Postepy Hig Med Dosw. (online), 2007; 61: 565-575
Review


Segregacja chromosomów i podziały komórkowe podczas wzrostu i różnicowania Streptomyces
Chromosome segregation and cell division during the growth and differentiation of Streptomyces
Dagmara Jakimowicz1,2  
1Instytut Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN im. L. Hirszfelda we Wrocławiu
2Wydział Biotechnologii, Uniwersytet Wrocławski
Adres do korespondencji
dr Dagmara Jakimowicz, Instytut Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN im. L.Hirszfelda, ul. R.Weigla 12, 53-114 Wrocław; e-mail: jakimow@iitd.pan.wroc.pl

Źródło finansowania
Praca finansowana ze środków Ministra Nauki i Szkolnictwa Wyższego, projekt habilitacyjny (grant N301 057 32/2150)

Otrzymano:  2007.08.14
Zaakceptowano:  2007.09.27
Opublikowano:  2007.10.12

Streszczenie
Glebowe promieniowce z rodzaju Streptomyces rosną w postaci grzybni. Kolonie Streptomyces przechodzą złożony cykl życiowy, w trakcie którego grzybnia wegetatywna różnicuje się w grzybnię powietrzną, a ta z kolei ulega przekształceniu w łańcuchy zarodników. Proces różnicowania podlega ścisłej kontroli przez produkty grupy genów bld i whi. Grzybnia Streptomyces zbudowana jest z przylegających do siebie, wydłużonych komórek zwanych kompartmentami, oddzielonych rzadko rozmieszczonymi poprzecznymi przegrodami. Kompartmenty grzybni wegetatywnej zawierają od kilku do kilkunastu nieskondensowanych chromosomów. Chromosomy w grzybni wegetatywnej replikują się asynchronicznie i nie ulegają segregacji. Natomiast w grzybni powietrznej synchronicznie powstaje drabinka przegród poprzecznych. Na tym etapie chromosomy ulegają kondensacji i segregacji do jednogenomowych kompartmentów zarodnikowych. W segregacji chromosomów ważną rolę pełnią białka z rodzin ParA i ParB. ParB wiąże DNA i tworzy duży nukleoproteinowy kompleks – segregosom. ParA występuje w postaci filamentu i umożliwia równomierne rozmieszczenie segregosomów wzdłuż grzybni powietrznej, tak aby każdy z powstających zarodników otrzymał pojedynczą kopię chromosomu. Charakterystyczną, omówioną tutaj szczegółowo cechą Streptomyces, jest czasowo–przestrzenna regulacja jakiej podlegają procesy segregacji chromosomów i tworzenia przegród.
Słowa kluczowe: segregacja chromosomów • podział komórkowy • replikacja • Streptomyces • ParA • ParB • FtsZ


Summary
Streptomyces, soil-dwelling actinomycetales, grow by forming a mycelium. During the development of Streptomyces colonies, vegetative hyphae undergo morphological differentiation which involves the formation of aerial hyphae and spore chains. Differentiation is controlled by a regulatory cascade of bld and whi genes products. Long, multigenomic compartments of vegetative hyphae are delimited by infrequent crosswalls and remain adjacent to each other. Chromosome replication in vegetative hyphae is asynchronous. The chromosomes are uncondensed and do not undergo active segregation. On the other hand, in multigenomic aerial hyphae that undergo synchronized septation, the chromosomes are condensed and segregated into unigenomic compartments. Efficient chromosomal segregation depends on ParA and ParB proteins. ParB binds DNA, forming a large nucleoprotein complex, a segregosome. ParA assembles into a filament extending along the hyphae. The ParA filament enables the regular distribution of the segregosomes, ensuring that each of the spore compartments receives one copy of the chromosome. A unique feature of Streptomyces discussed in this review is the spatial and temporal regulation of chromosomal segregation and septation.
Key words: chromosome segregation • cell division • replication • Streptomyces • ParA • ParB • FtsZ




WPROWADZENIE
Streptomyces to Gram-dodatnie, należące do grupy promieniowców bakterie glebowe, które wzrostem i złożonym cyklem życiowym przypominają grzyby nitkowate. Wzrost w postaci grzybni oraz wytwarzanie i rozsiewanie opornych na czynniki zewnętrzne zarodników ułatwiają Streptomyces kolonizację gleby. Grzybnia wegetatywna pobiera z podłoża substancje odżywcze, a po ich wyczerpaniu różnicuje się w grzybnię powietrzną, która następnie przekształca się w łańcuchy zarodników [8,12]. Kolejną adaptacją Streptomyces do środowiska glebowego jest wytwarzanie enzymów hydrolitycznych umożliwiających degradację szczątków organicznych oraz syntezę wtórnych metabolitów, które mają ułatwić zdobycie przewagi nad mikroorganizmami konkurującymi o te same nisze ekologiczne. Dzięki zróżnicowanej aktywności biologicznej wytwarzanych przez Streptomyces wtórnych metabolitów, bakterie te są szeroko wykorzystywane w przemyśle. Oprócz enzymów o zastosowaniu przemysłowym, takich jak chitynazy, ksylanazy, proteazy, czy lipazy, około 60% stosowanych antybiotyków pochodzenia naturalnego jest produkowanych przez Streptomyces, w tym streptomycyna (drugi odkryty antybiotyk i pierwszy o działaniu przeciwgruźliczym), neomycyna, chloramfenikol i tetracyklina, a także substancje o charakterze cytostatyków i immunosupresantów (np. rapamycyna) [6,10,44,73]. Bogactwo szlaków metabolicznych Streptomyces zawdzięczają wyjątkowo dużemu genomowi (8–10 Mpz) [3]. Modelowym gatunkiem w badaniach nad Streptomyces jest S. coelicolor [31,33]. S. coelicolor M145 był pierwszym szczepem Streptomyces o poznanej sekwencji nukleotydowej chromosomu (obecnie znana jest także sekwencja chromosomu S. avermitilis) [3,35]. Na długim (8,7 Mpz), bogatym w pary GC (72%) i, co ciekawe, liniowym chromosomie S. coelicolor zidentyfikowano, aż ponad 7000 genów [3]. Charakterystyczną cechą Streptomyces jest obecność na chromosomie ponad 60 genów kodujących czynniki sigma polimerazy RNA (w przypadku E. coli jest ich tylko 8, a u B. subtilis niewiele ponad 20), dzięki którym Streptomyces dostosowują ekspresję określonych genów do zmieniających się warunków środowiskowych.
WZROST I RÓŻNICOWANIE KOLONII STREPTOMYCES
Wzrost grzybni wegetatywnej
Wzrost kolonii Streptomyces rozpoczyna się od wykiełkowania z zarodnika pojedynczego lub dwóch strzępków (ryc.1). Rosnące nitkowato i rozgałęziające się strzępki tworzą grzybnię wegetatywną, która przerasta podłoże i pobiera z niego substancje pokarmowe. Charakterystyczną cechą Streptomyces jest wzrost strzępków grzybni w regionie szczytowym [20,24,70]. U większości bakterii pałeczkowatych, dzielących się przez podział poprzeczny (Bacillus subtilis, Streptococcus pneumoniae) strefa wzrostu występuje w ścianie podłużnej w centrum komórki, w okolicy miejsca podziału. Oprócz Streptomyces wydłużanie komórek na biegunach stwierdzono u pałeczek Corynebacterium glutamicum, również należących do promieniowców [14]. U Streptomyces dochodzi dodatkowo do tworzenia odgałęzień, czyli utworzenia de novo nowego wierzchołka wzrostu na ścianie bocznej strzępka. Wzrost szczytowy wymaga doprowadzenia w pobliże wierzchołka strzępków enzymów i substratów niezbędnych do syntezy nowej ściany. Odbywa się to prawdopodobnie za pomocą aktywnego transportu [20], ale nieznany jest molekularny mechanizm warunkujący ten proces. Przypuszcza się, że jednym z jego elementów jest niedawno zidentyfikowane białko DivIVA, które zlokalizowano na wierzchołkach grzybni Streptomyces [21]. Zaburzenie poziomu białka DivIVA powoduje poważne zmiany kształtu strzępków; zwiększenie jego poziomu prowadzi do charakterystycznego powiększenia w obszarze szczytowym, natomiast zmniejszenie wywołuje nadmierne tworzenie bocznych odgałęzień – efekt podobny do obserwowanego podczas zaburzenia wzrostu wierzchołkowego u grzybów[21]. Nie wiadomo, w jaki sposób DivIVA uczestniczy we wzroście wierzchołka Streptomyces, ani z jakimi białkami w komórce oddziałuje DivIVA.
Ryc. 1. Cykl życiowy Streptomyces (opis w tekście)

Regulacja rozwoju grzybni powietrznej
Podobnie jak u B. subtilis, ograniczenie składników odżywczych i stres fizjologiczny są czynnikami zapoczątkowującymi sporulację Streptomyces [9,11]. Różnicowanie prowadzące do powstania łańcuchów zarodników rozpoczyna się od wzrostu grzybni powietrznej (ryc. 1). A zatem, przełączenie w tryb zarodnikowania powoduje wzrost kolonii , inaczej niż u B. subtilis, gdzie zarodnikowanie wiąże się z całkowitym zahamowaniem wzrostu [8,75]. Biała, szybko rosnąca, nierozgałęziona i hydrofobowa grzybnia powietrzna nadaje „kosmaty” charakter koloniom S. coelicolor dojrzewającym na stałych podłożach. Wzrost grzybni powietrznej kontroluje kaskada sygnałowa, w skład której wchodzą białka zwane Bld (z języka angielskiego bald – łysy), początkowo zidentyfikowane dzięki charakterystycznemu fenotypowi, jakie ich mutacje nadają koloniom [9,42]. Mutacje genów bld hamują wzrost grzybni powietrznej i kolonie mutantów pozostają gładkie. Prosty model kaskady sygnałowej zakłada, że każdy z genów bld (bld A, B, C, D, G, H, I, J, K, L, M, N), warunkuje zapoczątkowanie kolejnego procesu fizjologicznego, prowadzącego do wzrostu grzybni powietrznej, i obejmującego m.in. lizę w obrębie niektórych kompartmentów grzybni wegetatywnej, czy zmianę metabolizmu kolonii. Dotąd dokładnie scharakteryzowano tylko niektóre geny kaskady sygnałowej. Dobrze opisano np. bldA, kodujący leucynowy tRNA swoisty dla rzadkiego u Streptomyces kodonu UUA, który występuje w wielu genach uruchamianych w trakcie różnicowania [10,53]. Produkt genu bldD, niskocząsteczkowe białko wiążące DNA jest represorem genów zaangażowanych w różnicowanie. BldD kontroluje transkrypcję m.in. bldN, które z kolei jest czynnikiem sigma polimerazy RNA niezbędnym do transkrypcji bldM. BldM uruchamia dalsze etapy kaskady i odpowiada za dojrzewanie grzybni powietrznej (zobacz poniżej) [9,17]. BldK scharakteryzowano jako ABC transporter warunkujący transport małych peptydów zewnątrzkomórkowych [42,67]. Większość mutantów bld nie jest w stanie wytwarzać SapB (spore associated protein B), niskocząsteczkowego (17 kDa), hydrofobowego białka, niezbędnego do wzrostu grzybni powietrznej [84]. Co ciekawe, mutanty bld tworzą prawidłową grzybnię powietrzną, gdy białko SapB zostanie dostarczone z zewnątrz. SapB jest wydzielane do podłoża i związane z powierzchnią grzybni powietrznej działa jako surfaktant powodując obniżenie napięcia powierzchnio wego wody na powierzchni kolonii [18]. Szybko rosnąca grzybnia powietrzna pokrywa się warstwą białek hydrofobowych (rodliny i chapliny), które nadają strzępkom sztywność [13,18].
Podczas dojrzewania kolonii strzępki białej grzybni powietrznej ulegają przekształceniu w szare łańcuchy zarodników (ryc.1). Geny, których mutacje powodują zahamowanie dojrzewania grzybni powietrznej na tym etapie nazwano whi (white – białe) [7,9]. whiG pozostający pod kontrolą BldD i BldM jest pierwszym, „wczesnym” genem whi, który jest konieczny do dojrzewania grzybni. WhiG jest czynnikiem sigma polimerazy RNA warunkującym transkrypcję dalszych genów regulatorowych: whiH i whiI [9,43]. Zahamowanie wzrostu grzybni powietrznej, które następuje przed przekształceniem jej w zarodniki jest uzależnione od kolejnych genów whi, niezależnych od whiG: whiA i whiB. Mutanty genów whiA i whiB charakteryzują się niezwykle długą i spiralnie skręconą grzybnią powietrzną [9,22]. Wszystkie pięć wczesnych genów whi (whiG, whiH, whiI, whiB i whiA) jest niezbędnych do prawidłowej transkrypcji późnych genów regulatorowych, takich jak sigF (kodujący czynnik sigma polimerazy RNA), pod którego kontrolą pozostają geny odpowiedzialne za dojrzewanie zarodników, np. whiE (dwa geny odpowiadające za syntezę szarego poliketydowego pigmentu zarodników) [9]. Oprócz najwcześniej opisanej grupy białek Whi, znaleziono także inne białka niezbędne do prawidłowego dojrzewania grzybni powietrznej, np. typowe tylko dla promieniowców białka rodziny ssgA – SALP (SsgA like proteins: ssgA, B, C, D, E, F, G) [68,77,78]. Szczepy z delecją genu ssgA, w ogóle nie sporulują, a mutacje w innych genach tej rodziny powodują różnorodne defekty w łańcuchach zarodników. Wciąż jednak niewiele wiadomo na temat wzajemnych powiązań pomiędzy produktami genów ssg i whi.
MULTIGENOMOWE KOMPARTMENTY GRZYBNI STREPTOMYCES
Podziały komórkowe w grzybni wegetatywnej
W grzybni wegetatywnej Streptomyces nie zachodzą typowe dla bakterii podziały komórkowe, w wyniku których powstają dwie komórki potomne. Po osiągnięciu pewnej długości przez komórkę szczytową w nitkowatym strzępku zostaje utworzona przegroda poprzeczna. Powstające wydłużone przedziały komórkowe (kompartmenty) nie podlegają wzrostowi, aż do czasu powstania bocznego odgałęzienia. W przeciwieństwie do bakterii pałeczkowatych (np. B. subtilis), gdzie podczas podziału w obrębie przegrody zachodzi liza umożliwiająca fizyczne oddzielenie dwóch potomnych komórek, w grzybni Streptomyces kompartmenty, choć oddzielone są podwójną błoną, wciąż przylegają do siebie. Nieznane są reguły, jakim podlega częstość tworzenia przegród u Streptomyces, wiadomo jednak, że jest ona różna w zależności od warunków wzrostu i szczepu [20,24].
Pomimo braku typowych podziałów komórkowych tworzenie przegród poprzecznych w grzybni Streptomyces przebiega zgodnie z podstawowym mechanizmem cytokinetycznym Prokaryota, którego głównym elementem jest białko FtsZ [60,82]. Białko to jest strukturalnym homologiem eukariotycznej tubuliny [58,63]. FtsZ wyznacza miejsce podziału komórki poprzez polimeryzację w postaci wewnątrzkomórkowej, związanej z błoną struktury otaczającej komórkę, zwanej pierścieniem Z. Powstawanie pierścienia Z uwarunkowane jest równowagą pomiędzy polimeryzacją i depolimeryzacją FtsZ. U Streptomyces występują homologii białek zaangażowanych w regulację powstawania pierścienia Z oraz odpowiadających za rozwój ściany komórkowej w miejscu powstawania pierścienia Z (FtsI, K, W, Q) [3,20]. Nie stwierdzono jednak obecności genów kodujących niektóre białka, odpowiedzialnych za stabilizację protofilamentów FtsZ, takich jak ZipA u E. coli czy Zap A i EzrA u B. subtilis [3,58]. U Streptomyces, w przeciwieństwie do wszystkich badanych bakterii, delecja genu ftsZ nie jest letalna i nie powoduje ona zahamowania wzrostu grzybni wegetatywnej [62]. W grzybni szczepów z delecją ftsZ nie tworzą się przegrody poprzeczne i nie dochodzi do wytwarzania zarodników (patrz poniżej). Tak więc Streptomyces są jedynymi bakteriami, u których podziały komórkowe nie są niezbędne do wzrostu.
Asynchroniczna replikacja chromosomów w grzybni wegetatywnej
Przedziały komórkowe grzybni wegetatywnej Streptomyces są multigenomowe; zawierają od kilku do kilkunastu kopii chromosomu [32,44]. Mikroskopowe obserwacje preparatów grzybni Streptomyces, w której wybarwiono DNA sugerują, że chromosomy są nieskondensowane i nie mają określonej lokalizacji w poszczególnych kompartmentach. Próba zlokalizowania określonych regionów chromosomów (regionu inicjacji replikacji – oriC zlokalizowanego w środku chromosomu i regionów terminacji replikacji ter – końców chromosomu) przy zastosowaniu techniki FISH (fluorescence in situ hybridisation) potwierdziła losowe ich rozmieszczenie w przedziałach [85]. Zastosowanie fuzji podjednostki b polimerazy III DNA z białkiem zielonej fluorescencji (GFP – green fluorescent protein) pozwoliło na lokalizację maszynerii replikacyjnej (replisomów) w grzybni S. coelicolor (ryc.2, schematycznie zaznaczone na niebiesko) [72]. Wykazano, że chociaż replikacja chromosomów zachodzi we wszystkich obszarach grzybni, intensywność tego procesu jest zróżnicowana w obrębie kolonii. W niektórych kompartmentach grzybni zaobserwowano wyraźne skupiska fluorescencyjne, które wskazywały na aktywną replikację. Natomiast w innych kompartmentach tego typu skupisk było mniej i towarzyszyła im fluorescencja rozproszona, co może być następstwem montowania/rozmontowania maszynerii replikacyjnej. Obserwowano też przedziały, w których w ogóle nie było skupisk fluorescencyjnych. Na podstawie powyższych spostrzeżeń stwierdzono, że replikacja chromosomów jest asynchroniczna w pojedynczym kompartmencie, a także pomiędzy poszczególnymi kompartmentami grzybni Streptomyces [72]. Nie wiadomo, jakie czynniki regulują liczbę chromosomów Streptomyces w poszczególnych kompartmentach grzybni wegetatywnej.
Ryc. 2. Schemat grzybni powietrznej i wegetatywnej S. coelicolor. Załączone zdjęcia przedstawiają przykłady grzybni widoczne w mikroskopie fluorescencyjnym. Na schemacie zaznaczono, widoczne również na zdjęciach replisomy (niebieskie), segregosomy (zielone), ParA (czerwone) oraz przegrody komórkowe (na zdjęciach szare)

Replikacja i kondensacja chromosomów w grzybni powietrznej
Szybki wzrost strzępków grzybni powietrznej pociąga za sobą bardzo intensywną replikację DNA. Obserwacje mikroskopowe poparte analizą statystyczną wskazały na największe zagęszczenie aktywnych replisomów (tj. wyraźnych skupisk fluorescencyjnych) w szczytowych kompartmentach grzybni powietrznej [72]. Tuż przed sporulacją strzępka grzybni powietrznej o długości kilkudziesięciu mikrometrów zawiera około kilkudziesięciu nieskondensowanych chromosomów. Chromosomy ulegają kondensacji dopiero na etapie powstawania przegród poprzecznych w grzybni powietrznej (patrz poniżej) [20,32]. Prawdopodobnie głównym białkiem odpowiadającym za kondensację chromosomów na tym etapie jest białko SMC (structural maintenance of chromosomes). Białka SMC występują u wszystkich bakterii i są homologami eukariotycznych białek tej rodziny. Wszystkie one dzięki charakterystycznej strukturze „coiled- coil” i tworzeniu struktur oligomerycznych mają zdolność wiązania i kondensacji DNA [1,76]. U Streptomyces delecja smc powoduje opóźnioną kondensację chromosomów w grzybni powietrznej i zaburzenia ich segregacji (A. Kois, dane niepublikowane). Replikacja ulega zahamowaniu wraz z zatrzymaniem wzrostu grzybni powietrznej, przed utworzeniem przegród i kondensacją chromosomów. Nieznany jest mechanizm warunkujący zahamowanie replikacji w dojrzewającej grzybni powietrznej.
Powstawanie przegród w grzybni powietrznej
Dojrzewanie grzybni powietrznej polega na synchronicznym powstaniu około 50 poprzecznych przegród ułożonych w równych odstępach wynoszących około 1,4 µm [20,83]. Najważniejszą cechą przegród utworzonych w grzybni powietrznej jest ich zdolność całkowitego odseparowania potomnych komórek – zarodników, co umożliwia ich rozproszenie. Dzięki mikroskopii immunofluorescencyjnej zaobserwowano powstającą wzdłuż grzybni powietrznej drabinkę równomiernie rozmieszczonych pierścieni FtsZ [74]. Zastosowanie białka fuzyjnego FtsZ-GFP wykazało, że utworzenie drabinki jest poprzedzone powstaniem krótkich spiral FtsZ, które przekształcają się w serię pierścieni [28]. Tak więc to samo białko FtsZ odpowiedzialne jest zarówno za inicjację tworzenia przegród w trakcie wzrostu wegetatywnego, jak i wzdłuż grzybni powietrznej, uruchamiając w ten sposób dwa odmienne typy podziału komórkowego [20,24]. Wynika to m.in. ze złożonej regulacji ekspresji genu ftsZ. Jeden z trzech promotorów, ftsZp2 podlega czasowo-przestrzennej regulacji i jest silnie indukowany tylko w grzybni powietrznej. Indukcja promotora ftsZp2 zależy od produktów genów whi (jest pod bezpośrednią kontrolą whiH); w mutantach whi nie powstaje drabinka przegród. Mutacja tego promotora powoduje zaburzenia sporulacji – grzybnia mutanta ftsZp2 przypomina grzybnię białych mutantów [23]. O różnicach pomiędzy mechanizmem tworzenia przegród w grzybni wegetatywnej i powietrznej świadczy mutant białka FtsZ17, który mimo że nie wykazuje defektów pierścieni Z w grzybni wegetatywnej, nie jest w stanie inicjować powstawania przegród w grzybni powietrznej [29]. Przypuszcza się, że następstwem tej mutacji są zaburzenia oddziaływania FtsZ17 z nieznanym białkiem, obecnym tylko w sporulującej grzybni. Dodatkowo wykryto, że tworzenie przegród w czasie sporulacji jest hamowane przez niektóre antybiotyki b-laktamowe (cefalosporyny, kwas 6-aminopenicylanowy), podczas gdy przegrody w grzybni wegetatywnej nie są wrażliwe na antybiotyki z tej grupy. Sugeruje to, że w budowę obu rodzajów przegród mogą być zaangażowane różne białka z grupy PBP (penicilin binding proteins) odpowiadające za tworzenie ściany [24].
SEGREGACJA CHROMOSOMÓW STREPTOMYCES
Charakterystyka biochemiczna białek ParA i ParB
Białka kodowane przez operon parAB biorą udział w segregacji chromosomów i są niezbędne do aktywnej i wydajnej segregacji niskokopijnych plazmidów E. coli (P1, F) [26,30,52]. Mutacje delecyjne chromosomalnego genu parB dają zróżnicowane efekty fenotypowe (ryc. 3), najczęściej powodują zaburzenia segregacji chromosomów do komórek potomnych. Analizy krystalograficzna i biochemiczna ortologu białka ParB Thermus thermophilus (oznaczone symbolem Spo0J u. T. termophilus i B. subtilis) wykazały, że N- i C-końcowa część białka jest odpowiedzialna za dimeryzację, natomiast motyw HTH (helix- turn-helix, helisa-skręt-helisa) obecny w środkowej części białka umożliwia oddziaływanie z DNA (rys. 3) [50,52]. Chromosomalne białka ParB swoiście wiążą się do 14–16-merowych sekwencji parS, występujących najczęściej w okolicy regionu oriC (origin of chromosomal replication) [1,5,26,30,56]. Wiązanie sekwencji parS warunkuje tworzenie dużego kompleksu nukleoproteinowego zwanego segregosomem. Zastosowanie mikroskopii fluoroscencyjnej pozwoliło na obserwację wyraźnych skupisk ParB. Obserwowano najczęściej 2 kompleksy, które były umiejscowione w pozycjach1/4 i 3/4 długości komórek pałeczkowatych. Za główną funkcję białka ParB uważa się przestrzenną organizację nowo zreplikowanych regionów oriC i ich kondensację, a także prawdopodobnie „zakotwiczanie” regionu oriC przy biegunie komórki [1,30,47,48]. Podobnie jak wszystkie białka z tej rodziny, ParB S. coelicolor zawiera motyw HTH i oddziałuje z konserwatywnymi sekwencjami parS. W chromosomie Streptomyces zidentyfikowano 24 sekwencje parS. Za pomocą metody immunoprecypitacji in vivo, potwierdzono wiązanie ParB do 22 z nich. Są one rozmieszczone na odcinku o długości około 400 tys. pz w centralnej części chromosomu, w okolicy regionu oriC (ryc.3) [38]. Dzięki zastosowaniu immunoprecypitacji udowodniono także, że fragmenty chromosomu pomiędzy sekwencjami parS również uczestniczą w tworzeniu dużego nukleoproteinowego kompleksu. Badania in vitro (opóźniona migracja w żelu i ochrona przed trawieniem DN-azą I) potwierdziły, że białko ParB w wyższych stężeniach wiąże się nieswoiście do DNA i oligomeryzuje dzięki czemu tworzą się wysokocząsteczkowe nukleoproteinowe kompleksy [38]. Sugeruje to, że ParB Streptomyces, podobnie do plazmidowych ortologów, wykazuje tendencję do rozprzestrzeniania się wzdłuż DNA [52,71].
Ryc. 3. Charakterystyka kluczowych elementów maszynerii segregacyjnej chromosomów bakteryjnych; A – struktura białek ParA i ParB Thermus termophilus, B – porównanie głównych elementów maszynerii segregacyjnej chromosomów: białek ParA, ParB i sekwencji parS u różnych bakterii

Chromosomalne i plazmidowe białka ParA to ATP-azy oddziałujące z ParB. Porównanie sekwencji aminokwasowej rodziny chromosomalnych białek ParA pozwoliło na identyfikację w N-końcowej części białka konserwatywnych motywów: odpowiadającego za wiązanie ATP Walker A i umożliwiającego hydrolizę ATP Walker B [26,30]. Struktura krystalograficzna ParA T. termophilus wskazuje, że białko to tworzy dimery, zależne od hydrolizy ATP (ryc.3) [51]. Obserwacje kompleksów ParB B. subtilis i Vibrio cholerae wskazują, że ParA uczestniczy w ich organizacji, a także bierze udział w aktywnym transporcie segregosomów [25,61]. Ponadto, zdolność ParA do tworzenia dynamicznych filamentów nasuwa przypuszczenie, że może być ono odpowiednikiem białek cytoszkieletu [30,51,52]. Podobnie jak ParB, ParA Streptomyces wykazuje dużą homologię z białkami ParA plazmidowymi i chromosomalnymi innych bakterii (ryc. 3). Tak jak u innych bakterii (P. areuginosa, C. crescentus czy B. subtils) [2,19,61] u Streptomyces potwierdzono oddziaływanie ParA z ParB za pomocą bakteryjnego systemu dwuhybrydowego [41]. Dodatkowo, przeprowadzona analiza wiązania białka ParB do DNA in vitro (opóźniona migracja w żelu, SPR – powierzchniowy rezonans plazmonów) dowiodła, że w obecności ParA, ParB wiąże sekwencje parS wydajniej i szybciej, zwłaszcza przy niższych stężeniach tego białka [41].
Kompleksy ParB w grzybni wegetatywnej
Zastosowanie szczepu S. coelicolor wytwarzającego białko ParB w fuzji z GFP pozwoliło na obserwacje skupisk fluorescencyjnych w grzybni S. coelicolor (ryc.2) [39]. Białko ParB-GFP z mutacją w obrębie motywu HTH w ogóle nie tworzyło skupisk fluorescencyjnych. Dowodzi to, że fluorescencyjne skupiska to nukleoproteinowe kompleksy ParB, które powstają w wyniku związania białka z sekwencjami parS. W przedziałach grzybni wegetatywnej zaobserwowano po kilka nierównomiernie rozmieszczonych skupisk ParB-GFP. Jedyną prawidłowością, jaką zaobserwowano w lokalizacji skupisk ParB-GFP w grzybni wegetatywnej, było ich występowanie w pobliżu wierzchołków grzybni. Wyraźne skupiska znajdowano w stałej odległości 1,4 µm od wierzchołków grzybni wegetatywnej (w 90% strzępek). Nieznana jest jednak rola apikalnych kompleksów białka ParB. Podobnie jak podczas obserwacji replisomów zauważono, że niektóre skupiska białka ParB były wyraźne, a inne rozmyte. Sugeruje to, że tworzą się one w sposób asynchroniczny, co może pośrednio odzwierciedlać asynchroniczność precesu replikacji [39,72]. Można przypuszczać, że powstawanie dużego kompleksu nukleoproteinowego ParB obejmującego region oriC hamuje powstawanie kompleksu inicjującego replikację. A zatem, wiązanie w okolicy regionu oriC białka ParB może być jednym z mechanizmów regulujących częstość replikacji [38,45]. Podobną funkcję ParB w regulacji częstości inicjacji replikacji zasugerowano dla homologu ParB u B. subtilis [47,48,69].
Powstawanie segregosomów w grzybni powietrznej
W grzybni powietrznej Streptomyces chromosomy ulegają kondensacji i segregacji do powstających przedziałów zarodnikowych i na tym etapie rozwoju zaznacza się rola białek ParA i ParB [41,45]. Zaburzenia segregacji chromosomów do zarodników (około 15% zarodników bez DNA) są najbardziej widocznym fenotypowym następstwem delecji operonu parAB u Streptomyces. Kompleksy ParB-GFP w młodej grzybni powietrznej, podobnie jak w wegetatywnej, obserwuje się w postaci nielicznych rozmytych skupisk i jednego większego kompleksu na wierzchołku grzybni. Natomiast w dłuższych strzępkach grzybni powietrznej białko to tworzy regularnie rozmieszczone kompleksy widoczne jako wyraźne skupiska (ryc.2). Takie skupiska są widoczne w strzępkach, w których chromosomy jeszcze nie uległy kondensacji i w których nie ma jeszcze przegród poprzecznych [39]. Kompleksy ParB są obecne podczas tworzenia przegród oraz w nowo powstałych kompartmentach zarodnikowych zawierających już skondensowane chromosomy. Na tym etapie każdy z kompartmentów zawiera pojedyncze skupisko ParB. Charakterystyczną cechą kompleksów ParB jest ich bardzo regularne rozmieszczenie, w odległościach co 1,4 µm (takich samych jak odległości pomiędzy przegrodami), przy czym rozmieszczenie takie obserwowane jest jeszcze przed powstaniem przegród poprzecznych [39]. Co ciekawe, w białych mutantach genów whi nie zaobserwowano obecności intensywnych i regularnie rozmieszczonych skupisk ParB w grzybni powietrznej [40]. Okazało się, że jeden z dwóch promotorów regulujących ekspresję operonu parABp2, podobnie jak promotor ftsZp2, podlega czasowej i przestrzennej regulacji i jest silnie indukowany podczas wzrostu grzybni powietrznej, tuż przed sporulacją. Do indukcji parABp2 niezbędne są produkty genów whi, zwłaszcza whiA i whiB. Mutacja w obrębie tego promotora powodowała całkowity brak skupisk ParB-GFP w grzybni powietrznej, a co za tym idzie zaburzenia segregacji chromosomów do zarodników. Natomiast skupiska ParB-GFP w grzybni wegetatywnej tego mutanta wyglądały jak w typie dzikim. Tymczasem, delecja konstytutywnego promotora parABp1 chociaż nie wpływała na powstawanie kompleksów ParB w grzybni powietrznej, powodowała zanik skupisk białka ParB w grzybni wegetatywnej [40]. Podsumowując, powstające w grzybni powietrznej kompleksy nukleoproteinowe białka ParB są istotne dla prawidłowego rozmieszczenia i prawdopodobnie organizacji chromosomów wzdłuż dojrzewającej grzybni powietrznej i wszelkie mutacje powodujące zaburzenia powstawania tych kompleksów (mutacja w motywie HTH, delecja promotora parABp2 i oczywiście delecja samego genu parB) powodują zaburzenia segregacji chromosomów.
Rola białka ParA w segregacji chromosomów w grzybni powietrznej
Zastosowanie immunofluorescencji umożliwiło lokalizację białka ParA w utrwalonej grzybni S. coelicolor. W bardzo młodych i krótkich strzępkach grzybni powietrznej można zaobserwować białko ParA umiejscowione na samym wierzchołku grzybni. Lokalizacja ParA na wierzchołku grzybni może sugerować oddziaływania tego białka z DivIVA, ale nie potwierdzono jeszcze takich oddziaływań. Wraz ze wzrostem grzybni powietrznej białko ParA tworzy charakterystyczne filamenty o kształcie podwójnej spirali rozciągające się wzdłuż strzępka [41]. Filament ParA towarzyszy powstającym wzdłuż grzybni regularnie rozmieszczonym kompleksom ParB, po czym wraz z dojrzewaniem grzybni filament ParA zanika, podczas gdy skupiska ParB wciąż są widoczne. Sugeruje to, że obecność ParA sprzyja powstaniu dużych nukleoproteinowych kompleksów ParB w okolicy regionu oriC. Konstrukcja mutanta delecyjnego genu parA potwierdziła, że jest ono niezbędne do utworzenia w pełni funkcjonalnych kompleksów segregacyjnych ParB w grzybni powietrznej [41]. W szczepie z delecją genu parA kompleksy ParB-GFP, były drobniejsze i wykazywały obniżoną intensywność fluorescencji (około 60% intensywności fluorescencji obserwowanej w szczepie dzikim). Stwierdzono także, że mutant delecyjny parA wykazuje bardzo duże zaburzenia segregacji chromosomów – liczba przedziałów zarodnikowych pozbawionych DNA (29%) była nawet wyższa niż w przypadku mutanta parB (około 17%). Zaobserwowano także nieregularne ułożenie przegród i obecność znacznego odsetka (16%) bardzo krótkich kompartmentów (0,7 µm – połowa długości prawidłowego przedziału) powstałych przez nieregularnie tworzące się przegrody. Sugeruje się, że filament ParA stanowi pewnego rodzaju rusztowanie wspomagające odpowiednie rozmieszczenie kompleksów ParB wzdłuż grzybni [41]. Wykazano także, że aktywność ATP-azowa ParA H. coelicolor ma znaczenie przy aktywnej i dynamicznej lokalizacji skupisk ParB. Konstrukcja szczepu, który wytwarzał ParA z mutacją w motywie Walker A wiążącym ATP (ParAK44E) pozwoliła na stwierdzenie, że aktywność ATP-azowa białka ParA jest niezbędna do segregacji chromosmów – mutant ParAK44E wykazywał takie same zaburzenia segregacji jak szczep z delecją całego genu parA, tzn. brak DNA w zarodnikach i nierównomierne ułożenie przegród [41]. A zatem białko ParA może być elementem białkowego cytoszkieletu, który podobnie jak u Eukaryota, także w komórce bakteryjnej pełni istotną rolę podczas podziału komórki.
Punkt kontrolny segregacji chromosomów – tworzenie przegród komórkowych
U Streptomyces nie zidentyfikowano jeszcze systemu selekcjonującego miejsca powstawania przegród. Nie stwierdzono obecności systemu zwanego „nucleoid occlusion”, który u bakterii pałeczkowatych zapobiega powstawaniu przegrody w miejscu, gdzie znajduje się chromosom. U Streptomyces przegrody w grzybni powietrznej tworzą się wtedy, gdy chromosomy są jeszcze nieskondensowane i wydają się rozciągnięte wzdłuż grzybni powietrznej [20,24,64]. W chromosomie Streptomyces brakuje genów kodujących wszystkie elementy systemu Min (białka MinCDE) [3,24], który u bakterii pałeczkowatych kontroluje miejsce powstawania przegrody; białka MinC i MinD hamują tworzenie pierścienia FtsZ [1,59]. Z kolei białko MinE (u E.coli DivIVA) odpowiada za lokalizację MinCD na biegunach i usuwając je z centrum komórki umożliwia polimeryzację FtsZ w tym miejscu. Co prawda genom S. coelicolor zawiera kilka białek częściowo homologicznych do MinD, brakuje im jednak charakterystycznego motywu istotnego dla wiązania z błoną komórkową [24,34]. Przypuszcza się, że u Streptomyces białko ParA może odgrywać rolę punktu kontrolnego łączącego segregację chromosomów z tworzeniem przegród. Świadczą o tym wspomniane powyżej zaburzenia w mutancie parA dotyczące zarówno powstawania skupisk segregacyjnych białka ParB jak i nierównych kompartmentów zarodnikowych [41].
Kolejnym białkiem, które kontroluje proces segregacji chromosomu podczas powstawania przegród u E. coli jest FtsK. Podczas sporulacji B. subtilis homolog FtsK (określany symbolem SpoIIIE) jest zaangażowany w transport chromosomu przez położoną w pobliżu bieguna przegrodę do powstającej endospory. W mutantach spoIIIE zdarza się utworzenie przegrody przecinającej chromosom, co wiąże się z powstaniem komórek zawierających niekompletny chromosom [1,82]. U Streptomyces homolog FtsK ulega ekspresji w grzybni powietrznej i umiejscawia się w obrębie nowo powstających przegród poprzecznych [80]. Wydaje się, że ma on znaczenie podczas kondensacji chromosomów w grzybni powietrznej, zapewniając upakowanie całego chromosomu w obrębie pojedynczego przedziału zarodnikowego.
Porównanie segregacji chromosomów u Streptomyces i bakterii pałeczkowatych
Segregacja chromosomów u bakterii pałeczkowatych przebiega jednocześnie z zachodzącą najczęściej w centrum komórki replikacją [1,49]. Wkrótce po powieleniu, nowo zreplikowane regiony oriC są zaangażowane w tworzenie kompleksów segregacyjnych z udziałem białka ParB i aktywnie przemieszczane z centrum komórki w stronę przeciwległych biegunów, gdzie ulegają kondensacji [54,79,81]. Przypuszcza się, że ParB pełni rolę w organizacji regionu oriC i jego zakotwiczaniu w pobliżu bieguna komórki. Tymczasem, u Streptomyces w wielogenomowej grzybni wegetatywnej replikacji chromosomów nie towarzyszy widoczna ich segregacja. Natomiast w grzybni powietrznej intensywny proces replikacji zostaje stopniowo wygaszony i rozpoczyna się synchroniczna segregacja i kondensacja kilkudziesięciu chromosomów do nowo powstających zarodników. Pomimo tych różnic białka ParAB Streptomyces wykazują dużą homologię do białek ParAB bakterii pałeczkowatych. Białko ParB S. coelicolor jest również homologiczne do plazmidowych ortologów Streptomyces. Na dużym (356 kpz), liniowym plazmidzie SCP1, naturalnie występującym u S. coelicolor, kodowane są dwa białka w około 30% homologiczne do chromosomalnego ParB. Jak wykazała analiza mikroskopowa, są one w stanie – przynajmniej częściowo – zastąpić chromosomalne białko i znieść defekty segregacji w szczepie DparB [4]. Co ciekawe, plazmid SCP1 nie zawiera sekwencji parS przypominających te obecne na chromosomie. Natomiast charakterystyczną cechą chromosomu Streptomyces jest wyjątkowo duża liczba sekwencji parS, wiązanych przez białko ParB (22, a dla porównania: chromosom B. subtilis zawiera 8 parS a C. crescentus 5, patrz ryc. 3). Przypuszcza się, że precyzyjne ulokowanie dużego liniowego chromosomu w przedziale zarodnikowym wymaga utworzenia, z udziałem aż 22 sekwencji parS, rozległego nukleoproteinowego kompleksu. Ze względu na wymóg równomiernego rozmieszczenia chromosomów wzdłuż grzybni powietrznej ważną rolę przypisuje się białku ParA Streptomyces. Białko to u bakterii pałeczkowatych wykazuje dynamiczną lokalizację, przemieszczając się pomiędzy biegunami komórki prawdopodobnie po spiralnym torze [15,25,27], podczas gdy u Streptomyces tworzy wyjątkowo wydłużone filamenty (do 100 µm), wzdłuż grzybni powietrznej [41]. Prawdopodobnie, tak jak białka plazmidowe, ParA odpowiada za równomierne rozmieszczenie kompleksów ParB wzdłuż tworzonego filamentu [16,41]. Wciąż jednak, zarówno u Streptomyces jak i u bakterii pałeczkowatych, trwają poszukiwania innych białek zaangażowanych w proces segregacji, na przykład białek cytoszkieletu, które mogłyby oddziaływać z ParA.
Podsumowując, należy podkreślić, że podstawowe różnice pomiędzy segregacją chromosomów u Streptomyces i bakterii pałeczkowatych wynikają ze złożonego cyklu życiowego Streptomyces. Najbardziej charakterystyczną cechą segregacji i podziałów komórkowych u Streptomyces jest „tkankowa” swoistość obu procesów, a zatem brak segregacji nieskondensowanych chromosomów w wielogenomowych przedziałach grzybni wegetatywnej, a także charakterystyczna wyłącznie dla grzybni powietrznej synchroniczna segregacja kilkudziesięciu chromosomów i powstawanie przegród wzdłuż całej strzępki.
PIŚMIENNICTWO
[1] Bartosik A.A., Jagura-Burdzy G.: Bacterial chromosome segregation. Acta Biochim. Pol., 2005; 52: 1-34
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[2] Bartosik A.A., Lasocki K., Mierzejewska J., Thomas C.M., Jagura-Burdzy G.: ParB of Pseudomonas aeruginosa: interactions with its partner ParA and its target parS and specific effects on bacterial growth. J. Bacteriol., 2004; 186: 6983-6998
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[3] Bentley S.D., Chater K.F., Cerdeno-Tarraga A.M., Challis G.L., Thomson N.R., James K.D., Harris D.E., Quail M.A., Kieser H., Harper D., Bateman A., Brown S., Chandra G., Chen C.W., Collins M., Cronin A., Fraser A., Goble A., Hidalgo J., Hornsby T., Howarth S., Huang C.H., Kieser T., Larke L., Murphy L., Oliver K., O'Neil S., Rabbinowitsch E., Rajandream M.A., Rutherford K., Rutter S., Seeger K., Saunders D., Sharp S., Squares R., Squares S., Taylor K., Warren T., Wietzorrek A., Woodward J., Barrell B.G., Parkhill J., Hopwood D.A.: Complete genome sequence of the model actinomycete Streptomyces coelicolor A3(2). Nature, 2002; 417: 141-147
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[4] Bentley S.D., Brown S., Murphy L.D., Harris D.E., Quail M.A., Parkhill J., Barrell B.G., McCormick J.R., Santamaria R.I., Losick R., Yamasaki M., Kinashi H., Chen C.W., Chandra G., Jakimowicz D., Kieser H.M., Kieser T., Chater K.F.: SCP1, a 356,023 bp linear plasmid adapted to the ecology and developmental biology of its host, Streptomyces coelicolor A3(2). Mol. Microbiol., 2004; 51:1615-1628
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[5] Bignell C., Thomas C.M.: The bacterial ParA-ParB partitioning proteins. J. Biotechnol., 2001; 91: 1-34
[PubMed]  
[6] Challis G.L., Hopwood D.A.: Synergy and contingency as driving forces for the evolution of multiple secondary metabolite production by Streptomyces species. Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 2003; 100: 14555-14561
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[7] Chater K.F.: A morphological and genetic mapping study of white colony mutants of Streptomyces coelicolor. J. Gen. Microbiol., 1972; 72: 9-28
[PubMed]  
[8] Chater K.F.: Taking a genetic scalpel to the Streptomyces colony. Microbiology, 1998; 144: 1465-1478
[9] Chater K.F.: Regulation of sporulation in Streptomyces coelicolor A3(2): a checkpoint multiplex? Curr. Opin. Microbiol., 2001; 4: 667-673
[PubMed]  
[10] Chater K.F. Streptomyces inside out: a new perspective on the bacteria that provide us with antibiotics. Philos. Trans. R. Soc. B. Biol. Sci., 2006; 361: 761-768
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[11] Chater K.F., Horinouchi S.: Signalling early developmental events in two highly diverged Streptomyces species. Mol. Microbiol., 2003; 48: 9-15
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[12] Chater K.F., Losick R.: Mycelial life style of Streptomyces coelicolor A3(2) and its relatives. Bacteria as Multicellular Organisms (Shapiro JA & Dworkin M, eds), 1997; 149-182. Oxford University Press, New York
[13] Claessen D., de Jong W., Dijkhuizen L., Wosten H.A.: Regulation of Streptomyces development: reach for the sky! Trends Microbiol., 2006; 14: 313-319
[PubMed]  
[14] Daniel R.A., Errington J.: Control of cell morphogenesis in bacteria: two distinct ways to make a rod-shaped cell. Cell, 2003; 113: 767-776
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[15] Ebersbach G., Gerdes K.: Bacterial mitosis: partitioning protein ParA oscillates in spiral-shaped structures and positions plasmids at mid-cell. Mol. Microbiol., 2004; 52: 385-398
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[16] Ebersbach G., Ringgaard S., Moller-Jensen J., Wang Q., Sherratt D.J., Gerdes K.: Regular cellular distribution of plasmids by oscillating and filament-forming ParA ATPase of plasmid pB171. Mol. Microbiol., 2006; 61: 1428-1442
[PubMed]  
[17] Elliot M.A., Bibb M.J., Buttner M.J., Leskiw B.K.: BldD is a direct regulator of key developmental genes in Streptomyces coelicolor A3(2). Mol. Microbiol., 2001; 40: 257-269
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[18] Elliot M.A., Talbot N.J.: Building filaments in the air: aerial morphogenesis in bacteria and fungi. Curr. Opin. Microbiol., 2004; 7: 594-601
[PubMed]  
[19] Figge R.M., Easter J. Gober, J.W.: Productive interaction between the chromosome partitioning proteins, ParA and ParB, is required for the progression of the cell cycle in Caulobacter crescentus. Mol. Microbiol., 2003; 47: 1225-1237
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[20] Flardh K.: Growth polarity and cell division in Streptomyces. Curr. Opin. Microbiol., 2003; 6: 564-571
[PubMed]  
[21] Flardh K.: Essential role of DivIVA in polar growth and morphogenesis in Streptomyces coelicolor A3(2). Mol. Microbiol., 2003; 49: 1523-1536
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[22] Flardh K., Findlay K.C., Chater K.F: Association of early sporulation genes with suggested developmental decision points in Streptomyces coelicolor A3(2). Microbiology, 1999; 145: 2229-2243
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[23] Flardh K., Leibovitz E., Buttner M.J., Chater K.F.: Generation of a non-sporulating strain of Streptomyces coelicolor A3(2) by the manipulation of a developmentally controlled ftsZ promoter. Mol. Microbiol., 2000; 38: 737-749
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[24] Flärdh K., van Wezel G.P.: Cell division during growth and development of Streptomyces. In Recent Developments in Bacteriology, 2003; Pandalai, S.G. (ed.). Trivandrum: Transworld Research Network
[PubMed]  
[25] Fogel M.A., Waldor M.K.: A dynamic, mitotic-like mechanism for bacterial chromosome segregation. Genes Dev., 2006; 20: 3269-3282
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[26] Gerdes K., Moller-Jensen J. Bugge Jensen R. Plasmid and chromosome partitioning: surprises from phylogeny. Mol. Microbiol., 2000; 37: 455-466
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[27] Glaser P., Sharpe M.E., Raether B., Perego M., Ohlsen K., Errington J.: Dynamic, mitotic-like behavior of a bacterial protein required for accurate chromosome partitioning. Genes Dev., 1997; 11:1160-1168
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[28] Grantcharova N., Lustig U. Flardh K.: Dynamics of FtsZ assembly during sporulation in Streptomyces coelicolor A3(2). J. Bacteriol., 2005; 187: 3227-3237
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[29] Grantcharova N., Ubhayasekera W., Mowbray S.L., McCormick J.R., Flardh K.: A missense mutation in ftsZ differentially affects vegetative and developmentally controlled cell division in Streptomyces coelicolor A3(2). Mol. Microbiol., 2003; 47: 645-656
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[30] Hayes F., Barilla D.: Assembling the bacterial segrosome. Trends Biochem. Sci., 2006; 31: 247-250
[PubMed]  
[31] Hopwood D.: Genetic analysis and genome structure in Streptomyces coelicolor. Bacteriol. Rev., 1967; 31: 373-403
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[32] Hopwood D.A.: Soil to genomics: the Streptomyces chromosome. Annu. Rev. Genet., 2006; 40: 1-23
[PubMed]  
[33] Hopwood D.A., Chater K.F., Bibb M.J.: Genetics of antibiotic production in Streptomyces coelicolor A3(2), a model streptomycete. Biotechnology, 1995; 28: 65-102
[PubMed]  
[34] Hu Z., Lutkenhaus J.: A conserved sequence at the C-terminus of MinD is required for binding to the membrane and targeting MinC to the septum. Mol. Microbiol., 2003; 47: 345-355
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[35] Ikeda H., Ishikawa J., Hanamoto A., Shinose M., Kikuchi H., Shiba T., Sakaki Y., Hattori M. Omura S.: Complete genome sequence and comparative analysis of the industrial micro-organism Streptomyces avermitilis. Nat. Biotechnol., 2003; 21: 526-531
[PubMed]  
[36] Ireton K., Gunther N.W. 4th, Grossman A.D.: spo0J is required for normal chromosome segregation as well as the initiation of sporulation in Bacillus subtilis. J. Bacteriol., 1994; 176: 5320-5329
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[37] Jakimowicz D., Brzostek A., Rumijowska-Galewicz A., Żydek P., Dołzbłasz A., Smulczyk-Krawczyszn A., Zimniak T., Wojtasz L., Zawilak-Pawlik A., Kois A., Dziadek J., Zakrzewska-Czerwińska J.: Characterization of the mycobacterial chromosome segregation protein, ParB and identification of its target in M. smegmatis. Microbiology, 2007, w druku
[38] Jakimowicz D., Chater K., Zakrzewska-Czerwinska J.: The ParB protein of Streptomyces coelicolor A3(2) recognizes a cluster of parS sequences within the origin-proximal region of the linear chromosome. Mol. Microbiol., 2002; 45: 1365-1377
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[39] Jakimowicz D., Gust B., Zakrzewska-Czerwinska J., Chater K.F.: Developmental-stage-specific assembly of ParB complexes in Streptomyces coelicolor hyphae. J. Bacteriol., 2005; 187: 3572-3580
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[40] Jakimowicz D., Mouz S., Zakrzewska-Czerwinska J., Chater K.F.: Developmental control of a parAB promoter leads to formation of sporulation-associated ParB complexes in Streptomyces coelicolor. J. Bacteriol., 2006; 188: 1710-1720
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[41] Jakimowicz D., Zydek P., Kois A., Zakrzewska-Czerwinska J., Chater K.F.: Alignment of multiple chromosomes along helical ParA scaffolding in sporulating Streptomyces hyphae. Mol. Microbiol., 2007; 65: 625-641
[PubMed]  
[42] Kelemen G.H., Brown G.L., Kormanec J., Potuckova L., Chater K.F., Buttner M.J.: The positions of the sigma-factor genes, whiG and sigF, in the hierarchy controlling the development of spore chains in the aerial hyphae of Streptomyces coelicolor A3(2).Mol. Microbiol., 1996; 21: 593-603
[PubMed]  
[43] Kelemen G.H., Buttner M.J.: Initiation of aerial mycelium formation in Streptomyces. Curr. Opin. Microbiol., 1998; 1: 656-662
[PubMed]  
[44] Kieser T., Bibb M.J., Buttner M.J., Chater K.F., Hopwood D.A.: Practical Streptomyces Genetics, 2000. Norwich: The John Innes Foundation
[45] Kim H.J., Calcutt M.J., Schmidt F.J., Chater K.F.: Partitioning of the linear chromosome during sporulation of Streptomyces coelicolor A3(2) involves an oriC-linked parAB locus. J. Bacteriol., 2000; 182: 1313-1320
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[46] Lasocki K., Bartosik A.A., Mierzejewska J., Thomas C.M., Jagura-Burdzy G.: Deletion of the parA (soj) homologue in Pseudomonas aeruginosa causes ParB instability and affects growth rate, chromosome segregation, and motility. J. Bacteriol., 2007; 189: 5762-5772
[PubMed]  
[47] Lee P.S., Grossman A.D.: The chromosome partitioning proteins Soj (ParA) and Spo0J (ParB) contribute to accurate chromosome partitioning, separation of replicated sister origins, and regulation of replication initiation in Bacillus subtilis. Mol. Microbiol., 2006; 60: 853-869
[PubMed]  
[48] Lee P.S., Lin D.C., Moriya S., Grossman A.D.: Effects of the chromosome partitioning protein Spo0J (ParB) on oriC positioning and replication initiation in Bacillus subtilis. J. Bacteriol., 2003; 185: 1326-1337
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[49] Lemon K.P., Grossman A.D.: Movement of replicating DNA through a stationary replisome. Mol. Cell., 2000; 6: 1321-1330
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[50] Leonard T.A., Butler P.J., Lowe J.: Structural analysis of the chromosome segregation protein Spo0J from Thermus thermophilus. Mol. Microbiol., 2004; 53: 419-432
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[51] Leonard T.A., Butler P.J., Lowe J.: Bacterial chromosome segregation: structure and DNA binding of the Soj dimmer - a conserved biological switch. EMBO J., 2005; 24: 270-282
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[52] Leonard T.A., Moller-Jensen J., Lowe J.: Towards understanding the molecular basis of bacterial DNA segregation. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci., 2005; 360: 523-535
[PubMed]  
[53] Leskiw B.K., Lawlor E.J., Fernandez-Abalos J.M., Chater K.F.: TTA codons in some genes prevent their expression in a class of developmental, antibioticnegative, Streptomyces mutants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1991; 88; 2461-2465
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[54] Lewis P.J., Errington J.: Direct evidence for active segregation of oriC regions of the Bacillus subtilis chromosome and co-localization with the Spo0J partitioning protein. Mol. Microbiol., 1997; 25: 945-954
[PubMed]  
[55] Lewis R.A., Bignell C.R., Zeng W., Jones A.C., Thomas C.M.: Chromosome loss from par mutants of Pseudomonas putida depends on growth medium and phase of growth. Microbiology, 2002; 148: 537-548
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[56] Lin D.C., Grossman A.D.: Identification and characterization of a bacterial chromosome partitioning site. Cell, 1998; 92: 675-685
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[57] Lin D.C., Levin P.A., Grossman A.D.: Bipolar localization of a chromosome partition protein in Bacillus subtilis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997; 94: 4721-4726
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[58] Lowe J., van den Ent F., Amos L.A.: Molecules of the bacterial cytoskeleton. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct., 2004; 33: 177-198
[PubMed]  
[59] Margolin W.: Spatial regulation of cytokinesis in bacteria. Curr. Opin. Microbiol., 2001; 4: 647-652
[PubMed]  
[60] Margolin W.: FtsZ and the division of prokaryotic cells and organelles. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol., 2005; 6: 862-871
[PubMed]  
[61] Marston A.L., Errington J.: Dynamic movement of the ParA-like Soj protein of B. subtilis and its dual role in nucleoid organization and developmental regulation. Mol. Cell., 1999; 4: 673-682
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[62] McCormick J.R., Su E.P., Driks A., Losick R.: Growth and viability of Streptomyces coelicolor mutant for the cell division gene ftsZ. Mol. Microbiol., 1994; 14: 243-254
[PubMed]  
[63] Michie K.A., Lowe J.: Dynamic filaments of the bacterial cytoskeleton. Annu. Rev. Biochem., 2006; 75: 467-492
[PubMed]  
[64] Miguelez E.M., Rueda B., Hardisson C., Manzanal M.B.: Nucleoid partitioning and the later stages of sporulation septum synthesis are closely associated events in the sporulating hyphae of Streptomyces carpinensis. FEMS Microbiol. Lett., 1998; 159: 59-62
[65] Mohl D.A., Easter J. Jr, Gober, J.W.: The chromosome partitioning protein, ParB, is required for cytokinesis in Caulobacter crescentus. Mol. Microbiol., 2001; 42: 741-755
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[66] Mohl D.A. Gober J.W.: Cell cycle-dependent polar localization of chromosome partitioning proteins in Caulobacter crescentus. Cell, 1997; 88: 675-684
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[67] Nodwell J.R., Losick R.: Purification of an extracellular signaling molecule involved in production of aerial mycelium by Streptomyces coelicolor. J. Bacteriol., 1998; 180: 1334-1337
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[68] Noens E.E., Mersinias V., Traag B.A., Smith C.P., Koerten H.K., van Wezel G.P.: SsgA-like proteins determine the fate of peptidoglycan during sporulation of Streptomyces coelicolor. Mol. Microbiol., 2005; 58: 929-944
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[69] Ogura Y., Ogasawara N., Harry E.J., Moriya S.: Increasing the ratio of Soj to Spo0J promotes replication initiation in Bacillus subtilis. J. Bacteriol., 2003; 185: 6316-6324
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[70] Prosser J.I., Tough A.J.: Growth mechanics and growth kinetics of filamentous microorganisms. Crit. Rev. Biotechnol., 1991; 10: 253-274
[PubMed]  
[71] Rodionov O., Lobocka M., Yarmolinsky M.: Silencing of genes flanking the P1 plasmid centromere. Science, 1999; 283: 546-549
[PubMed]  
[72] Ruban-Osmialowska B., Jakimowicz D., Smulczyk-Krawczyszyn A., Chater K.F., Zakrzewska-Czerwinska J.: Replisome localization in vegetative and aerial hyphae of Streptomyces coelicolor. J. Bacteriol., 2006; 188: 7311-7316
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[73] Schrempf H.: The Family Streptomycetaceae, Part II: Molecular Biology in Prokaryotes, 3 2006; Chapter 1.1.8: 605-622
[74] Schwedock J., McCormick J.R., Angert E.R., Nodwell J.R., Losick R.: Assembly of the cell division protein FtsZ into ladder-like structures in the aerial hyphae of Streptomyces coelicolor. Mol. Microbiol., 1997; 25: 847-858
[PubMed]  
[75] Sonenshein A.L.: Endospore-forming bacteria: an overview. Prokaryotic Development 2000. ASM Press: 133-150
[76] Strunnikov A.V.: SMC complexes in bacterial chromosome condensation and segregation. Plasmid, 2006; 55: 135-144
[PubMed]  
[77] van Wezel G.P., van der Meulen J., Kawamoto S., Luiten R.G., Koerten H.K., Kraal B.: ssgA is essential for sporulation of Streptomyces coelicolor A3(2) and affects hyphal development by stimulating septum formation. J. Bacteriol., 2000; 182: 5653-5662
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[78] van Wezel G.P., Vijgenboom E.: Novel aspects of signaling in Streptomyces development. Adv. Appl. Microbiol., 2004; 56: 65-88
[PubMed]  
[79] Viollier P.H., Thanbichler M., McGrath P.T., West L., Meewan M., McAdams H.H., Shapiro L.: Rapid and sequential movement of individual chromosomal loci to specific subcellular locations during bacterial DNA replication. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2004; 101: 9257-9262
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[80] Wang L., Yu Y., He X., Zhou X,. Deng Z., Chater K.F., Tao M.: Role of an FtsK-like protein in genetic stability in Streptomyces coelicolor A3(2). J. Bacteriol., 2007; 189: 2310-2318
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[81] Webb C.D., Teleman A., Gordon S., Straight A., Belmont A., Lin D.C., Grossman A.D., Wright A., Losick R.: Bipolar localization of the replication origin regions of chromosomes in vegetative and sporulating cells of B. subtilis. Cell, 1997; 88: 667-674
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[82] Weiss D.S.: Bacterial cell division and the septal ring. Mol. Microbiol. 2004; 54: 588-597
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[83] Wildermuth H., Hopwood D.A.: Septation during sporulation in Streptomyces coelicolor. J. Gen. Microbiol., 1970; 60: 51-59
[PubMed]  
[84] Willey J., Schwedock J., Losick R.: Multiple extracellular signals govern the production of a morphogenetic protein involved in aerial mycelium formation by Streptomyces coelicolor. Genes Dev., 1993; 7: 895-903
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[85] Yang M.C., Losick R.: Cytological evidence for association of the ends of the linear chromosome in Streptomyces coelicolor. J. Bacteriol., 2001; 183: 5180-5186
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]