodegradacji, prowadzący zawsze do śmierci. W pracy omówiono udział układu odpornościowego (UO) w rozwoju chorób prionowych, ze szczególnym zwróceniem uwagi na konkretne komórki tego układu oraz substancje przez nie wytwarzane. Badania z tego zakresu dotyczą komórek, na których występują fizjologiczne białka prionowe (PrPC) lub w których zaobserwowano ich znaczne gromadzenie się. Liczne doświadczenia wykazują, że pierwszym i głównym ośrodkiem akumulacji i namnażania się patologicznej postaci białka prionowego (PrPSc) jest układ immunologiczny, jednak nie wykryto żadnych swoistych przeciwciał na białko PrPSc, chociaż w wielu pracach udowodniono, że elementy UO wykazują dużą reaktywność. W pracy dowiedziono, że zarówno komórki UO oraz substancje przez nie wytwarzane, są istotne w rozwoju chorób prionowych, gdyż przyczyniają się one do rozprzestrzeniania PrPSc w zainfekowanym organizmie.
Słowa kluczowe: priony • układ odpornościowy


Summary
Prion diseases are disorders whose development is unclear. The incubation period of prion diseases is long and during this time there are distinct changes that can signal pathological changes in the organism. However, the appearance of the pathological form of the prion protein (PrPSc) in the brain starts a rapid process of neurodegradation which always leads to death. In this article the participation of the immune system in the spread of prion diseases is discussed with special attention to the cells of this system and the substances they produce. Studies in this field apply to cells on which physiological prion protein (PrPC) appears or in which the accumulation of this protein has been observed. Many experiments show that first and principal center of pathological prion protein (PrPSc) accumulation and replication is the immune system; however, no specific antibodies for PrPSc protein have been found, though in many studies it was shown that elements of the immune system demonstrate major reactivity. In this article it is demonstrated that both immune system cells and substances produced by them are important in the development of prion diseases because they definitely contribute to PrPSc spread in the infected organism.
Key words: prions • immune system




CZYM JEST UKŁAD ODPORNOŚCIOWY
Układ odpornościowy (UO) to zespół zorganizowanych i współdziałających ze sobą komórek, zapewniający utrzymanie integralności antygenowej organizmu. Ze względu na łatwość oddziaływania różnych obcych substancji na ustrój, jest on w nieustannym stanie czuwania; w jego obrębie wyróżnia się dwa mechanizmy działania – swoisty i nieswoisty (tab. 1). Sprawnie działający układ odpornościowy na każdym poziomie odpowiedzi immunologicznej wykazuje ścisłą kooperację między mechanizmami swoistymi i nieswoistymi, dzięki temu zapewniona jest duża skuteczność tego układu w walce organizmu z patogenami.
Tabela 1. Odporność (wrodzona1, nabyta, rasowa, osobnicza) [14]

PRIONY I CHOROBY PRIONOWE
Hipotezę o istnieniu białkowych cząstek zakaźnych (proteinaceous infectious particle), zwanych obecnie białkami prionowymi (PrP – prion protein), po raz pierwszy opublikował Stanley B. Prusiner w 1982 r. [13,40]. 15 lat później za odkrycie prionów otrzymał on Nagrodę Nobla w dziedzinie medycyny i fizjologii [11,13,32]. Priony są białkami, które pod względem chorobotwórczości dzielimy na priony fizjologiczne PrPC (C – cellular) oraz priony patogenne PrPSc (Sc – scrapie) (tab. 2). Badania wykazały, że informacja genetyczna o budowie prionów jest zawarta w genomach wielu organizmów [13,16,32,39,46], a białko prionowe (PrPC) jest syntetyzowane przez komórki nie tylko ssaków, ptaków, niektórych owadów, ale także drożdży i grzybów nitkowatych [13,32,44,46]. Udowodniono także, że wszystkie jak dotąd przebadane pod tym kątem kręgowce, mają gen prnp kodujący peptyd PrPC [39]. Białko prionowe PrPC jest syntetyzowane w komórkach, tak jak inne białka organizmu i przechodzi obróbkę potranslacyjną, po czym jest wynoszone na powierzchnię komórki, z którą jest związane morfologicznie i czynnościowo. Białka te (PrPC) nie są chorobotwórcze dla organizmu, w którym występują [16,29,39,44]. Te sialoglikoproteidy są zbudowane z około 255 aminokwasów (w zależności od gatunku, w którym występują) [13,44], a w strukturze przestrzennej dominuje u nich konformacja trzech α-helis, stanowiących aż 43% całości cząsteczki, natomiast konformacja b-harmonijki to zaledwie 3% (tab. 2). PrPC ma trójwymiarowy, spiralny kształt, dzięki czemu to białko przyjmuje postać globularną [16,41]. Występuje ono przede wszystkim na powierzchni neuronów, komórek gleju w mózgu i rdzeniu kręgowym, ale również na kilku peryferyjnych tkankach (głównie limfoidalnych) oraz na leukocytach [7,13], a także na niedojrzałych immunocytach, komórkach T w grasicy oraz wczesnych komórkach progenitorowych i hematopoetycznych [44]. Większość komórek T i B w narządach limfatycznych nie eksponuje proteiny PrPC [11,23,44]. Gen prnp kodujący je ulega naturalnej ekspresji również w makrofagach mięśniowych, komórkach trzustki, żołądku, jelitach, sercu i płucach [11,13,32]. Przypuszcza się, że ze względu na miejsce występowania PrPC, białko to może brać udział w adhezji i rozpoznaniu, asymilacji ligandów i sygnalizacji transbłonowej, a także we wzroście i różnicowaniu się komórek oraz cyklu dobowym [13,29,32,41,46]. Również związanie ich z jonami miedzi Cu2+, może sugerować udział tego białka w metabolizmie tego pierwiastka oraz ochronie przed stresem oksydacyjnym i samobójczą śmiercią komórki [41,44,46].
Tabela 2. Porównanie wybranych cech prionów fizjologicznego (PrPC) i patogennego (PrPSc) [10,13,41]

Patogenna izoforma białka prionowego PrPSc w 30% zbudowana jest ze struktury α-helikalnej i aż w 43% ze struktury β-fałdowanej, co w znacznym stopniu wpływa na jej budowę przestrzenną i właściwości [7,13,32]. Wynikiem przewagi domen β-pofałdowanych są łańcuchy aminokwasów układające się względem siebie równolegle, przez co tworzy się postać liniowa oporna na czynniki fizykochemiczne i enzymatyczne [16,32]. Prawidłowo w komórkach źle złożone białka, które przeważnie nie są funkcjonalne, są rozkładane w lizosomach przez proteinazy. W przypadku PrPSc konformacja tej patologicznej proteiny jest bardzo spłaszczona, co prawdopodobnie w pewnym stopniu uodparnia ją na trawienie proteinazą K i tym samym uniemożliwia jej degradację [7,10,11,13,32]. Są również doniesienia o wpływie na aktywność proteinazy K jonów miedzi Cu2+, występujących także w strukturze proteiny prionowej PrPSc, które przyczyniają się do inhibicji tego enzymu [45]. Wykazano, że białko to jest również odporne na działanie wysokich temperatur, promieniowanie UV, substancje chemiczne oraz na standardową sterylizację [13,16,39]. Jednocześnie zaobserwowano, że obecność komórkowego białka prionowego PrPC jest podstawą do namnożenia czynnika powodującego schorzenia określane jako TSE (transmissible spongiform encephalopathy) i akumulacji jego nieprawidłowej postaci patogennej PrPSc w zainfekowanych tkankach, a tym samym do zaistnienia chorób prionowych [1,10,11,13,16,27,39,41,44,46]. Co więcej, postać patologiczna proteiny prionowej (PrPSc) ma powinowactwo do fizjologicznej izoformy (PrPC), z którą łatwo tworzy heterodimery i wymusza zmiany konformacyjne na natywnej postaci, a to z kolei prowadzi do replikacji czynnika infekcyjnego (ryc.1).
Ryc. 1. Model transformacji prionu fizjologicznego PrPC w prion patologiczny PrPSc [2,3,32,41,46]; A – tworzenie heterodimeru między PrPC a PrPSc; B – wymuszona transformacja postaci fizjologicznej w patologiczną i utworzenie homodimeru PrPSc – PrPSc; C – dysocjacja podjednostek homodimeru na pojedyncze PrPSc; D – łączenie się powstałych podjednostek PrPSc z kolejnymi postaciami fizjologicznymi

Zaobserwowano również, że powstające proteiny PrPSc łączą się ze sobą tworząc złogi białka w postaci płytek lub włókien amyloidowych, prowadząc do śmierci komórek, w których występują [11,13,39,41,46]. Tak powstający konglomerat białkowy jest chorobotwórczy dla człowieka i zwierząt [11,13,39,46]. Próby prowadzone w kierunku unieczynnienia patogennych białek prionowych doprowadziły do odkrycia ich wrażliwości na gotowanie w siarczanie dodecylu sodu (SDS), co obniża ich infekcyjność [11,44]. Częściowe unieczynnienie tych białek można uzyskać podczas sterylizacji w temperaturze 132°C przez 30–60 min lub w temperaturze 134°C przy podwyższonym ciśnieniu do 1,5–2 atmosfer przez 2 godziny [13,16]. Natomiast całkowite zniszczenie następuje po traktowaniu 1N NaOH przez 1–2 godziny lub 2N NaOH przez 1 godzinę [13,16].
Choroby prionowe to neurodegeneracyjne schorzenia występujące u ludzi i zwierząt (tab. 3). Przebiegają one w trzech następujących po sobie fazach:
1) infekcji i peryferyjnej replikacji czynnika zakaźnego w tkankach limfoidalnych;
2) transmigracji z obwodowych obszarów organizmu do ośrodkowego układu nerwowego (OUN) oraz
3) postępującej neurodegradacji prowadzącej do śmierci danego osobnika [1,2,17].
Tabela 3. Choroby prionowe występujące u ludzi i zwierząt [12,32,41,46]

Charakterystycznymi zmianami zachodzącymi w mózgach zainfekowanych patogennymi prionami organizmów jest wakuolizacja, akumulacja złogów patologicznej postaci prionowej oraz utrata neuronów w ośrodkowym układzie nerwowym z jednoczesną proliferacją astrocytów [1,7,10,13,16,32]. Wynikiem tych zmian jest swoisty obraz histopatologiczny tkanki mózgowej, której struktura przypomina gąbkę, w obszarze której zalegają liczne agregaty [1,7,9,10,32,39]. Białka prionowe (PrPSc), powodujące liczne choroby (tab. 3), nie zawierają w swojej budowie żadnych kwasów nukleinowych, a mimo to wykazują zdolność do namnażania się i tworzenia złogów w zainfekowanej tkance[10,11,13,16,23,32,44]. Choroby prionowe (tab. 3) mogą się pojawiać w organizmie endogennie lub egzogennie [16]. Encefalopatie powstające endogennie wiążą się ze spontanicznymi mutacjami w komórkach gospodarza, a egzogennie – w wyniku dostania się proteiny PrPSc do organizmu przez wszczepienie bądź zjedzenie zainfekowanej tkanki, transfuzję krwi lub jako zakażenie szpitalne [1,10,12,13,16,23,32,39]. Znane są doniesienia o możliwości przedostania się tego patogenu przez skórę [35]. Jednak niezależnie od sposobu pojawienia się prionowego czynnika infekcyjnego PrPSc, nie zaobserwowano indukcji swoistych przeciwciał [27]. Dowiedziono natomiast, że po pojawieniu się patogennego białka PrPSc w organizmie, pierwszymi ośrodkami akumulacji i namnażania się są tkanki systemu limfoidalnego [1,7,10,11,13,16,23,27,28,29,30,44], choć nie zaobserwowano wyraźnych zmian, sygnalizujących obecność tych białek w organizmie tuż przed ich dostaniem się do OUN [32,44].
UKŁAD ODPORNOŚCIOWY A PRIONY
Powszechnie przyjmowano, że UO nie odpowiada na priony patogenne PrPSc, po ich pojawieniu się w organizmie [10,11,32], chociaż dowiedziono [13], że odpowiedź immunologiczna powstaje po zakażeniu prionami. Sugeruje się, że brak odpowiedzi immunologicznej wiąże się z konserwatywnym białkiem prionowym syntetyzowanym przez wiele organizmów oraz znaczną (wynoszącą 84–97%) homologią tej proteiny, między poszczególnymi gatunkami ssaków [7,13,32]. Również brak reaktywności w stosunku do fizjologicznej postaci tej proteiny (PrPSc) oraz minimalne różnice w sekwencji PrPC i PrPSc, mogą być także przyczyną braku reaktywności UO w stosunku do patogenu PrPSc [32,46]. Obserwacje prowadzone nad zdolnością łamania barier międzygatunkowych przez białka prionowe PrPSc wykazują, że zjawisko to zależy od stopnia homologii między genami prnp kodującymi białko prionowe gatunków, między którymi następuje pasaż, co sugeruje że propagacja prionów PrPSc zależy od efektywnej interakcji między prionem fizjologicznym PrPC a jego izoformą patogenną PrPSc [7], co także może być przyczyną braku odpowiedzi układu odpornościowego [7,11,13,32,46]. Wydaje się, że aby odpowiedzieć na pytanie czy w zaatakowanym ustroju powstaje odpowiedź immunologiczna, trzeba przyjrzeć się poszczególnym organom i komórkom UO u organizmów doświadczalnie zainfekowanych białkiem prionowym PrPSc lub jego fragmentami. Trzeba dodać, że ze względu na liczbę i różnorodność elementów UO, prowadzone badania ograniczają się tylko do komórek, na których prawidłowo występują w dużym stężeniu fizjologiczne postaci białka prionowego (PrPC) lub w których wyraźnie zaobserwowano ich akumulację [29]. Obecnie przypuszcza się, że akumulacja tego czynnika (PrPSc) w tkankach układu limfoidalnego, może być głównym elementem patogenezy chorób TSE [1,3,4,5,7,19,26,28,29,31,44]. Liczne badania wskazują, że w okresie inkubacji choroby, priony PrPSc mogą być powielane bezobjawowo poza komórkami nerwowymi, np. w tkance limfoidalnej migdałków, kępków Peyera, węzłów chłonnych krezkowych oraz śledzionie [2,3,4,5,17,28,29,31,32,44]. Wykazano, że bardzo istotne w rozwoju chorób TSE są folikularne komórki dendrytyczne (FDC), będące głównym rezerwuarem patogennego białka PrPSc [1,4,7,10,17,23,28,29,30,31,37,38,44]. Komórki FDC wydają się eksponować na swojej powierzchni duże stężenie proteiny PrPC, co może wyjaśniać dlaczego neuroinwazja czynnikiem PrPSc jest zależna od tych właśnie komórek [1,2,10,28,29,30,31]. Podstawową funkcją komórek FDC jest wychwytywanie antygenów, wiązanie ich na swojej powierzchni w natywnej postaci oraz bardzo długie eksponowanie ich komórkom UO (miesiące, a nawet lata) [4,18,27,28,29]. Antygeny te wychwytywane są albo w postaci kompleksu immunologicznego, zawierającego receptory Fc-γ albo jako antygeny zopsonizowane przez C3d/C4b z receptorami antygenowymi CD21/CD35, co w przypadku PrPSc może się przyczyniać do przekazywania tego patogennego czynnika również innym komórkom immunokompetentnym [1,17,18,27,28,29,44]. Wyniki badań wskazują, że aktywacja swoistych składników komplementu jest zaangażowana w początkowe wychwytywanie białek prionowych w narządach limfoidalnych zaraz po infekcji [27,29,29,44]. Układ dopełniacza jest prawdopodobnie zaangażowany w umiejscowienie czynnika TSE na komórkach FDC, a brak składnika C3 dopełniacza lub receptorów CD21/CD35, powoduje osłabienie akumulacji proteiny PrPSc w śledzionie, przedłużając czas przeżycia zainfekowanego osobnika [23,27,28,29,44]. Elementy dopełniacza wykryto również w mózgu, jako odpowiedź mikrogleju na infekcję prionową, jednak mimo badań nie do końca poznano ich funkcję po zainfekowaniu prionami PrPSc [27].
Wykazano, że replikacja białka PrPSc jest również uwarunkowana obecnością dojrzałych limfocytów B, które nie tylko inicjują i kontrolują odpowiedź immunologiczną, ale również dostarczają substancji pobudzających do dojrzewania i utrzymania już dojrzałych komórek FDC oraz mikroarchitektury obwodowych struktur limfoidalnych [1,10,13,19,28,29,30,31,36,38,44]. Obecnie wydaje się, że najistotniejsze w patogenezie prionowej są limfotoksyna β (LTβ) oraz czynnik martwicy nowotworu (TNF-α) [1,7,19,28,30,31,37,38]. Te cytokiny przyczyniają się do dojrzewania komórek FDC oraz utrzymania ich w stanie dojrzałym, co z kolei przyczynia się do propagacji infekcji prionowych. Wykazano, że brak TNF-α lub LTβ, powoduje zahamowanie gromadzenia się PrPSc w tkance śledziony [10,28,29,30,31,36,37,38]. Również IL-6 wytwarzana także przez komórki FDC jest ważna w utrzymaniu struktury centrum rozmnażania GC (germinal center) w narządach limfatycznych, chociaż wykazano, że jej brak nie hamuje gromadzenia się patogennej proteiny w tkance limfoidalnej [29,30]. Dalsze badania wpływu prozapalnych i przeciwzapalnych cytokin na rozwój chorób TSE, wykazały dość istotny wpływ IL-10 na ich patogenezę [47]. Badając zmutowane myszy z deficytem interleukin IL-4, -10, -13 oraz z jednoczesnym brakiem interleukin IL-4 i -13, dowiedziono, że myszy z niedoborem IL-10 są bardzo podatne na rozwój zakażenia białkiem PrPSc, u krórych czas wylęgania choroby jest krótszy [47]. Poza tym przy braku IL-10 następuje wcześniejsza niż u myszy niezmutowanych, ekspresja genu kodującego TNF-α [1,30,44,47]. Natomiast badania prowadzone na myszach z deficytem limfocytów B (SCID – severe combined immunodeficient mice) wykazały, że nie mają one również dojrzałych komórek FDC, w wyniku czego infekcja prionowa nie kumuluje się w śledzionie [10,28,30,44]. Ponadto śledzionowe limfocyty B nie są miejscami kompetentnymi replikacji prionów, a proteiny prionowe PrPSc, nabywają od sąsiednich komórek – przeważnie od komórek FDC – z którymi blisko współpracują [36]. Mimo iż ekspresja PrPC na limfocytach B nie jest wymagana do prionowej neuroinwazji, to komórki B okazały się niezbędne do jej ułatwienia po obwodowej infekcji białkiem PrPSc [7,29,36]. Tak więc prawidłowo działający układ odpornościowy oraz obecność dojrzałych limfocytów B i komórek FDC, są wręcz niezbędne do rozwoju neuroinwazji czynnikiem PrPSc u zakażonych doświadczalnie myszy [1,7,10,17,27,28,29,30,36,44,47].
Wykazano, że limfocyty T również eksponują na swojej powierzchni proteinę PrPC [27]. Trzeba jednak dodać, że umiejętność poszczególnych typów komórek UO do pomocy w replikacji czynnika PrPSc, nie jest tylko zależna od rozmiaru ekspresji PrPC. Jak się okazało, niektóre komórki nie potrafią replikować białka PrPSc, pomimo dużej ekspresji proteiny PrPC [10,27]. Wykazały to badania na modyfikowanych myszach, u których limfocyty T, a także i B, wykazywały nadekspresję proteiny prionowej PrPC [27] i mimo to w obu przypadkach nadekspresja ta okazała się niewystarczająca do promowania replikacji czynnika patogennego PrPSc przez te komórki [27,36]. Doświadczenia prowadzone pod kątem limfocytytów T i B wykazały, że brak limfocytów T nie ma większego wpływu na patogenezę prionową [29,36]. Odnotowano jednak, że limfocyty T CD4 i CD8 są wykrywane w mózgu kilka tygodni po zainfekowaniu czynnikiem scrapie, co jest uzależnione od ekspresji molekuł MHC klasy I i II oraz dużego stężenia chemokin, zwłaszcza makrofagowej zapalnej proteiny 1β (MIP 1β), IFN-γ indukującego proteinę 10 (MIP 10) oraz RANTES [24,33].
Są również doniesienia, że zachodząca we wczesnej fazie interakcja między białkiem prionowym PrPSc, a granulocytami obojętnochłonnymi i monocytami, łączy się ze zwiększoną syntezą anionu nadtlenkowego O2. [15,33,34,44], zmianą w koncentracji jonów wapnia Ca2+ i zwiększoną migracją leukocytów [15], i zachodzi to prawdopodobnie przed odpowiedzią humoralną organizmu. Zahamowanie funkcji fagocytarnych granulocytów obojętnochłonnych przez proteinę PrPSc, mogłoby wyjaśniać brak reakcji zapalnych w początkowych etapach zakażenia [34,44], ale jak dotąd kwestii tej nie rozstrzygnięto.
Jednak zaobserwowano, że wystąpienie stanu zapalnego może być przyczyną przyspieszenia patogenezy prionowej [19]. Organy, w których wystąpił taki stan, wykazują powinowactwo do akumulacji proteiny PrPSc na długo przed objawami klinicznymi choroby TSE. Zakażone patologiczną proteiną prionową (PrPSc) narządy, nie tylko akumulują te białka, ale również są zdolne do transmisji czynnika patogennego PrPSc po przeniesieniu do zdrowego organizmu [19]. Sugeruje się, że komórki UO są także zaangażowane w proces przenoszenia patogennego białka prionowego PrPSc ze światła jelita, po doustnym podaniu czynnika infekcyjnego [1,3,10,28,27]. Doniesiono, że po przejściu przez śluzówkę jelit, priony patogenne wchodzą w kontakt z systemem limfoidalnym związanym ze śluzówką (MALT), włączając kępki Peyera, gdzie ich akumulację wykryto jako pierwszą [1,10,28,29]. Po zakażeniu per os PrPSc, głównymi miejscami pobierania ich przez MALT są komórki M, które są zdolne do przenoszenia PrPSc za pośrednictwem transcytozy, do błony podstawowej i kieszeni śródbłonowych. W wyniku tych procesów antygeny znajdują się w bliskim kontakcie z limfocytami, makrofagami oraz komórkami dendrytycznymi (DC) [1,3,7,28,29]. Przypuszcza się, że cyrkulujące komórki krwi eksponujące na swojej powierzchni PrPC, mogą również transportować priony PrPSc z obwodowych części organizmu do narządów systemu limfoidalnego, akumulującego i replikującego proteinę PrPSc, choć nie do końca są poznane mechanizmy transportu patogenu PrPSc w obrębie organizmu zainfekowanego [2,7,22,31]. Wprawdzie stosując metodę immunohistochemiczną (IHC), nie wykryto w peryferyjnych leukocytach krwi zakażonych zwierząt białka PrPSc, jednakże może się to łączyć ze zbyt małą czułością tej metody i stąd przyjmuje się, że tylko makrofagi węzłów chłonnych, a nie leukocyty krwi obwodowej, akumulują proteinę PrPSc wykrywaną metodą IHC. Przypuszcza się również, że jest to związane z możliwością wiązania czynnika PrPSc we krwi poprzez plazminogen [7,20], choć inną ewentualnością tłumaczącą niewykrywalność PrPSc w leukocytach, jest krótki czas półtrwania tych komórek [20]. Przyjmując, że makrofagi i migrujące komórki szpikowe DC mają potencjał do transportu czynnika TSE [1,3,4,26,28], sugeruje się, że małe ilości proteiny PrPSc mogą być degradowane w makrofagach tkanek obwodowych w procesie fagocytozy, jednak duże ilości już nie i te są transportowane oraz amplifikowane [5,6,10,26,29,38,44]. Istnieją również przypuszczenia, że komórki DC przewodu pokarmowego mogą nabywać czynnik PrPSc w wewnątrzbłonowych kieszeniach nabłonka jelitowego [3,7,26]. Wykazano bowiem, że komórki dendrytyczne pochodzenia limfoidalnego (CD11c+), są zdolne do akumulacji prionów PrPSc, co może być dowodem, że są one również pośrednikiem w transporcie prionów z jelita na obwód organizmu [4,7,26]. Poza tym, komórki te są poddane ciągłej cyrkulacji i mają zdolność wiązania białka prionowego w natywnej postaci, co czyni je potencjalnymi komórkami transportującymi patogenne priony PrPSc do tkanek limfoidalnych [1,4,7,28,35]. Nadto zdolność komórek CD11c+ do akumulacji prionów, czyni je jednocześnie potencjalnymi czynnikami transportującymi patogenne PrPSc do OUN z obszarów peryferyjnych [4,7,26]. Dodatkowo badania prowadzone nad komórkami DC CD11c+ wykazały, że in vitro mogą się one przyczyniać do szybkiego degradowania prionów opornych na proteinazę K [25,26]. Zauważono także, że degradacja białka PrPC różni się od degradacji jego chorobotwórczej izoformy PrPSc [25]. Komórki DC CD11c+ mają tę zdolność dzięki proteinazie cysteinowej, która umożliwia częściową degradację i usuwanie białka PrPSc [25]. Wykazano też, że fragmenty proteiny PrPSc, mogą stymulować migrację niedojrzałych komórek DC CD11c+ w kierunku skupiska patogennego białka, w co prawdopodobnie zaangażowana jest aktywność kinazy sfingozynowej [22]. Również rezydujące w skórze komórki Langerhansa (LC), wykazujące zdolność do migracji w kierunku węzłów chłonnych, pierwotnie zostały hipotetycznie zakwalifikowane do elementów biorących udział w transporcie czynnika PrPSc ze skóry do tkanek limfoidalnych, jednak prowadzone badania szczegółowe wykazały, że komórki te w tym nie uczestniczą [35].
Wprawdzie niewiele wiadomo o mechanizmach neuroinwazji, jednak przypuszcza się, że zachodzi ona również poprzez dyfuzję bierną czynnika PrPSc, bądź z udziałem niewykrytych dotąd mobilnych komórek, bezpośrednio z miejsc akumulacji patogennych protein PrPSc na zakończenia nerwowe unerwiające narządy układu limfoidalnego [3,7,10,27,37]. Wyniki tych badań wskazują na korelacje pomiędzy prędkością neuroinwazji, a odległością innych komórek FDC od zakończeń neuronów [1,2,3,37]. Ze względu na brak możliwości ruchu tych komórek, nie mogą one tworzyć synaps z nerwami peryferyjnymi, stąd jest mało prawdopodobne, aby odpowiadały za bezpośrednie przeniesienie patogenu PrPSc na zakończenia nerwowe [2,3,37]. Mimo to nadal przyjmuje się, że neuroimmunologiczna transmisja zakażenia proteiną PrPSc zachodzi poprzez nerwy współczulne, unerwiające organy limfoidalne, a następnie transportem wstecznym – aksonalnym poprzez rdzeń kręgowy do OUN [3,10,17,28,29,30,37,44]. Taka droga przejścia PrPSc w makroorganizmie tłumaczyć może długi okres inkubacji choroby bez wyraźnych objawów chorobowych [10,17,37]. Dowiedziono nadto, że unerwienie organów limfoidalnych jest niezbędne w procesie neuroinwazji tych patogennych białek z obszarów peryferyjnych organizmu do mózgu [1,2,3,17,27,37], co powoduje, że od tej chwili rozpoczyna się szybki proces neurodegradacji, prowadzący do śmierci zainfekowanego organizmu [1,17,27]. Niektóre analizy wykazują, że komórki glejowe, takie jak astrocyty i komórki mikrogleju, również mogą brać udział w patogenezie TSE [9,33,43,44]. Wykazano, że aktywowany agregatami białka PrPSc, mikroglej w zakażeniach TSE, prawdopodobnie odgrywa istotną rolę w rozwoju choroby i jest potencjalnym mediatorem neurodegradacji [33,42,43], z tym że w tej sytuacji neurotoksyczność może następować bez kontaktu między czynnikiem PrPSc a neuronami [33,43]. Zaobserwowano, że mechanizm neurotoksyczności jest włączany już po pierwszym kontakcie między agregatami PrPSc i komórkami mikrogleju [33]. Doświadczalnie wykazano, że komórki mikrogleju w następstwie spotkania się z PrPSc mogą działać cytotoksycznie przez uwalnianie cytokin i będzie to aktywacja w odpowiedzi na pierwotną ich neurodegradację [9,13,33,43]. Wydaje się także, że infekcja prionowa komórek glejowych powoduje uwalnianie przez nie cytokin i chemokin jako mediatorów dla nich samych i/lub bezpośrednio oddziałujących cytotoksycznie na neurony, w których indukują apoptozę [8,33,43]. Wśród czynników powodujących ich cytotoksyczność należy wymienić m.in. komponenty dopełniacza, jednak ich rola nie jest do końca poznana [27]. Wykazano, że proliferacja mikrogleju i astrocytów zachodzi w wyniku oddziaływania proteiny PrPSc, choć jak się okazało proliferacja astrocytów jest zależna od mikrogleju i wymaga obecności białka PrPC na powierzchni tych komórek [42,43]. Badania wskazują, że mikroglej w wyniku działania PrPSc syntetyzuje IL-1 i -6 [42] oraz że IL-1 kieruje aktywacją astrocytów [43], które to zjawiska nie są podstawą do letalnej neurodegradacji [9,42,43]. Doświadczalnie udowodniono, że w komórkach mikrogleju ludzkiego, mysie białko PrPSc indukuje IL-6 i TNF-α, ale nie IL-1 [42]. Natomiast mysie komórki mikrogleju zainfekowane czynnikiem PrPSc, syntetyzowały IFN-γ, komponenty dopełniacza, oraz aktywowały metabolizm lipidów i cholesterolu, a także kilka innych proteaz działających cytotoksycznie [42]. Inne badania u myszy niezmodyfikowanych zaszczepionych czynnikiem PrPSc wykazały wzrost ilości, takich cytokin jak TNF-α i IL-1β, IL-10, IL-13 oraz czynnik wzrostu b [47]. U myszy zainfekowanych czynnikiem zakaźnym ludzkiego TSE zaobserwowano w ich mózgu zwiększoną ekspresję TNF-α oraz IL-1α [8,30]. Udowodniono także, że wytwarzane przez aktywny mikroglej cytokiny, poprzedzają apoptozę w neuronach mózgu, co sugeruje że substancje te warunkują zmiany patologiczne w OUN, powstałe w procesie apoptozy [8,9,30,42,44,47], który to proces uważany jest za główny mechanizm prowadzący do niszczenia neuronów w chorobach TSE [9,21,41]. Aktywacja apoptozy zależnej od kaspaz może powstawać w wyniku oddziaływania stresu mitochondrialnego lub w wyniku stresu retikulum endoplazmatycznego (ER), który prowadzi do zaburzeń homeostazy wapniowej lub akumulacji białek, w wyniku czego dochodzi do aktywacji m.in. kaspazy 12 występującej w ER [21]. Histologiczna i biochemiczna analiza tkanki mózgu wykazała obecność aktywnej kaspazy 12 oraz chaperonów wywołujących stres ER, w obszarach mózgu wykazujących wzrost zanikania neuronów [21,33]. Wykazano także, że taka indukcja apoptozy, po inkubacji komórek nerwowych z czynnikiem PrPSc, zależy od kaspazy 3 [21]. W badaniach tych dowiedziono, że w trakcie tych procesów podtrzymywane jest uwalnianie wapnia z ER, wskutek interakcji PrPSc z niewykrytym do tej pory receptorem błonowym na komórce nerwowej, co prowadzi do przekazania sygnału do ER oraz indukcji w nim stresu i uwalniania wapnia [21]. Przyjęto, że PrPSc może sam migrować bezpośrednio do ER, indukując tym samym stres ER [21]. Stres ten może wpływać na pewne białka chaperonowe z rodziny protein regulujących glukozę (GRPS), o pewnej aktywności neuroochronnej, które z kolei aktywują występującą w ER kaspazę 12, a ta prowadzi do degradacji białek komórek nerwowych i ich śmierci [21]. Najprawdopodobniej wzbudzanie chaperonów ER powstaje jako następstwo poprawiania źle złożonego białka PrPSc lub prób jego usunięcia w wyniku degradacji proteosomalnej [21,33].
PODSUMOWANIE
Niezależnie od sposobu pojawienia się czynnika PrPSc w komórkach organizmu, nie zaobserwowano syntezy swoistych przeciwciał na białko PrPSc, jednakże stwierdzono wyraźną reaktywność UO przy chorobach prionowych. Wykazano, że po pojawieniu się patogennego białka PrPSc, pierwszym ośrodkiem akumulacji i namnażania są tkanki UO. Jednakże obecnie nie można jednoznacznie stwierdzić, czy UO reaguje na patogenne białko prionowe PrPSc, czy na zmiany patologiczne, jakie powoduje ta proteina. Liczne doświadczenia wykazują, że głównym rezerwuarem patologicznej proteiny (PrPSc) w chorobach TSE, są komórki dendrytyczne – FDC, a syntetyzowane przez komórki UO cytokiny, takie jak TNF-α i IL-1α, -6, -10 wydają się najważniejszymi mediatorami uszkodzeń obserwowanych w chorobach prionowych w komórkach OUN, które głównie giną w procesie apoptozy. Jak wynika z powyższych analiz, poprawnie funkcjonujący UO odgrywa znaczącą rolę w patogenezie chorób prionowych, przyczyniając się na pewno do rozprzestrzeniania białka prionowego PrPSc w zainfekowanym organizmie. Stąd zarówno komórki UO, jak i substancje przez nie wytwarzane, są istotnymi mediatorami w patogenezie chorób prionowych.
PIŚMIENNICTWO
[1] Aguzzi A., Heikenwalder M.: Prions, cytokines, and chemokines: a meeting in lymphoid organs. Immunity, 2005; 22: 145-154
[PubMed]  
[2] Aguzzi A., Heikenwalder M., Miele G.: Progress and problems in the biology, diagnostics, and therapeutics of prion diseases. J. Clin. Invest., 2004; 114: 153-160
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[3] Aguzzi A., Sigurdson C.J.: Antiprion immunotherapy: to suppress or to stimulate? Nat. Rev. Immunol., 2004; 4: 725-736
[PubMed]  
[4] Aucouturier P., Geissmann F., Damotte D., Saborio G.P., Meeker H.C., Kascsak R., Kascsak R., Carp R.I., Wisniewski T.: Infected splenic dendritic cells are sufficient for prion transmission to the CNS in mouse scrapie. J. Clin. Invest., 2001; 108: 703-708
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[5] Beringue V., Couvreur P., Dormont D.: Involvement of macrophages in the pathogenesis of transmissible spongiform encephalopathies. Dev. Immunol., 2002; 9: 19-27
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[6] Beringue V., Demoy M., Lasmézas C.I., Gouritin B., Weingarten C., Deslys J.P., Andreux J.P., Couvreur P., Dormont D.: Role of spleen macrophages in the clearance of scrapie agent early in pathogenesis. J. Pathol., 2000; 190: 495-502
[PubMed]  
[7] Blättler T.: Transmission of prion disease. APMIS, 2002; 110: 71-78
[PubMed]  
[8] Campbell I.L., Eddleston M., Kemper P., Oldstone M.B., Hobbs M.V.: Activation of cerebral cytokine gene expression and its correlation with onset of reactive astrocyte and acute-phase response gene expression in scrapie. J. Virol., 1994; 68: 2383-2387
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[9] Cronier S., Laude H., Peyrin J.M.: Prions can infect primary cultured neurons and astrocytes and promote neuronal cell death. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2004; 101: 12271-12276
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[10] Daude N.: Prion diseases and the spleen. Viral Immunol., 2004; 17: 334-349
[PubMed]  
[11] Denys A.: Niekonwencjonalne czynniki infekcyjne - priony. Lek. Wojsk., 2002; 78: 268-272
[12] Deptuła W., Pawlikowska M.: Charakterystyka chorób prionowych - wybrane dane. Medycyna Wet., 2000; 56: 11-14
[Abstract]  
[13] Deptuła W., Pawlikowska M.: Priony i ich znaczenie u zwierząt i ludzi. Medycyna Wet., 1999; 55: 711-717
[Abstract]  
[14] Deptuła W., Tokarz-Deptuła B., Stosik M.: Immunologia dla biologów. Wydanie nowe. Wydawnictwo Naukowe US, Szczecin 2008
[15] Diomede L., Sozzani S., Luini W., Algeri M., De Gioia L., Chiesa R., Lievens P.M., Bugiani O., Forloni G., Tagliavini F., Salmona M.: Activation effects of a prion protein fragment [PrP-(106-126)] on human leukocytes. Biochem. J., 1996; 320: 563-570
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[16] Gadomska A.: Priony i choroby prionowe. Laboratorium - Przegląd Ogólnopolski, 2004; 5: 48-50
[Abstract]  
[17] Glatzel M., Klein M.A., Brandner S., Aguzzi A.: Prions: from neurografts to neuroinvasion. Arch. Virol. Suppl., 2000; 16: 3-12
[PubMed]  
[18] Gołąb J., Jakóbisiak M.: Immunologia. Red.: Gołąb J., Jakóbisiak M., Lasek W., Wydawnictwo Naukowe PWN, Warszawa 2004, 169-171
[19] Heikenwalder M., Zeller N., Seeger H., Prinz M., Klöhn P.C., Schwarz P., Ruddle N.H., Weissmann C., Aguzzi A.: Chronic lymphocytic inflammation specifies the organ tropism of prions. Science, 2005; 307: 1107-1110
[PubMed]  
[20] Herrmann L.M., Baszler T.V., Knowles D.P., Cheevers W.P.: PrPSc is not detected in peripheral blood leukocytes of scrapie-infected sheep: determining the limit of sensitivity by immunohistochemistry. Clin. Diagn. Lab. Immunol., 2002; 9: 499-502
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[21] Hetz C., Russelakis-Carneiro M., Maundrell K., Castilla J., Soto C.: Caspase-12 and endoplasmic reticulum stress mediate neurotoxicity of pathological prion protein. EMBO J., 2003; 22: 5435-5445
[PubMed]  
[22] Kaneider N.C., Kaser A., Dunzendorfer S., Tilg H., Wiedermann C.J.: Sphingosine kinase-dependent migration of immature dendritic cells in response to neurotoxic prion protein fragment. J. Virol., 2003; 77: 5535-5539
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[23] Larska M., Polak M.P.: Rola krwi w transmisji chorób prionowych. Med. Weter., 2003; 59: 670-672
[Abstract]  
[24] Lewicki H., Tishon A., Homann D., Mazarguil H., Laval F., Asensio V.C., Campbell I.L., DeArmond S., Coon B., Teng C., Gairin J.E., Oldstone M.B.: T cells infiltrate the brain in murine and human transmissible spongiform encephalopathies. J. Virol., 2003; 77: 3799-3808
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[25] Luhr K.M., Nordström E.K., Löw P., Ljunggren H.G., Taraboulos A., Kristensson K.: Scrapie protein degradation by cysteine proteases in CD11c+ dendritic cells and GT1-1 neuronal cells. J. Virol., 2004; 78: 4776-4782
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[26] Luhr K.M., Wallin R.P., Ljunggren H.G., Löw P., Taraboulos A., Kristensson K.: Processing and degradation of exogenous prion protein by CD11c+ myeloid dendritic cells in vitro. J. Virol., 2002; 76: 12259-12264
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[27] Mabbott N.A.: The complement system in prion diseases. Curr. Opin. Immunol., 2004; 16: 587-593
[PubMed]  
[28] Mabbott N.A., Bruce M.E.: Follicular dendritic cells as targets for intervention in transmissible spongiform encephalopathies. Semin. Immunol., 2002; 14: 285-293
[PubMed]  
[29] Mabbott N.A., Bruce M.E.: The immunobiology of TSE diseases. J. Gen. Virol., 2001; 82: 2307-2318
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[30] Mabbott N.A., Williams A., Farquhar C.F., Pasparakis M., Kollias G., Bruce M.E.: Tumor necrosis factor alpha-deficient, but not interleukin-6-deficient, mice resist peripheral infection with scrapie. J. Virol., 2000; 74: 3338-3344
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[31] Mabbott N.A., Young J., McConnell I., Bruce M.E.: Follicular dendritic cell dedifferentiation by treatment with an inhibitor of the lymphotoxin pathway dramatically reduces scrapie susceptibility. J. Virol., 2003; 77: 6845-6854
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[32] Malinowska A.: Współczesne poglądy na mechanizm rozwoju chorób prionowych. Życie Wet., 2002; 77: 406-441
[33] Marella M., Chabry J.: Neurons and astrocytes respond to prion infection by inducing microglia recruitment. J. Neurosci., 2004; 24: 620-627
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[34] Miragliotta G., Fumarulo R., Fumarola D.: Inhibition of neutrophil functions by scrapie prion protein: description of some inhibitory properties. Acta Virol., 1990; 34: 517-522
[PubMed]  
[35] Mohan J., Bruce M.E., Mabbott N.A.: Neuroinvasion by scrapie following inoculation via the skin is independent of migratory Langerhans cells. J. Virol., 2005; 79: 1888-1897
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[36] Montrasio F., Cozzio A., Flechsig E., Rossi D., Klein M.A., Rülicke T., Raeber A.J., Vosshenrich C.A., Proft J., Aguzzi A., Weissmann C.: B lymphocyte-restricted expression of prion protein does not enable prion replication in prion protein knockout mice. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98: 4034-4037
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[37] Prinz M., Heikenwalder M., Junt T., Schwarz P., Glatzel M., Heppner F.L., Fu Y.X., Lipp M., Aguzzi A.: Positioning of follicular dendritic cells within the spleen controls prion neuroinvasion. Nature, 2003; 425: 957-962
[PubMed]  
[38] Prinz M., Montrasio F., Klein M.A., Schwarz P., Priller J., Odermatt B., Pfeffer K., Aguzzi A.: Lymph nodal prion replication and neuroinvasion in mice devoid of follicular dendritic cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2002; 99: 919-924
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[39] Prusiner S.B.: Na tropie choroby szalonych krów. Świat Nauki, 2004; 8: 58-66
[40] Prusiner S.B.: Novel proteinaceous infectious particles cause scrapie. Science, 1982; 216: 136-144
[PubMed]  
[41] Riesner D.: Molecular basis of prion diseases. J. Neurovirol., 2002; 8 (Suppl.2): 8-20
[PubMed]  
[42] Rock R.B., Gekker G., Hu S., Sheng W.S., Cheeran M., Lokensgard J.R., Peterson P.K.: Role of microglia in central nervous system infections. Clin. Microbiol. Rev., 2004; 17: 942-964
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[43] Schultz J., Schwarz A., Neidhold S., Burwinkel M., Riemer C., Simon D., Kopf M., Otto M., Baier M.: Role of interleukin-1 in prion disease-associated astrocyte activation. Am. J. Pathol., 2004; 165: 671-678
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[44] Siwicki A.K., Deptuła W.: Priony a układ immunologiczny. W: Immunologia Weterynaryjna. Wybrane zagadnienia. Red. A.K. Siwicki, W. Deptuła, Wydawnictwo Uniwersytet Warmińsko-Mazurski, Olsztyn 2001, 7-9
[45] Stone L.A., Jackson G.S., Collinge J., Wadsworth J.D., Clarke A.R.: Inhibition of proteinase K activity by copper(II) ions. Biochemistry, 2007; 46: 245-252
[PubMed]  
[46] Telling G.C.: Prion diseases of humans and animals. In: Viral Ecology. Ed: Hurst C.J. Academic Press 2000, 593-619
[47] Thackray A.M., McKenzie A.N., Klein M.A., Lauder A., Bujdoso R.: Accelerated prion disease in the absence of interleukin-10. J. Virol., 2004; 78: 13697-13707
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]