Postepy Hig Med Dosw. (online), 2013; 67: 1300-1311
Review
Full Text PDF  

Oporność Pseudomonas aeruginosa na antybiotyki
Resistance of Pseudomonas aeruginosa to antibiotics
Katarzyna Wolska, Barbara Kot, Małgorzata Piechota, Aneta Frankowska
Zakład Mikrobiologii, Instytut Biologii Uniwersytetu Przyrodniczo-Humanistycznego w Siedlcach
Adres do korespondencji
dr Katarzyna Wolska, Zakład Mikrobiologii, Instytut Biologii, Wydział Przyrodniczy, Uniwersytet Przyrodniczo-Humanistyczny w Siedlcach, ul. Prusa 12, 08-110 Siedlce, e-mail: kwolska@uph.edu.pl

Otrzymano:  2012.06.18
Zaakceptowano:  2013.09.20
Opublikowano:  2013.12.16

Streszczenie
Największym problemem w leczeniu zakażeń szpitalnych jest narastająca lekooporność, wywołujących je drobnoustrojów, ograniczająca liczbę skutecznych antybiotyków. Pałeczki Pseudomonas aeruginosa są przyczyną wielu groźnych zakażeń szpitalnych występujących głównie u pacjentów z grup wysokiego ryzyka. Najbardziej narażeni są chorzy z obniżo­ną odpornością, a także z rozległymi ranami chirurgicznymi i oparzeniowymi. Zakażenia mają najczęściej charakter zakażeń wtórnych wywołanych przez szczepy wielolekooporne.
W związku z dużą aktywnością przeciwbakteryjną antybiotyki beta-laktamowe, aminogliko­zydy i fluorochinolony są lekami powszechnie stosowanymi w szpitalach, zarówno w profi­laktyce, jak i leczeniu zakażeń P. aeruginosa. Jednak nieracjonalne ich stosowanie wiąże się z selekcją i rozprzestrzenianiem szczepów opornych na te antybiotyki. Oporność P. aeruginosa na antybiotyki jest wypadkową wielu niezależnych od siebie współwystępujących mechani­zmów. Są to przede wszystkim: zmniejszenie przepuszczalności osłon komórkowych, rozwój systemu efflux i wytwarzanie enzymów rozkładających oraz inaktywujących antybiotyki. W pracy zwrócono szczególną uwagę na określenie mechanizmów oporności odpowiedzial­nych za to zjawisko.
Słowa kluczowe: aminoglikozydy • beta-laktamy • chinolony • oporność • Pseudomonas aeruginosa


Summary
The main problem in the treatment of nosocomial infections is the increasing drug re­sistance of microorganisms that cause them, limiting the number of effective antibiot­ics. Pseudomonas aeruginosa bacilli are the cause of many serious hospital-acquired infec­tions occurring primarily in patients within high-risk groups. The most vulnerable are those with weakened immune systems, as well as those with extensive surgical wounds and burn wounds. Infections are usually of the nature of secondary infections, caused by multidrug strains.
Due to the high antimicrobial activity, beta-lactams, aminoglycosides and quinolones are drugs commonly used in hospitals, both in prevention and treatment of infections with P. aeruginosa. However, their irrational use is associated with selection and spread of strains resistant to these antibiotics. Resistance of P. aeruginosa to antibiotics is the result of a number of independent co-occurring mechanisms. These are: reducing the membrane permeability, the efflux system, and production of enzymes inactivating and degrading antibiotics. The paper devotes special attention to the determination of resistance mecha­nisms responsible for this phenomenon.
Key words: aminoglycosides • beta-lactams • Pseudomonas aeruginosa • quinolone • resistance




Wykaz skrótów:
AAC - acetylotransferaza aminoglikozydowa (aminoglycoside acetylotransferase); AmpC - beta­-laktamaza klasy C wg Amblera (beta-lactamase class C according to Ambler); ANT - nukleotydo­transferaza aminoglikozydowa (aminoglycoside nucleotydyltransferase), APH - fosfotransferaza aminoglikozydowa (aminoglycoside phosphotransferase); CCOS - szczepy wrażliwe jedynie na kolistynę i karbapenemy (colistin-carapenem-only-sensitive strains); CF - mukowiscydoza (cystic fibrosis); COS - szczepy wrażliwe jedynie na kolistynę (colistin-only-sensitive strains); EDTA - kwas etylenodiamninotetraoctowy (etylenediamintetraacetic acid); ESBL - enzymy o rozszerzonym zakresie substratowym (extended spectrum of beta-lactamases); LPS - lipopolisacharyd (lipopo­lysaccharide); MBL - metalo-beta-laktamaza (metalo-beta-lactamase); Mex - system efflux MDR (multidrug efflux systems); MIC - minimalne stężenie hamujące (minimal inhibitory concentration); Opr - białko porynowe (outer protein); PBP - białko wiążące penicylinę (protein binding penicillin); PDR - szczepy oporne na wszystkie antybiotyki (pandrug resistant strains).
Wprowadzenie
Pseudomonas aeruginosa to oksydazododatnie, niefer­mentujące laktozy, o małych wymaganiach odżywczych Gram-ujemne pałeczki. Wykazują zdolność przeżycia w różnych, niekiedy skrajnych warunkach; pałeczki P. aeru­ginosa wzrastają w środowisku ubogim w składniki odżyw­cze (woda destylowana) i w szerokim zakresie temperatur (4-44°C). Izolowano je z wód głębinowych kopalni węgla i wody morskiej o znacznym zasoleniu. Identyfikacja fe­notypowa tego gatunku jest prosta, ponieważ pałeczki P. aeruginosa wytwarzają barwnik fenazynowy zwany pio­cyjaniną o barwie niebieskiej. P. aeruginosa jest oportuni­stycznym patogenem, który rzadko wywołuje zakażenia u osób zdrowych (np. wrzodziejące zapalenie rogówki oka, złośliwe zapalenie ucha zewnętrznego - „ucho pływaka"). Zakażenia dotyczą przeważnie pacjentów hospitalizowa­nych w oddziałach: intensywnej terapii, oparzeniowym i chirurgicznym [32]. Najbardziej narażeni na zakażenie P. aeruginosa są pacjenci z mukowiscydozą (CF - cystic fi­brosis), neutropenią, immunosupresją lub uszkodzonymi barierami anatomicznymi [28]. Kolonizacja u pacjentów pałeczek P. aeruginosa wzrasta wraz z czasem hospitalizacji chorych i może wynosić nawet 81% [49]. Skolonizowani chorzy są ważnym źródłem rozprzestrzeniania się tych bakterii w środowisku szpitalnym. Rezerwuarem pałeczek P. aeruginosa w szpitalach są miejsca wilgotne, w których może dojść do zanieczyszczenia sprzętu szpitalnego, de­zynfektantów, leków i płynów infuzyjnych [32].
Zakres szpitalnych zakażeń P. aeruginosa u człowieka jest rozległy, od powierzchownych do szybko postępującej sepsy. Pałeczki P. aeruginosa są odpowiedzialne za szpitalne zakażenia układu oddechowego (pacjenci intubowani oraz chorzy z zapaleniem płuc, u których stosuje się sztuczną, długotrwałą wentylację), układu moczowego, głównie u pacjentów z założonym na stałe cewnikiem moczowym, ran (szczególnie chorzy oparzeni), zakażenia pacjentów po zabiegach operacyjnych i z założonymi cewnikami na­czyniowymi oraz zakażenia pacjentów z nowotworami [32]. Pałeczki P. aeruginosa mają wiele czynników zjadli­wości, wśród nich wyróżnia się związane z powierzchnią komórki bakteryjnej: lipopolisacharydy (LPS), fimbrie, rzęski, śluz, lektyny oraz uwalniane na zewnątrz komórki: egzotoksynę A, egzoenzym S, T, U i Y, alkaliczną proteazę, proteazę typu IV, elastazę typu A i B, neuraminidazę, fos­folipazę hemolityczną i niehemolityczną oraz barwnik piocyjaninę. Każdy z tych czynników wirulencji wywo­łuje inne objawy patologiczne w zależności od miejsca anatomicznego, w którym przebiega proces zapalny oraz wpływa, poprzez różnorodne mechanizmy, na supresję układu immunologicznego gospodarza [32,49,79]. Pałeczki P. aeruginosa charakteryzuje duża naturalna oporność oraz zdolność nabywania nowych mechanizmów oporności na antybiotyki. Różnorodność mechanizmów oporności u bakterii P. aeruginosa czyni je trudnymi do eradykacji ze środowiska szpitalnego. Stąd śmiertelność pacjentów związana z zakażeniami P. aeruginosa jest wysoka w po­równaniu z zakażeniami o innej etiologii [16].
Oporność P. aeruginosa na antybiotyki
Oporność pałeczek P. aeruginosa na antybiotyki jest uwa­runkowana współwystępowaniem kilku niezależnych od siebie mechanizmów, m.in. aktywnego usuwania anty­biotyku z komórki, tzw. systemem efflux (efflux pumps of multi-drug resistance), zmniejszonej przepuszczalności błony zewnętrznej i inaktywacji enzymatycznej antybio­tyku. Oprócz oporności naturalnej, u szczepów P. aerugino­sa łatwo dochodzi do rozwoju oporności nabytej w wyniku mutacji genów kodowanych chromosomalnie oraz przez nabywanie genów oporności na antybiotyki w procesie zwanym horyzontalny transfer genów [53].
Do czynników przeciwbakteryjnych o znacznej aktywno­ści wobec P. aeruginosa zalicza się następujące antybioty­ki: karboksypenicyliny, ureidopenicyliny, cefalosporyny, monobaktamy, karbapenemy, aminoglikozydy i fluoro­chinolony [21].
Piperacylina i tikarcylina (ureidopenicyliny) są często sto­sowane w terapii zakażeń wywołanych przez te bakterie, chociaż tikarcylina w zakażeniach P. aeruginosa jest mniej aktywna niż piperacylina. Mimo że większość cefalospo­ryn jest nieskutecznych wobec tego patogenu, to jednak ceftazydym (III generacja cefalosporyn) i cefepim (IV ge­neracja cefalosporyn), charakteryzują się potencjalnie dużą aktywnością w stosunku do szczepów klinicznych P. aeruginosa. Analiza wrażliwości szczepów P. aeruginosa izolowanych w Wojewódzkim Szpitalu Specjalistycznym im. L. Rydygiera w Krakowie w 2005 roku wykazała naj­większą skuteczność in vitro ceftazydymu. Brak aktywno­ści antybiotyku odnotowano tylko u 4,5% szczepów [63]. Oporność P. aeruginosa na ceftazydym występuje jedynie w oddziałach szpitalnych, gdzie antybiotyk jest nagmin­nie stosowany, to jest w oddziałach leczących chorych z CF, chorych hematologicznych, oparzonych oraz w od­działach intensywnej terapii [21]. Ciągle jednak odsetki szczepów P. aeruginosa opornych na ceftazydym nie są wy­sokie. W leczeniu zakażeń o etiologii P. aeruginosa można stosować aztreonam (monobaktam), który w odróżnieniu od penicylin nie wykazuje reakcji alergicznych. Doskona­łym antybiotykiem w leczeniu zakażeń wywołanych przez wielolekooporne szczepy (MDR - multidrug resistant stra­ins) P. aeruginosa wytwarzające beta-laktamazy pozostają karbapenemy. Spośród tej grupy antybiotyków, merope­nem wykazuje nieznacznie większą skuteczność niż imi­penem. Z fluorochinolonów wymienia się ciprofloksacynę, lewofloksacynę i gatifloksacynę, ale najlepszą aktywność wobec P. aeruginosa ma ciprofloksacyna. Antybiotykami aktywnymi wobec P. aeruginosa są także aminoglikozydy: gentamycyna, tobramycyna i amikacyna [32]. W związku z tym, że amikacyna jest słabym substratem dla enzymów modyfikujących aminoglikozydy, dlatego wykazuje zwy­kle lepszą aktywność niż inne leki z tej grupy [85]. Uważa się, że leczenie skojarzone np. cefalosporyny o szerokim zakresie działania i aminoglikozydy (amikacyna), w mniej­szym stopniu wpływa na rozwój oporności niż stosowanie jednego antybiotyku. Mimo to liczba szczepów niewraż­liwych na te antybiotyki wzrasta [56] do tego stopnia, że wykorzystuje się polimyksyny, leki, których stosowanie jest ograniczone ze względu na działanie nefro- i neuro­toksyczne. Z grupy tych antybiotyków w leczeniu zaka­żeń wywołanych wielolekoopornymi szczepami P. aerugi­nosa stosuje się przede wszystkim kolistynę. Jednak i na ten antybiotyk notuje się rozwój i rozprzestrzenianie się szczepów opornych [22,58]. Mechanizmem oporności P. aeruginosa na polimyksyny jest nadmierne wytwarzanie białka porynowego błony zewnętrznej - OprH, blokują­cego wychwyt antybiotyku [22].
Chociaż większość szczepów pozostaje wrażliwa na lecze­nie antybiotykami i antybiotykooporność dotyczy nielicz­nej grupy szczepów, to niepokoi to, że grupa ta powiększa się. Badania, które były przeprowadzone na prawie 14 tys. szczepów izolowanych od pacjentów oddziału intensyw­nej terapii w USA, wskazują na wzrost liczby szczepów wielolekoopornych P. aeruginosa, z 4 w 1993 r. do 14% w 2002 roku [64]. W latach 2005-2006 w grupie 448 szczepów izolowanych od pacjentów szpitala dziecięcego w Chinach stwierdzono 24,1% szczepów MDR [18]. W piśmiennic­twie występuje kilka definicji szczepów MDR P. aeruginosa. Karlovsky i wsp. [46] oraz Obritisch i wsp. [64] określają szczepy MDR jako oporne na trzy lub więcej następujących antybiotyków: ceftazydym, ciprofloksacyna, gentamycy­na, tobramycyna i imipenem. Według Hausera i Srirama [32] szczepy MDR są oporne na piperacylinę, ceftazydym, imipenem, gentamycynę i ciprofloksacynę. Inni autorzy podają, że są to szczepy niewrażliwe na 5 spośród 7 grup antybiotyków: penicyliny (karboksypenicyliny, ureidope­nicyliny), cefalosporyny III generacji, monobaktamy, kar­bapenemy, fluorochinolony, aminoglikozydy i polimyksy­ny (kolistyna) [23]. Zdaniem tych autorów szczepy MDR są wrażliwe jedynie na kolistynę i karbapenemy (CCOS - co­listin-carbapenem-only-sensitive). Szczepy zdefiniowane jako wrażliwe na kolistynę (COS - colistin-only-sensitive) są oporne na wszystkie antybiotyki z wyjątkiem kolistyny. Natomiast szczepy PDR (pandrug resistant) określane są jako oporne na 7 grup antybiotyków łącznie z kolistyną. Inni autorzy definiują szczepy MDR jako te, które są opor­ne na trzy lub więcej antybiotyków, np.: amikacyna, cefe­pim, piperacylina z tazobaktamem, tikarcylina z kwasem klawulanowym oraz tobramycyna, i wskazują 29,5% takich szczepów izolowanych od pacjentów hospitalizowanych w oddziale intensywnej terapii [25].
Naturalna oporność P. aeruginosa na antybiotyki
Wszystkie szczepy P. aeruginosa niezależnie od źródła izo­lacji mają ten sam fenotyp naturalnej oporności na an­tybiotyki (penicylina G, aminopenicyliny, cefalosporyny I i II generacji, makrolidy, tetracykliny, chloramfenikol, chinolony, sulfonamidy, trimetoprim). Za to zjawisko od­powiadają trzy mechanizmy oporności [40,85]:
• zaburzenie barier przepuszczalności (zamknięcie kana­łów porynowych, przez które antybiotyk wnika do ko­mórki),
• aktywne usuwanie antybiotyku z komórki (system ef­flux MDR),
• enzymy rozkładające bądź modyfikujące antybiotyki.
Wykazano, że za niewielką przepuszczalność błony ze­wnętrznej P. aeruginosa odpowiada białko porynowe OprF, przez które mogą wnikać tylko niskocząsteczkowe związki o wielkości 5 tys. Da (1/100 przepuszczalności błony ze­wnętrznej Escherichia coli) [85]. Zdecydowanie większą rolę w rozwoju naturalnej oporności odgrywa wypompowywa­nie antybiotyku poza komórkę, czyli tzw. systemy efflux (błonowe białka transportowe). Są one stałym elementem komórki nabytym podczas rozwoju ewolucyjnego bakterii, a nie konsekwencją stosowania antybiotyków. Obecne we wszystkich drobnoustrojach, a ich liczba w komórce jest wprost proporcjonalna do wielkości genomu. Transpor­tery pałeczek P. aeruginosa należą do rodziny RND (resi­stance-nodulation-division) i grupy Mex (broadly-spe­cific multidrug efflux systems). Jako źródło energii do aktywnego eksportu leków z komórki wykorzystują siłę protonomotoryczną. „Pompy" wielolekowe są kodowane przez geny chromosomalne. Każdy system aktywnie usu­wa antybiotyki z komórki bakteryjnej należące do różnych grup chemicznych. Najlepiej poznanymi są: MexAB-OprM, MexCD-OprJ, MexEF-OprN, MexXY-OprM, MexGMI-OpD i MexVW. Zwłaszcza trzy pierwsze odgrywają istotną rolę w oporności P. aeruginosa na antybiotyki [1,40,53,90].
Szczepy P. aeruginosa zawierają chromosomalny gen kodu­jący beta-laktamazę typu AmpC, należącą do struktural­nej klasy C wg Amblera i funkcjonalnej grupy 1 wg Bush. Enzym występuje u pałeczek z rodziny Enterobacteriaceae oraz pałeczek niefermentujących i wykazuje aktywność wobec cefalosporyn III generacji. Ekspresja beta-laktama­zy jest indukowana przez niektóre beta-laktamy, głów­nie cefoksytynę i imipenem. Aktywność cefalosporynazy AmpC nie jest hamowana przez inhibitory beta-laktamaz (kwas klawulanowy, sulbaktam, tazobaktam) [53,85].
Nabyta oporność P. aeruginosa na antybiotyki
Nabyta oporność może być wynikiem mutacji lub naby­wania genów oporności [53]. Mutacje genów odgrywają decydującą rolę w środowisku, w którym nie dochodzi do kontaktu komórek bakteryjnych, natomiast horyzontalny transfer genów między szczepami tego samego gatunku bakterii, różnymi gatunkami, a także rodzajami czy ro­dzinami zachodzi w ekosystemach bogatych w drobno­ustroje [66].
Oporność na beta-laktamy
Antybiotyki beta-laktamowe stanowią najliczniejszą i naj­częściej stosowaną w terapii grupę antybiotyków. Docelo­wym miejscem wiązania beta-laktamów są białka wiążące penicylinę (PBP - protein binding penicillin). Mutacje w PBP prowadzą do utraty powinowactwa antybiotyku do miejsca działania [21]. Chociaż zmiany w białkach wią­żących penicylinę, głównie PBP-1 i PBP-3 są związane z opornością na beta-laktamy u P. aeruginosa, to liczba do­niesień, których autorzy opisują ten typ mutantów wśród klinicznych szczepów, jest niewielka [52]. Świadczy to o tym, że zmiany w PBP odgrywają drugorzędną rolę w roz­woju oporności P. aeruginosa na te leki.
Pałeczki P. aeruginosa zawierają chromosomalną cefalo­sporynazę typu AmpC, która jest wytwarzana jedynie w obecności antybiotyku (indukcja). Niebezpieczna sytu­acja pojawia się, gdy dochodzi do derepresji kodującego go genu, polegającej na ciągłym wytwarzaniu beta-lak­tamazy na wysokim poziomie (bez konieczności indukcji przez antybiotyk). Mutanty nadmiernie wytwarzające ten enzym wykazują oporność na cefalosporyny I, II i III generacji, wszystkie penicyliny, w tym z inhibitorami oraz na aztreonam. Derepresja tej beta-laktamazy spo­wodowała znamienny wzrost zakażeń wywołanych przez P. aeruginosa. Całkowita derepresja genu ampC u P. aerugi­nosa występuje znacznie rzadziej niż wśród pałeczek z ro­dziny Enterobacteriaceae [62]. Często natomiast stwierdza się derepresję częściową wywołaną przez kompleksową regulację ekspresji genu ampC [30]. Liczne czynniki trans­krypcyjne, w skład których wchodzą ampR, ampDE, ampG oraz trzy różne geny ampD pośredniczą w tej regulacji. Uważa się, że wysoki poziom ekspresji ampC jest wyni­kiem 3-stopniowego mechanizmu obejmującego mutacje w trzech genach kodujących beta-laktamazę. Ekspresja ampC jest skoordynowana z represją trzech homologów ampD (ampD, ampDh2, ampDh3). Pierwszy etap obejmuje ekspresję indukowaną, która występuje powszechnie u dzikich szczepów P. aeruginosa i odpowiada za natural­ną oporność. Drugi etap to ekspresja hiperindukowana charakteryzująca się opornością P. aeruginosa na beta­-laktamy (pojedyncze mutanty ampD); kolejny wysoki poziom ekspresji hiperindukcyjnej o znacznej oporno­ści na beta-laktamy, charakterystyczny dla szczepów klinicznych (podwójne mutanty ampDampDh2) i ostatni bardzo wysoki poziom, ponad tysiąc razy większy w po­równaniu do dzikiego szczepu, ekspresji derepresyjnej (potrójne mutanty ampDampDh2ampDh3) [45]. Nadmier­ne wytwarzanie AmpC jest najczęstszym mechanizmem prowadzącym do oporności P. aeruginosa na penicyliny (piperacylina, tikarcylina) i cefalosporyny (ceftazydym, cefepim) [5,44]. Jest to także ważny mechanizm (73% szczepów MDR) odpowiedzialny za zmniejszenie wrażli­wości klinicznych szczepów P. aeruginosa na meropenem (MIC 4 µg/ml) [34]. Istotną przyczyną nadekspresji AmpC u szczepów klinicznych tego gatunku jest inaktywacja ampD albo przez mutacje, albo przez insercję dodatkowej sekwencji DNA [5,43].
Mutanty szczepów P. aeruginosa wykazujące wzrost eks­presji AmpC, bardzo często jednocześnie charakteryzują się nadmiernym wytwarzaniem białek transportowych [92]. U szczepów klinicznych P. aeruginosa opisano liczne systemy MDR usuwające beta-laktamy i biorące udział w oporności nabytej na te antybiotyki [1,53]. Stwierdzono, np. nadmierne wytwarzanie systemu MexAB-OprM i Me­xXY [35]. Livermoore [53] wymienia dodatkowo system MexCD-OprJ istotny w nabywaniu oporności na antybioty­ki beta-laktamowe. Wśród 11 i 36% szczepów P. aeruginosa izolowanych z krwi wykazano nadekspresję odpowiednio systemu efflux MexAB-OprM i Mex XY-OprM. Były one odpowiedzialne za oporność na tikarcylinę u szczepów P. aeruginosa izolowanych z 13 szpitali we Francji [12]. Stała nadekspresja cefalosporynazy C i systemu MexXY-OprM u szczepów P. aeruginosa wywołujących bakteriemię, wpły­nęła na oporność szczepów nie tylko na liczne beta-lak­tamy, m.in. cefalosporyny III generacji oraz cefepim, ale również na fluorochinolony i aminoglikozydy [35].
Oprócz nadmiernego wytwarzania systemu efflux MDR i enzymu AmpC, zmniejszenie przepuszczalności błony zewnętrznej jest ważnym mechanizmem oporności P. aeruginosa na karbapenemy [77]. Oporność na imipenem jest często związana z mutacjami, które inaktywują gen oprD lub zmniejszają jego ekspresję. Stwierdzono, że utra­ta białka porynowego OprD, biorącego udział w transpor­cie antybiotyku do komórki, jest podstawowym mechani­zmem oporności P. aeruginosa na karbapenemy. Dotyczy to oporności szczepów na imipenem (MIC 8-32 µg/ml) oraz zmniejszonej ich wrażliwości na meropenem (MIC 2-4 µg/ml) [65,85]. Dong i wsp. [18] stwierdzili, że brak genu oprD2 był podstawą oporności szczepów P. aeruginosa izolowanych od chorych dzieci na karbapenemy. Do po­dobnych wniosków doszli Henrichfreise i wsp. [34], któ­rzy zauważyli, że 82% szczepów opornych na imipenem nie wykazywało białka OprD. Stwierdzono związek mię­dzy zmniejszoną regulacją genu oprD i nadekspresją genu mexEF-OprN a opornością szczepów na imipenem [95]. Podobnie rozwój oporności na meropenem P. aeruginosa wymaga dwóch mutacji: nadekspresji systemu wypływu i eliminacji białka OprD [53].
Poza opisanymi czynnikami mającymi wpływ na rozwój naturalnej i nabytej oporności szczepów P. aeruginosa na beta-laktamy, istotne znaczenie ma również horyzontal­ny transfer genów kodujących beta-laktamazy [53,85].
Liczne beta-laktamazy są penicylinazami, ale bez aktyw­ności wobec oksyiminocefalosporyn i karbapenemów. Są to beta-laktamazy typu PSE (Pseudomonas-specific en­zyme) [(PSE-1 (CARB-2), PSE-4 (CARB-1)], najwcześniej odkryte enzymy u P. aeruginosa. Należą do strukturalnej klasy A i funkcjonalnej grupy 2c [8]. Profil substratowy enzymów obejmuje: karboksypenicyliny, ureidopeni­cyliny i cefsulodynę. Są wrażliwe na inhibitory beta­-laktamaz (kwas klawulanowy, tazobaktam, sulbaktam) [85]. PSE-1 jest powszechnie występującą beta-lakta­mazą kodowaną plazmidowo wśród klinicznych szcze­pów P. aeruginosa opornych na beta-laktamy. Ponad 58% szczepów klinicznych izolowanych z francuskich szpitali miało gen blaPSE-1 [6]. Enzym hydrolizuje karbenicylinę i chociaż przypuszczano, że jest swoisty dla P. aeruginosa, okazało się, że jest także rozpowszechniony wśród innych gatunków bakterii [33].
Mutacje punktowe w genach kodujących klasyczne en­zymy, doprowadziły do powstania enzymów o rozszerzo­nym profilu substratowym (ESBL - extended spectrum of beta-lactamases). Są one wytwarzane głównie przez szczepy szpitalne i częstość izolacji tych drobnoustrojów wiązana jest z nadmiernym stosowaniem antybiotyków. Problem ten dotyczy w większym stopniu szpitali specja­listycznych, wykonujących skomplikowane zabiegi tera­peutyczne i badania diagnostyczne [21]. Enzymy ESBL należą do strukturalnej klasy A i funkcjonalnej grupy 2b [8]. Ich obecność warunkuje oporność P. aeruginosa nie tylko na karboksypenicyliny i ureidopenicyliny, ale także na cefalosporyny o szerokim zakresie działania (ceftazy­dym, cefepim, cefpirom) i aztreonam. Wykazują niewiel­kie powinowactwo do karbapenemów. Ich aktywność jest hamowana przez kwas klawulanowy i tazobaktam [85].
Pierwsze enzymy ESBL zidentyfikowano i opisano w latach 90 XX w. Oprócz beta-laktamaz typu TEM i SHV, dobrze poznanych u rodziny Enterobacteriaceae, u P. aeruginosa występują również enzymy typu PER, VEB, GES/IBC i BEL [53,85]. Wykazują małe podobieństwo genetyczne, nato­miast łączy je podobny profil substratowy. Wymienia się różne warianty enzymów typu TEM i SHV. Najważniejsze z nich to beta-laktamazy TEM-21, TEM-24 i SHV-2a. Są one aktywne wobec penicylin, cefalosporyn III i IV generacji oraz monobaktamów. Jest prawdopodobne, że geny bla TEM i bla SHV występujące u P. aeruginosa zostały przeniesione w wyniku transferu horyzontalnego od różnych gatunków enterobakterii [59,61].
Pierwszym zidentyfikowanym i dokładnie scharakteryzo­wanym ESBL u P. aeruginosa był enzym typu PER-1. Jest on częściowo hamowany przez inhibitory beta-laktamaz i imipenem. Enzym jest odpowiedzialny za wysoki poziom oporności P. aeruginosa na ceftazydym. Wykazuje nato­miast małą efektywność wobec piperacyliny oraz brak aktywności wobec karbapenemów [53]. Szczepy klinicz­ne P. aeruginosa wytwarzające enzymy typu PER-1 często izoluje się w Turcji, Włoszech, Belgii i Polsce [85]. W la­tach 1998-1999 zanotowano w OIT szpitala we Włoszech epidemię wywołaną przez szczepy P. aeruginosa oporne na piperacylinę, aztreonam, ceftazydym i cefepim, u których stwierdzono gen blaPER-1 [55].
Po raz pierwszy wyizolowano szczep P. aeruginosa wy­twarzający enzym typu VEB we Francji w 1998 r. Cztery lata później w Tajlandii stwierdzono u 93% szczepów P. aeruginosa izolowanych od chorych hospitalizowanych i opornych na ceftazydym, gen blaVEB-2 [29,85]. Enzymy typu VEB mają taki sam zakres substratowy, jak PER-1.
Beta-laktamaza typu GES (Guiana extended spectrum) po raz pierwszy została wykryta u szczepu klinicznego P. aeruginosa we francuskiej Gujanie [20]. Warianty tego en­zymu (GES-1 i GES-2) stwierdzono także we Francji, Bra­zylii oraz Afryce Pd. GES-1 ma niski poziom aktywności katalitycznej wobec większości substratów i łatwo ulega zahamowaniu w obecności kwasu klawulanowego i imi­penemu. W odróżnieniu od innych ESBL wykazuje duże powinowactwo do cefalosporyn II generacji. Enzym typu GES-2 (pochodna GES-1) ma natomiast swoistość karba­penemazy. Jest 100 razy bardziej efektywny niż GES-1 w hydrolizie imipenemu. Mimo to, jest to znacznie mniej­sza aktywność niż metalo-enzymów klasy B [11,75]. Nowe pochodne GES-1 (GES-5 i GES-9) wykazują większą aktyw­ność wobec penicylin i cefalosporyn o szerokim zakresie działania oraz aztreonamu. Ich aktywność enzymatyczna jest hamowana przez kwas klawulanowy, tazobaktam i imipenem. Gen blaGES-5 jest umiejscowiony w integronie klasy 1, który ma dodatkowo gen aacA4 kodujący opor­ność na aminoglikozydy. Gen blaGES-9 jest również w inte­gronie klasy 1, który ma dwie kopie sekwencji insercyjnej z rodziny IS1111. IBC-2 (obecnie GES-8) to inny wariant enzymu GES-1. Wytwarzanie tej beta-laktamazy skutkuje opornością na ceftazydym i inne oksyiminocefalosporyny. Enzym jest wrażliwy na działanie kwasu klawulanowego, tazobaktamu i imipenemu [71].
Kolejny ESBL klasy A został opisany w Belgii i nazwany BEL-1. Enzym hydrolizuje szerokie spektrum cefalospo­ryn i aztreonam, jego aktywność jest hamowana przez kwas klawulanowy, tazobaktam, cefoksytynę, moksalak­tam i imipenem. Kodujący enzym gen blaBEL-1 jest częścią integronu klasy 1, In 120, zlokalizowanego w transpozonie chromosomu, który zawiera trzy inne kasety genowe [72].
Nowe odkryte enzymy należące do klasy strukturalnej A - typu KPC, wykazują w odróżnieniu od pozostałych ESBL dużą aktywność wobec karbapenemów. Występują u licz­nych gatunków z rodziny Enterobacteriaceae (Klebsiella pneu­moniae, Klebsiella oxytoca, Salmonella enterica, E. coli, Citrobacter frundii, Enterobacter spp., Serratia marcescens) [27,74]. Enzymy te są kodowane przez gen plazmidowy. W 2007 roku w Ko­lumbii zostały po raz pierwszy stwierdzone u trzech szcze­pów P. aeruginosa wyizolowanych od pacjentów z zapaleniem płuc. Szczepy wykazywały duży stopień oporności na imi­penem i meropenem (MIC>=256µg/ml) oraz nie wytwarzały metalo-beta-laktamaz z rodziny IMP i VIM. Były wrażliwe tylko na amikacynę i kolistynę [89].
Enzymy oksacylinazy (OXA) należą do klasy strukturalnej D i grupy funkcjonalnej 2d [8]. Klasyczne enzymy OXA (OXA-1, OXA-2, OXA-10) zwykle nadają oporność na amok­sycylinę i cefalotynę oraz mają wysoki poziom aktywno­ści hydrolitycznej wobec kloksacyliny, oksacyliny i me­tycyliny. Hydrolizują również, ale w mniejszym stopniu, karboksypenicyliny i ureidopenicyliny. Oksacylinazy o szerokim działaniu (zwłaszcza pochodne OXA-10) hydro­lizują ceftazydym, ale również cefotaksym, cefepim, az­treonam i moksalaktam. Z wyjątkiem OXA-18, aktywność tych enzymów nie jest hamowana przez inhibitory beta­-laktamaz i w związku z tym nie dają się zidentyfikować metodami fenotypowymi stosowanymi w laboratoriach. Większość oksacylinaz o szerokim zakresie działania jest kodowana przez geny umiejscowione w plazmidach lub w integronie. Cecha ta powoduje, że łatwo dochodzi do rozprzestrzeniania się tych enzymów [15,94].
Inna ważna grupa beta-laktamaz występująca wśród kli­nicznych szczepów P. aeruginosa to karbapenemazy zwane inaczej metalo-beta-laktamazami (MBL - metalo-beta-lac­tamases) (w centrum aktywnym jest Zn2+). Według Amblera należą do klasy strukturalnej B [8]. Warunkują one oporność bakterii na wszystkie beta-laktamy w tym karbapenemy [62]. Tylko monobaktam aztreonam nie jest hydrolizowa­ny przez MBL. Cechą charakterystyczną metalo-enzymów, która odróżnia je od beta-laktamaz serynowych (penicylinaz i oksycylinaz) jest ich podatność na inhibicyjne działanie EDTA. Nie ulegają one natomiast inaktywacji pod wpływem inhibitorów beta-laktamaz, tj. kwasu klawulanowego, tazo­baktamu czy sulbaktamu [48]. Dotąd opisano u P. aeruginosa pięć nabytych grup strukturalno-ewolucyjnych enzymów MBL, tj. IMP, VIM, SPM, GIM oraz SIM [85].
Nie tak dawno zidentyfikowano w Indiach wśród pałeczek z rodziny Enterobacteriaceae wyizolowanych od chorych hospitalizowanych, enzymy NDM1 kodowane plazmido­wo. Obecnie wykrywa się je w wielu innych krajach (Pa­kistan, Bangladesz, Singapur, USA, Kanada, kraje bałkań­skie), również wśród szczepów P. aeruginosa [43].
Najliczniejszą grupę metalo-beta-laktamaz stanowią en­zymy z rodziny IMP i VIM. Są kraje, gdzie enzymy te są wykrywane nawet u 20% klinicznych szczepów P. aerugi­nosa, ale są również takie, gdzie rzadko dochodzi do ich identyfikacji [26]. Od kiedy wiadomo, że wykazują fenotyp „pan-resistant", rozprzestrzenianie ich stało się bardzo niebezpieczne [57]. Największe obawy związane z łatwo­ścią nabywania przez bakterie oporności na karbapenemy budzi pojawienie się szczepów szpitalnych mających geny oporności na ruchomych fragmentach DNA (plazmidach, integronach i transpozonach). Pierwszy ruchomy gen pla­zmidowy kodujący MBL został opisany w Japonii w 1988 roku i nadawał oporność P. aeruginosa na imipenem oraz liczne cefalosporyny [91]. Od tego czasu wykryto u pałe­czek P. aeruginosa liczne warianty beta-laktamazy z ro­dziny IMP, głównie w Azji oraz kilku rejonach Ameryki i Europy [18,47,67,80,86]. Enzym hydrolizuje penicyliny, cefalosporyny i imipenem. Producenci IMP-1 wykazują oporność na penicyliny, cefalosporyny i inhibitory beta­-laktamaz i zróżnicowany poziom oporności na imipenem (MIC od 4 do > 128 µg/ml) [4]. Geny kodujące IMP-1 znaj­dują się głównie w klasie 1 i 3 integronów i na plazmidach oraz transpozonach, które niosą geny oporności również na inne klasy antybiotyków [47,86].
Kolejną rodziną MBL są metalokarbapenemazy VIM. Pierwszy enzym tej rodziny, VIM-1, został opisany w We­ronie w 1997 r., stąd pochodzi skrót nazwy enzymu (ve­ronese imipenemase) [50]. Jest on kodowany przez geny kasetowe zlokalizowane w klasie 1 integronów, która za­wiera dodatkowo geny kodujące enzymy modyfikujące aminoglikozydy (aacA4) [73]. Szczepy, które mają gen blaVIM-1, charakteryzują się wysokim poziomem oporno­ści na karbapenemy (MIC>128 µg/ml) [92]. Opisano różne enzymy z rodziny VIM, które są rozpowszechnione wśród szczepów MDR P. aeruginosa [24,68,70].
Oporność na aminoglikozydy
Aminoglikozydy są antybiotykami stosowanymi w lecze­niu zakażeń P. aeruginosa, przede wszystkim zapalenia płuc u pacjentów z CF. Leki te są bakteriobójcze i wykazują synergizm z innymi antybiotykami [76].
Oporność na antybiotyki aminoglikozydowe u pałeczek P. aeruginosa polega przede wszystkim na enzymatycznej modyfikacji leku oraz na działaniu transporterów błono­wych MDR aktywnie usuwających antybiotyk z komórki [76]. Stwierdzono, że u szczepów klinicznych opornych na aminoglikozydy może występować, chociaż rzadko, gen rmtA odpowiedzialny za kodowanie metylotransferazy jednostki 16S rRNA. Jest to szczególnie niepokojące, ze względu na umiejscowienie genu na ruchomych fragmen­tach DNA. Wytwarzanie metylazy skutkuje opornością P. aeruginosa na wszystkie aminoglikozydy podawane poza­jelitowo (amikacyna, tobramycyna, isepamicyna, kanamy­cyna, arbekacyna, gentamycyna) (MIC>1024µg/ml) [93]. Pochodną tej metylazy jest enzym RmtD, zidentyfikowany u szczepu P. aeruginosa „pan-resistant" wyizolowanego od pacjenta z Brazylii w 2005 r. Enzym nadaje oporność na aminoglikozydy z grupy deoksystreptaminy (amikacyna, tobramycyna, gentamycyna) [17].
Inaktywacja aminoglikozydów polega na ich modyfikacji przez enzymy, które fosforylują [fosfotransferaza amino­glikozydowa (APH)], adenylują [nukleotydotransferaza aminoglikozydowa (ANT)] oraz acytylują [acetylotransfe­raza aminoglikozydowa (AAC)] antybiotyki. Enzymy mo­dyfikujące aminoglikozydy są kodowane plazmidowo oraz występują na innych ruchomych elementach DNA, które niosą dodatkowe determinanty oporności [76].
Fosforylacja aminoglikozydów wywołana jest działaniem APH (3') na grupę 3'-OH antybiotyku. Enzymy APH (3')-I oraz APH (3')-II nadają oporność szczepom P. aeruginosa na kanamycynę, APH (2´´) - na gentamycynę i tobramycynę, a APH (3')-VI inaktywuje amikacynę i izepamicynę [87].
Adenylacja aminoglikozydów jest także opisywana wśród opornych szczepów P. aeruginosa. Powszechnie występu­jącą nukleotydotransferazą jest ANT (2´´)-I [83]. Enzym modyfikuje gentamycynę, tobramycynę, dibekacynę i kanamycynę.
Inny sposób inaktywacji aminoglikozydów to ich ace­tylacja. Enzymy AAC (3) i (AAC (6') modyfikujące grupę odpowiednio 3 i 6´ aminową (-NH2) razem z ANT (2´´), reprezentują najczęstsze determinanty enzymatyczne odpowiedzialne za oporność P. aeruginosa na aminogli­kozydy [76]. AAC (3)-I działa głównie na streptomycynę i gentamycynę [78], natomiast AAC (6')-II nadaje oporność na tobramycynę, gentamycynę i netylmycynę [82]. Geny aac(3) i aac(6') są związane z transpozonami i/lub integro­nami zawierającymi dodatkowo geny dla ESBL lub MBL oraz geny kodujące inne enzymy modyfikujące antybio­tyki aminoglikozydowe [20,81].
Wśród 23% szczepów klinicznych P. aeruginosa charak­teryzujących się nabytą opornością na aminoglikozydy stwierdzono u 36,5% wytwarzanie AAC (6´)-I, u 21,1% - ANT (2´´)-I, u 7,7% - AAC (3)-II, u 5,8% - AAC (3)-I i u 1,9% szczepów - enzymów: AAC(6')-II oraz AAC (7) [19]. Pra­wie 47% szczepów klinicznych P. aeruginosa serotypu O12 wytwarzało AAC (6')-II; pozostałe szczepy serotypu O12 wytwarzały AAC (6')-II z współwystępowaniem barier przepuszczalności lub AAC (6')-II i APH (3')-II lub oba en­zymy jednocześnie z barierami przepuszczalności. Z kolei szczepy P. aeruginosa o serotypie O11 charakteryzowały się obecnością ANT (2´´) lub ANT (2´´) i APH (3')-II bądź obu tych enzymów jednocześnie z barierami przepuszczalno­ści [69]. W Japonii zidentyfikowano szczep MDR P. aerugi­nosa, który charakteryzował się nową klasą 1 integronu, In 113, obecną na chromosomie. Zawierał geny kasetowe blaIMP oraz nowy gen oporności na aminoglikozydy aac(6')- I-ae wykazujący aktywność 6'-N-AAC; enzym ten odpo­wiadał za oporność szczepów na amikacynę, dibekacynę, isepamicynę, kanamycynę, netylmycynę, sisomycynę i tobramycynę [81].
Oprócz inaktywacji enzymatycznej, oporność na ami­noglikozydy jest wynikiem działania systemu wypływu MDR. Stwierdzono, że system MDR typu MexXY-OprM może aktywnie usuwać aminoglikozydy. Nawet minimal­ne stężenia aminoglikozydów w środowisku, indukują ekspresję genu mexXY, odpowiedzialnego za przejścio­wy i odwracalny fenotyp oporności na aminoglikozydy [35,76]. Sugeruje się, że u większości szczepów opornych na aminoglikozydy dochodzi do stałej nadekspresji sys­temu MexXY [34,41]. Zmiany w systemie efflux MexXY­-OprM stanowią istotny mechanizm oporności na ami­noglikozydy wśród szczepów P. aeruginosa izolowanych od chorych z CF [37].
Oporność na fluorochinolony
Fluorochinolony wnikają do komórki w wyniku bier­nej dyfuzji przez kanały porynowe (OmpF) i prowadzą do uszkodzenia struktury lipopolisacharydu na skutek działania chelatującego jony magnezu, które warunkują integralność LPS. Szczepy P. aeruginosa oporne na fluoro­chinolony są izolowane najczęściej od pacjentów leczo­nych z powodu zakażeń układu moczowego, zakażeń dróg oddechowych (CF) oraz zapaleń kości. Znacznie więcej szczepów opornych na fluorochinolony stwierdza się w lecznictwie otwartym niż w szpitalu, ze względu na ich powszechne zastosowanie w ambulatoryjnym leczeniu zakażeń układu moczowego [21].
Mimo że występują plazmidy niosące geny oporności na fluorochinolony, to mutacje w genach chromosomalnych są główną przyczyną oporności P. aeruginosa na te synte­tyczne związki [3]. Mutacje w genie gyrA, prowadzące do zmiany jednego aminokwasu w podjednostce A enzymu gyrazy DNA (GyrA), odgrywają szczególnie istotną rolę w oporności szczepów klinicznych [2]. Ponad 90% szczepów MDR P. aeruginosa wykazywało modyfikację w GyrA [34]. Dodatkowe mutacje w genie gyrB (podjednostka B gyra­zy) lub parC (topoizomeraza IV) podwyższają oporność na fluorochinolony [2,51].
Mutacje w genach gyrA, parC oraz mexR były podstawo­wym mechanizmem nabywania oporności na fluorochi­nolony przez szczepy P. aeruginosa izolowane z wymazu z rany i z moczu [51]. Na modelowym przykładzie zapa­lenia płuc u szczura wywołanym przez P. aeruginosa, wy­kazano, że nadużywanie ciprofloksacyny sprzyja nade­kspresji systemu typu MexEF-OprN, a trowafloksacyny - MexCD-OprJ [42]. Nadmierne wytwarzanie tych dwóch systemów było charakterystyczne dla szczepów P. aeru­ginosa odpowiedzialnych za zapalenie płuc u pacjentów z CF [39]. Systemy: MexAB-OprM i MexXY-OprM miały również swój udział w oporności klinicznych szczepów P. aeruginosa na fluorochinolony [76]. Nadekspresja czterech wymienionych systemów efflux wraz z modyfikacją genu gyrA wpłynęła na brak wrażliwości szczepów P. aeruginosa izolowanych od pacjentów z CF oraz z innymi schorze­niami płuc [34].
Genetyczne podstawy oporności na antybiotyki
Oporność na antybiotyki u bakterii może być konsekwen­cją mutacji genów chromosomalnych (lub genów regu­latorów), albo nabywania genów oporności od innego drobnoustroju w procesie horyzontalnego transferu ge­nów. Oporność nabyta w wyniku mutacji dotyczy bakte­rii, które wzrastają w miejscu zakażenia bez kontaktu z innymi drobnoustrojami, potencjalnymi dawcami genów oporności. Hipermutacje są wynikiem licznych mutacji, które prawdopodobnie są korzystne dla szybkiej adaptacji bakterii do heterogennego i zmieniającego się środowi­ska, np. płuca u przewlekle chorych z CF [66]. Jeden klon bakterii może powodować zakażenie płuc i kolonizować je przez lata [60]. Podczas zakażenia klon rozwija się i naby­wa całkowitą oporność na antybiotyki [9]. Różne i liczne mutacje są niezbędne do rozwoju fenotypu MDR. Szczep w celu nabycia oporności na jedną grupę antybiotyków nierzadko podlega licznym mutacjom, np. oporność na fluorochinolony jest uwarunkowana trzema mutacjami w docelowych genach. Istnieje zatem korelacja między hipermutacją a MDR patogennych bakterii, w tym P. aeru­ginosa [14].
Stwierdzono, że 36% pacjentów z CF jest kolonizowanych przez hiperzmutowane szczepy P. aeruginosa, które wystę­powały przez wiele lat w ich płucach [66]. Henrichfreise i wsp. wykazali 50% hiperzmutowanych szczepów P. aerugi­nosa wyizolowanych od chorych z CF [34]. Ci sami autorzy zauważyli 30% hiperzmutowanych szczepów P. aeruginosa izolowanych od pacjentów z innymi niż CF przewlekłymi chorobami płuc. Podobne zależności u pacjentów z roz­strzeniem oskrzelowym i przewlekłym zapaleniem płuc odnotowali inni badacze [56]. Cao i wsp. stwierdzili wśród 120 badanych szczepów P. aeruginosa, 37,5% szczepów hi­perzmutowanych, które wytwarzały beta-laktamazy typu ESBL, AmpC i MBL [10]. Zmutowane szczepy izolowane od pacjentów z ostrymi zakażeniami należą do rzadkości [31]. Wydaje się, że hipermutacja jest związana z rozwo­jem oporności na antybiotyki u chorych z przewlekłymi zakażeniami. Mutacje bowiem wymagają długiej obecno­ści bakterii w organizmie człowieka [56].
Pałeczki P. aeruginosa są wolno żyjącymi bakteriami zdol­nymi do wzrostu w wielu różnych ekosystemach. Z wyjąt­kiem beta-laktamazy chromosomalnej AmpC, obecnej u wszystkich szczepów P. aeruginosa oraz enzymu modyfi­kującego aminoglikozydy chromosomalnie kodowanego u szczepów PAO1 i PA14, pozostałe enzymy inaktywujące antybiotyki pałeczki P. aeruginosa nabywają od innych bakterii w procesie horyzontalnego transferu genów. Ten mechanizm jest szczególnie niebezpieczny, powoduje bo­wiem szybkie rozprzestrzenianie się genów oporności umiejscowionych na plazmidach bądź na innych elemen­tach ruchomych, takich jak transpozony i integrony, które mogą być przekazywane nie tylko w obrębie jednego ga­tunku drobnoustroju, lecz także międzygatunkowo. Pla­zmidy zawierające geny oporności na antybiotyki są do­brze poznane u P. aeruginosa [38]. Enzymy modyfikujące aminoglikozydy są często związane z transpozonami i/ lub integronami. Te pozachromosomalne nośniki genów zawierają dodatkowo inne determinanty oporności, np. geny kodujące ESBL i MBL [73]. Integrony charakteryzują się dużą zdolnością włączania i usuwania sekwencji ko­dujących w obrębie tzw. ruchomej kasety [84]. Stwarza to możliwość przenoszenia całych, dużych fragmentów DNA, które zawierają kasety z genami oporności na różne klasy antybiotyków. Integrony mogą być umiejscowione zarówno na plazmidach, jak i w chromosomie. Jednocze­sna obecność różnorodnych determinantów oporności w integronach wpływa na rozwój oporności P. aeruginosa na liczne antybiotyki, w tym na aminoglikozydy i beta­-laktamy [85]. Stwierdzono, że integrony klasy 1 są roz­powszechnione zwłaszcza wśród klinicznych szczepów P. aeruginosa. Chen i wsp. zidentyfikowali u 38% szczepów klinicznych pochodzących z Chin klasę 1 integronów, któ­ra zawierała pięć genów kasetowych: aadB, aac6-II, blaPSE-1, dfrA17 i aadA5 [14].
Kombinacja różnych mutacji, a także nabywanie genów oporności jest podstawą rozwoju licznych fenotypów MDR u P. aeruginosa. Stwierdzono, że szczepy MDR mogą wyka­zywać obecność transpozonu zawierającego gen kodujący PER-1 oraz chromosomalnej klasy 1 integronu zawiera­jącego dwie kasety genów kodujących ANT (2´´) i ANT (3´´). Mutacje w parC i gyrA oraz dodatkowo nadmierne wytwarzanie systemu efflux MDR - MexXY, wyjaśniają oporność na fluorochinolony. Ponadto stała nadekspresja MexXY przyczynia się także do oporności na amikacynę [2,53,69]. Wszystko to wskazuje, że oporność P. aeruginosa na wiele antybiotyków jest osiągana stopniowo, kolejno przez nabywanie różnych genów oporności (transfer ge­nów, głównie w środowisku nieklinicznym) oraz liczne mutacje (podczas przewlekłych zakażeń).
Podsumowanie
P. aeruginosa jest groźnym patogenem bakteryjnym ze względu na niewielkie wymagania odżywcze, dużą zdol­ność przystosowania się do środowiska, tworzenie róż­nych czynników zjadliwości i dysponowanie rozmaitymi mechanizmami chorobotwórczości. Bakterie te są waż­ną i częstą przyczyną zakażeń szpitalnych, szczególnie u pacjentów z grup wysokiego ryzyka. Jedną z podstawo­wych przyczyn związaną z leczeniem zakażeń wywoła­nych przez P. aeruginosa jest oporność na szeroki zakres antybiotyków. Do antybiotyków, które stosuje się w zwal­czaniu tych zakażeń zaliczane są przede wszystkim anty­biotyki beta-laktamowe, aminoglikozydy i fluorochinolo­ny. Jednak łatwość z jaką te bakterie nabywają w szpitalach oporność na używane przez długi czas i w dużych ilościach antybiotyki, powoduje poważne problemy epidemiolo­giczne w szerzeniu się zakażeń oraz problemy terapeu­tyczne. Dlatego tak ważne jest poznanie mechanizmów powstawania u tych bakterii oporności na antybiotyki.
Tabela 1. Podstawowe mechanizmy oporności na antybiotyki u szczepów klinicznych P. aeruginosa

PIŚMIENNICTWO
[1] Aires J.R., Kohler T., Nikaido H., Plesiat P.: Involvement of an active efflux system in the natural resistance of Pseudomonas aeruginosa to aminoglycosides. Antimicrob. Agents Chemother., 1999; 43: 2624-2628
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[2] Akasaka T., Tanaka M., Yamagushi A., Sato K.: Type II topoisomerase mutations in fluoroquinolone-resistant clinical strains Pseudomonas aeruginosa isolated in 1998 and 1999: role of target enzyme in mechanizm of fluoroquinolone resistance. Antimicrob. Agents Chemother., 2001; 45: 2263-2268
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[3] Algun U., Arisoy A., Gunduz T., Ozbakkaloglu B.: The resistance of Pseudomonas aeruginosa strains to fluoroquinolone group of antibiotics. Ind. J. Med. Microbiol., 2004; 22: 112-114
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[4] Arakawa Y., Shibata N., Shibayama K., Kurosawa H., Yagi T., Fujiwara H., Goto M.: Convenient test for screening metallo-β-lactamase-producing Gram-negative bacteria by using thiol compounds. J. Clin. Microbiol., 2000; 38: 40-43
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[5] Bagge N., Ciofu O., Hentzer M., Campbell J.I., Givskov M., Hoiby N.: Constitutive high expression of chromosomal β-lactamase in Pseudomonas aeruginosa caused by a new insertion sequence (IS1669) located in ampD. Antimicrob. Agents Chemother., 2002; 46: 3406-3411
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[6] Bert F., Branger C., Lambert-Zechovsky N.: Identification of PSE and OXA β-lactamase genes in Pseudomonas aeruginosa using PCR-restriction fragment length polymorphism. J. Antimicrob. Chemother., 2002; 50: 11-18
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[7] Bradford P.A.: Extended-spectrum beta-lactamases in the 21st century: characterization, epidemiology, and detection of this important resistance threat. Clin. Microbiol. Rev., 2001; 14: 933-951
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[8] Bush K., Jacoby G.A., Medeiros A.A.: A functional classification scheme for β-lactamases and its correlation with molecular structure. Antimicrob. Agents Chemother., 1995; 39: 1211-1233
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[9] Canton R., Cobos N., de Gracia J., Baquero F., Honorato J., Gartner S., Alvarez A., Salcedo A., Oliver A., García-Quetglas E.; Antimicrobial therapy for pulmonary pathogenic colonization and infection by Pseudomonas aeruginosa in cystic fibrosis patients. Clin. Microbiol. Infect., 2005; 11: 690-703
[PubMed]  
[10] Cao W., Yao D., Zheng R.: Resistance by hypermutable Pseudomonas aeruginosa and beta-lactamases production. Zhong Nan Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban, 2009; 34: 54-58
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[11] Castanheira M., Toleman M.A., Jones R.N., Schmidt F.J., Walsh T.R.: Molecular characterization of a β-lactamase gene, blaGIM-1, encoding a new subclass of metallo-β-lactamase. Antimicrob. Agents Chemother., 2004; 48: 4654-4661
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[12] Cavallo J.D., Plesiat P., Couetdic G., Leblanc F., Fabre R.: Mechanisms of β-lactam resistance in Pseudomonas aeruginosa: prevalence of OprM-overproducing strains in a French multicentre study (1997). J. Antimicrob. Chemother., 2002; 50: 1039-1043
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[13] Chen J., Su Z., Liu Y., Wang S., Dai X., Li Y., Peng S., Shao Q., Zhang H., Wen P., Yu J., Huang X., Xu H.: Identification and characterization of class 1 integrons among Pseudomonas aeruginosa isolates from patients in Zhenjiang. China Int. J. Infect. Dis., 2009; 13: 717-721
[PubMed]  
[14] Chopra I., O'Neill A.J., Adams J., Paterson D.L.: Coproduction of novel 16S rRNA methylase and metallo-β-lactamase SPM-1 in a panresistant Pseudomonas aeruginosa isolate from Brazil. Antimicrob. Agents Chemother., 2006; 51: 852-856
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[15] Danel F., Hall L.M., Duke B., Gur D., Livermoore D.M.: OXA-17, a further extended-spectrum variant of OXA-10 β-lactamase, isolated from Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob. Agents Chemother., 1999; 43: 1362-1366
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[16] Deplano A., Denis O., Poirel L., Hocquet D., Nonhoff C., Byl B., Nordmann P., Vincent J.L., Struelens M.J.: Molecular characterization of an epidemic clone of panantibiotic-resistant Pseudomonas aeruginosa. J. Clin. Microbiol., 2005; 43: 1198-1204
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[17] Doi Y., de Olivera Garcia D., Adams J., Paterson D.L.: Coproduction of novel 16S rRNA methylase and metallo-β-lactamase SPM-1 in a panresistant Pseudomonas aeruginosa isolate from Brazil. Antimicrob. Agents Chemother., 2006; 51: 852-856
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[18] Dong F., Xu X.W., Song W.Q., Lü P., Yu S.J., Yang Y.H., Shen X.Z.: Characterization of multidrug-resistant and metallo-beta-lactamase-producing Pseudomonas aeruginosa isolates from a peadiatric clinic in China. Chin. Med. J., 2008; 121: 1611-1616
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[19] Dubois V., Arpin C., Dupart V., Scavelli A., Coulange L., André C., Fischer I., Grobost F., Brochet J.P., Lagrange I., Dutilh B., Jullin J., Noury P., Larribet G., Quentin C.: β-lactam and aminoglycoside resistance rates and mechanisms among Pseudomonas aeruginosa in French general practice (community and private healthcare centres). J. Antimicrob. Chemother., 2008; 62: 316-323
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[20] Dubois V., Poirel L., Marie C., Arpin C., Nordmann P., Quentin C.: Molecular characterization of a novel class 1 integron containing bla(GES-1) and a fused product of aac3-Ib/aac6´-Ib' gene cassettes in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob. Agents Chemother., 2002; 46: 638-645
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[21] Dzierżanowska D.: Antybiotykoterapia praktyczna. Wyd. III, Alfa-Medica Press Bielsko-Biała, 2001
[22] Falagas M.E., Kasiakou S.K.: Colistin: the revival of polymyxins for the management of multidrug-resistant gram-negative bacterial infections. Clin. Infect. Dis., 2005; 40: 1333-1341
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[23] Falagas M.E., Koletsi P.K., Bliziotis I.A.: The diversity of definitions of multidrug-resistant (MDR) and pandrug-resistant (PDR) Acinetobacter baumanii and Pseudomonas aeruginosa. J. Med. Microbiol., 2006; 55: 1619-1629
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[24] Fiett J., Baraniak A., Mrówka A., Fleischer M., Drulis-Kawa Z., Naumiuk Ł., Samet A., Hryniewicz W., Gniadkowski M.: Molecular epidemiology of acquired-metallo-β-lactamase-producing bactaeria in Poland. Antimicrob. Agents Chemother., 2006; 50: 880-886
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[25] Flamm R.K., Weaver M.K., Thornsberry C., Jones M.E., Karlovsky J.A., Sahm D.E.: Factors associated with relative rates of antibiotic resistance in Pseudomonas aeruginosa isolates tested in clinical laboratories in the United States from 1999 to 2002. Antimicrob. Agents Chemother., 2004; 48: 2431-2436
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[26] Gales A.C., Menezes L.C., Silbert S., Sader H.S.: Dissemination in distinct Brazilian regions of an epidemic carbapenem-resistant Pseudomonas aeruginosa producing SPM metallo-beta-lactamase. J. Antimicrob. Chemother., 2003; 52: 699-702
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[27] Ge C., Wei Z., Jiang Y., Shen P., Yu Y., Li L.: Identification of KPC-2-producing Pseudomonas aeruginosa isolates in China. Antimicrob. Chemother., 2011; 66: 1184-1186
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[28] Gilligan P.H.: Microbiology of airway disease in patients with cystic fibrosis. Clin. Microbiol. Rev., 1991; 4: 35-51
[PubMed]  
[29] Girlich D., Naas T., Leelaporn A., Poirel L., Fennewald M., Nordmann P.: Nosocomial spread of the integron-located veb-1-like cassette encoding an extended-spectrum β-lactamase in Pseudomonas aeruginosa in Thailand. Clin. Infect. Dis., 2002; 34: 603-611
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[30] Giwercman B., Lambert P.A., Rosdahl V.T., Shand G.H., Hoiby N.: Rapid emergence of resistance in Pseudomonas aeruginosa in cystic fibrosis patients due to in vivo selection of stable partially derepressed beta-lactamase producing strains. J. Antimicrob. Chemother., 1990; 26: 247-259
[PubMed]  
[31] Gutierrez O., Juan C., Perez J.L., Oliver A.: Lack of association between hypermutation and antibiotic resistance development in Pseudomonas aeruginosa isolates from intensive care unit patients. Antimicrob. Agents Chemother., 2004; 48: 3573-3575
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[32] Hauser A.R., Sriram P.: Severe Pseudomonas aeruginosa infections. Tackling the conundrum of drug resistance. Postgrad. Med., 2005; 117: 41-48
[PubMed]  
[33] Hedges R.W., Matthew M.: Acquisition by Escherichia coli of plasmid-borne beta lactamases normally confined to Pseudomonas spp. Plasmid, 1979; 2: 269-278
[PubMed]  
[34] Henrichfreise B., Wiegand I., Pfister W., Wiedemann B.: Resistance mechanisms of multiresistant Pseudomonas aeruginosa strains from Germany and correlation with hypermutation. Antimicrob. Agents Chemother., 2007; 51: 4062-4070
[PubMed]  
[35] Hocquet D., Nordmann P., El Garch F., Cabanne L., Plesiat P.: Involvement of the MexXY-OprM efflux system in emergence of cefpime resistance in clinical strains of Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob. Agents Chemother., 2006; 50: 1347-1351
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[36] Hocquet D., Vogne C., El Garch F., Vejux A., Gotoh N., Lee A., Lomovskaya O., Plesiat P.: MexXY-OprM efflux pump is necessary for a adaptive resistance of Pseudomonas aeruginosa to aminoglycosides. Antimicrob. Agents Chemother., 2003; 47: 1371-1375
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[37] Islam S., Oh H., Jalal S., Karpati F., Ciofu O., Hoiby N., Wretlind B.: Chromosomal mechanisms of aminoglycosides resistance in Pseudomonas aeruginosa isolates from cystic fibrisis patients. Clin. Microbiol. Infect., 2009; 15: 60-66
[PubMed]  
[38] Jacoby G.A.: Resistance plasmids of Pseudomonas aeruginosa. W: The Bacteria, red. I. C. Gunsalus, J. R. Sokatch, L. N. Ornston, Academic Press, Orlando, 1986, s. 265-293
[39] Jalal S., Ciofu O., Hoiby N., Gotoh N., Wretlind B.: Molecular mechanisms of fluoroquinolone resistance in Pseudomonas aeruginosa isolates from cystic fibrosis patients. Antimicrob. Agents Chemother., 2000; 44: 710-712
[PubMed]  
[40] Jarmuła A, Obłąk E., Wawrzycka D., Gutowicz J.: Oporność wielolekowa związana z aktywnym usuwaniem leków z komórek drobnoustrojów. Postępy Hig. Med. Dośw., 2011; 65: 216-227
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[41] Jo J.T., Brinkman F.S., Hancock R.E.: Aminoglycoside efflux in Pseudomonas aeruginosa: involvement of novel outer membrane proteins. Antimicrob. Agents Chemother., 2003; 47: 1101-1111
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[42] Join-Lambert O.F., Michea-Hamzehpour M., Kohler T., Chau F., Faurisson F., Dautrey S., Vissuzaine C., Carbon C., Pechere J.: Differential selection of multidrug efflux mutants by trovafloxacin and ciprofloxacin in an experimental model of Pseudomonas aeruginosa acute pneumonia in rats. Antimicrob. Agents Chemother., 2001; 45: 571-576
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[43] Jovcic B., Lepsanovic Z., Suljagic V., Rackov G., Begovic L., Kojic M.: Emergence of NDM-1 metallo-β-lactamase in Pseudomonas aeruginosa clinical isolates from Serbia. Antimicrob. Agents Chemother., 2011; 55: 3929-3931
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[44] Juan C., Macia M.D., Gutierrez O., Vidal C., Perez J.L., Oliver A.: Molecular mechanisms of beta-lactam resistance mediated by AmpC hyperproduction in Pseudomonas aeruginosa clinical strains. Antimicrob. Agents Chemother., 2005; 49: 4733-4738
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[45] Juan C., Moya B., Perez J.L., Oliver A.: Stepwise upregulation of the Pseudomonas aeruginosa chromosomal cephalosporinase conferring high-level beta-lactam resistance involves three AmpD homologues. Antimicrob. Agents Chemother., 2006; 50: 1780-1787
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[46] Karlovsky J.A., Draghi D.C., Jones M.E., Thornsberry C., Friedland I.R., Sahm D.F.: Surveillance for antimicrobial susceptibility among clinical isolates of Pseudomonas aeruginosa and Acinetobacter baumannii from hospitalized patients in the United States, 1998 to 2001. Antimicrob. Agents Chemother., 2003; 47: 1681-1688
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[47] Laraki N., Galleni M., Thamm I., Riccio M.L., Amicosante G., Frere J.M., Rossolini G.M.: Structure of In31, a blaIMP containing Pseudomonas aeruginosa integron phyletically related to In5, which carries an unusual array of gene cassettes. Antimicrob. Agents Chemother., 1999; 43: 890-901
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[48] Laudy A.E.: Karbapenemazy - enzymy mogące hydrolizować szerokie spectrum β-laktamów. Zakażenia, 2003; 4: 32-38
[Abstract]  
[49] Laughlin R.S., Mush M.W., Hollbrook C.J., Rocha M., Chang E.B., Alverdy J.C.: The key role of Pseudomonas aeruginosa PA-I lectin experimental gut-derived sepsis. Ann. Surg., 2000; 232: 133-142
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[50] Lauretti L., Riccio M.L., Mazzariol A., Cornaglia G., Amicosante G., Fontana R., Rossolini G.M.: Cloning and characterization of blaVIM, a new integron-borne metallo-β-lactamase gene from a Pseudomonas aeruginosa clinical isolate. Antimicrob. Agents Chemother., 1999; 43: 1584-1590
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[51] Lee J.K., Lee Y.S., Park Y.K., Kim B.S.: Alterations in the GyrA and Gyr B subunits of topoisomerase II and the ParC and ParE subunits of topoisomerase IV in ciprofloxacin-resistant clinical isolates of Pseudomonas aeruginosa. Int. J. Antimicrob. Agents, 2005; 25: 290-295
[PubMed]  
[52] Liao X., Hancock R.E.: Cloning and characterization of the Pseudomonas aeruginosa pbpB gene encoding penicillin-binding protein 3. Antimicrob. Agents Chemother., 1995; 39: 1871-1874
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[53] Livermoore D.M.: Multiple mechanisms of antimicrobial resistance in Pseudomonas aeruginosa: our worst nightmare? Clin. Infect. Dis., 2002; 34: 634-640
[54] Llanes C., Neuwirth C., El Garch F., Hocquet D., Plesiat P.: Genetic analysis of a multiresistant strain of Pseudomonas aeruginosa producing PER-1 β-lactamase. Clin. Microbiol. Infect., 2006; 12: 270-278
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[55] Luzarro F., Mentengoli E., Perilli M., Lombardi G., Orlandi V., Orsatti A., Amicosante G., Rossolini G.M., Toniolo A.: Dynamics of a nosocomial outbreak of multidrug-resistant Pseudomonas aeruginosa producing the PER-1 extended-spectrum β-lactamase. J. Clin. Microbiol., 2001; 39: 1865-1870
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[56] Macia M.D., Blanquer D., Togores B., Sauleda J., Perez J.L., Oliver A.: Hypermutation is a key factor in development of multiple-antimicrobial resistance in Pseudomonas aeruginosa strains causing chronic lung infections. Antimicrob. Agents Chemother., 2005; 49, 3382-3386
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[57] Maltezou H.C.: Metallo-β-lactamases in Gram-negative bacteria: introducing the era of panresistance? Int. J. Antimicrob. Agents, 2008; 33: e1-e7
[PubMed]  
[58] McGowan J.E.Jr.: Resistance in nonfermenting Gram-negative bacteria: multidrug resistance to the maximum. Am. J. Infect. Control, 2006; 34: S29-S37
[PubMed]  
[59] Mugnier P., Dubrous P., Casin I., Arlet G., Collatz E.: A TEM-derived extended-spectrum beta-lactamase in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob. Agents Chemother., 1996; 40: 2488-2493
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[60] Munck A., Bonacorsi S., Mariani-Kurkdjian P., Lebourgeois M., Gerardin M., Brahimi N., Navarro J., Bingen E.: Genotypic characterization of Pseudomonas aeruginosa strains recovered from patients with cystic fibrosis after initial and subsequent colonization. Pediatr. Pulmonol., 2001; 32: 288-292
[PubMed]  
[61] Neonakis I.K., Scoulica E.V., Dimitriou S.K., Gikas A.I., Tselentis Y.J.: Molecular epidemiology of extended-spectrum beta-lactamases produced by clinical isolates in a university hospital in Greece: detection of SHV-5 in Pseudomonas aeruginosa and prevalence of SHV-12. Microb. Drug Resist., 2003; 9: 161-165
[PubMed]  
[62] Normark B.H., Normark S.: Evolution and spread of antibiotic resistance. J. Intern. Med., 2002; 252: 91-106
[PubMed]  
[63] Nowak P., Targosz A., Budak A., Oleksiak D., Gęza G., Skałkowska M.: Wrażliwość na chemioterapeutyki oraz występowanie metalo-β-laktamaz u szpitalnych szczepów Pseudomonas aeruginosa. Med. Dośw. Mikrobiol., 2006; 58: 231-237
[PubMed]  
[64] Obritsch M.D., Fish D.N., MacLaren R., Jung R.: National surveillance of antimicrobial resistance in Pseudomonas aeruginosa isolates obtained from intensive care units patients from 1993 to 2002. Antimicrob. Agents Chemother., 2004; 48: 4606-4610
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[65] Ochs M.M., McCusker M.P., Bains M., Hancock R.E.: Negative regulation of the Pseudomonas aeruginosa outer membrane porin OprD selective for imipenem and basic amino acids. Antimicrob. Agents Chemother., 1999; 43: 1085-1090
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[66] Oliver A., Canton R., Campo P., Baquero F., Blazquez J.: High frequency of hypermutable Pseudomonas aeruginosa in cystic fibrosis lung infection. Science, 2000; 288: 1251-1254
[PubMed]  
[67] Pagani L., Colinon C., Migliavacca R., Labonia M., Docquier J.D., Nucleo E., Spalla M., Li Bergoli M., Rossolini G.M.: Nosocomial outbreak caused by multidrug-resistant Pseudomonas aeruginosa producing IMP-13 metallo-beta-lactamase. J. Clin. Microbiol., 2005; 43: 3824-3828
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[68] Pagniez G., Radice M., Cuirolo A., Rodriguez O., Rodriguez H., Vay C., Famiglietti A., Gutkind G.: Prevalence of metallo-beta-lactamase in carbapenem resistant Pseudomonas aeruginosa at an university hospital of Buenos Aires City. Rev. Argent. Microbiol., 2006; 38: 33-37
[PubMed]  
[69] Patzer J., Dzierżanowska D.: The incidence of serotype O12 and multiresistance amongst Pseudomonas aeruginosa clinical isolates. J. Antimicrob. Chemother., 1997; 34: 165-170
[PubMed]  
[70] Patzer J., Toleman M.A., Deshpande L.M., Kaminska W., Dzierżanowska D., Bennet P.M., Jones R.N., Walsh T.R.: Pseudomonas aeruginosa strains harbouring an unusual blaVIM-4 gene cassette isolated from hospitalized children in Poland (1998-2001). J. Antimicrob. Chemother., 2004; 53: 451-456
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[71] Poirel L., Brinas L., Fortineau N., Nordmann P.: Integron-encoded GES-type extended-spectrum β-lactamase with increased activity toward aztreonam in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob. Agents Chemother., 2005; 49: 3593-3597
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[72] Poirel L., Brinas L., Verlinde A., Ide L., Nordmann P.: BEL-1, a novel clavulanic acid-inhibited extended-spectrum β-lactamase, and the class 1 integron In 120 in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob. Agents Chemother., 2005; 49: 3743-3748
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[73] Poirel L., Nordmann P.: Acquied carbapenem-hydrolyzing beta-lactamases and their genetic support. Curr. Pharm. Biotechnol., 2002; 3: 117-127
[PubMed]  
[74] Poirel L., Nordmann P., Lagrutta E., Cleary T., Munoz-Price L.S.: Emergence of KPC-producing Pseudomonas aeruginosa in the United States. Antimicrob Agents Chemother., 2010; 54: 3072
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[75] Poirel L., Weldhagen G.F., De Champs C., Nordmann P.: A nosocomial outbreak of Pseudomonas aeruginosa isolates expressing the extended-spectrum β-lactamase GES-2 in South Africa. J. Antimicrob. Chemother., 2002; 49: 561-565
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[76] Poole K.: Aminoglycoside resistance in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob. Agents Chemother., 2005; 49: 479-487
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[77] Quale J., Bratu S., Gupta J., Landman D.: Interplay of efflux system ampC, and oprD expression in carbapenem resistance of Pseudomonas aeruginosa clinical isolates. Antimicrob. Agents Chemother., 2006; 50: 1633-1641
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[78] Riccio M.L., Docquier J.D., Dell'Amico E., Luzzaro F., Amicosante G., Rossolini G.M.: Novel 3-N-aminoglycoside acetyltransferase gene, aac(3)-Ic, from Pseudomonas aeruginosa integron. Antimicrob. Agents Chemother., 2003; 47: 1746-1748
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[79] Rusiecka-Ziółkowska J., Fleischer M., Staroszczyk J.: Właściwości immunologiczne Gram-ujemnych pałeczek Pseudomonas aeruginosa. Postępy Hig. Med. Dośw., 2007; 61: 95-98
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[80] Sacha P., Żórawski M., Hauschild T., Wieczorek P., Jaworowska J., Jakoniuk P., Tryniszewska E.: The presence of blaIMP genes on plasmids DNA isolated from multidrug-resistant Pseudomonas aeruginosa strains at University Hospital in Bialystok (Poland) - first report. Folia Histochem. Cytobiol., 2007; 45: 405-408
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[81] Sekiguchi J., Asagi T., Miyoshi-Akiyama T., Fujino T., Kobayashi I., Morita K., Kikuschi Y., Kuratsuji T., Kirikae T.: Multidrug-resistant Pseudomonas aeruginosa strain that caused in a neurosurgery ward and its aac(6')-Iae gene cassette encoding a novel aminoglycoside acetyltransferase. Antimicrob. Agents Chemother., 2005; 49: 3734-3742
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[82] Shaw K.J., Cramer C.A., Rizzo M., Mierzwa R., Gewain K., Miller G.H., Hare R.S.: Isolation, characterization, and DNA sequence analysis of an aac(6')-II gene from Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob. Agents Chemother., 1989; 33: 2052-2062
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[83] Shaw K.J., Hare R.S., Sabatelli F.J., Rizzo M., Cramer C.A., Naples L., Kocsi S., Munayyer H., Mann P., Miller G.H., Verbist L., van Landuyt H., Glupczynski Y., Catalano M., Woloj M.: Correlation between aminoglycoside resistance profiles and DNA hybridization of clinical isolates. Antimicrob. Agents Chemother., 1991; 35, 2253-2261
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[84] Stokes H.W., Hall R.M.: A novel family of potentially mobile DNA elements encoding site-specific gene-integration functions: integrons. Mol. Microbiol., 1989; 3: 1669-1683
[PubMed]  
[85] Strateva T., Yordanov D.: Pseudomonas aeruginosa - a phenomen of bacterial resistance. J. Med. Microbiol., 2009; 58: 1133-1148
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[86] Toleman M.A., Biedenbach D., Bennett D., Jones R.N., Walsh T.R.: Genetic characterization of a novel metallo-beta-lactamase gene, blaIMP-13, harboured by a novel Tn5051-type transposon disseminating carbapenemase genes in Europe: report from the SENTRY worldwide antimicrobial surveillance programme. J. Antimicrob. Chemother., 2003; 52: 583-590
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[87] Torres C., Perlin M.H., Baquero F., Lerner D.L., Lerner S.A.: High-level amikacin resistance in Pseudomonas aeruginosa assiociated with a 3´-phosphotransferase with high affinity for amikacin. Int. J. Antimicrob. Agents., 2000; 15: 257-263
[PubMed]  
[88] Tsakris A., Pournaras S., Woodford N., Palepou M.F., Babini G.S., Douboyas J., Livermore D.M.: Outbreak of infections caused by Pseudomonas aeruginosa producing VIM-1 carbapenemase in Greece. J. Clin. Microbiol., 2000; 38: 1290-1292
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[89] Villegas M.V., Lolans K., Correa A., Kattan J.N., Lopez J.A., Quinn J.P., Colombian Nosocomial Resistance Study Group: First identification of Pseudomonas aeruginosa isolates producing a KPC-type carbapenem-hydrolyzing β-lactamase. Antimicrob. Agents Chemother., 2007; 51: 1553-1555
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[90] Wasążnik A., Grinholc M., Bielawski K.P.: Czynne usuwanie leku z komórki jako jeden z mechanizmów oporności bakterii na środki przeciwdrobnoustrojowe i metody jego zwalczania. Postępy Hig. Med. Dośw., 2009; 63: 123-133
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[91] Watanabe M., Iyobe S., Inoue M., Mitsuhashi S.: Transferable imipenem resistance in Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob. Agents Chemother., 1991; 35: 147-151
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[92] Wolter D.J., Hanson N.D., Lister P.D.: AmpC and OprD are not involved in the mechanism of imipenem hypersusceptibility among Pseudomonas aeruginosa isolates overexpressing the mexCD-oprJ efflux pump. Antimicrob. Agents Chemother., 2005; 49: 4763-4766
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[93] Yamane K., Doi Y., Yokoyama K., Yagi T., Kurokawa H., Shibata N., Shibayama K., Kato H., Arakawa Y.: Genetic environments of the rmtA gene in Pseudomonas aeruginosa clinical isolates. Antimicrob. Agents Chemother., 2004; 48: 2069-2074
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[94] Yan J.J., Tsai S.H., Chuang C.L., Wu J.J.: OXA-type beta-lactamases among extended-spectrum cephalosporin-resistant Pseudomonas aeruginosa isolates in a university hospital in southern Taiwan. J. Microbiol. Immunol. Infect., 2006; 39: 130-134
[PubMed]  
[95] Yoneyama H., Nakae T.: Mechanism of efficient elimination of protein D2 in outer membrane of imipenem-resistant Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob. Agents Chemother., 1993; 37: 2385-2390
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.