Postepy Hig Med Dosw. (online), 2013; 67: 1027-1033
Review
Full Text PDF  

Biofilm bakteryjny jako przyczyna zakażeń układu moczowego - mikroorganizmy patogenne, metody prewencji i eradykacji
Bacterial biofilm as a cause of urinary tract infection - pathogens, methods of prevention and eradication
Kinga Ostrowska1  , Aleksandra Strzelczyk2  , Antoni Różalski1  , Paweł Stączek2  
1Zakład Immunobiologii Bakterii, Wydział Biologii i Ochrony Środowiska, Uniwersytet Łódzki
2Zakład Genetyki Drobnoustrojów, Wydział Biologii i Ochrony Środowiska, Uniwersytet Łódzki
Adres do korespondencji
mgr Kinga Ostrowska, Zakład Immunobiologii Bakterii, Wydział Biologii i Ochrony Środowiska, Uniwersytet Łódzki, Banacha 12/16, 90-237 Łódź; e-mail: ostrowska.uni.lodz@wp.pl

Otrzymano:  2013.01.17
Zaakceptowano:  2013.06.19
Opublikowano:  2013.10.25

Streszczenie
Zakażenia układu moczowego (ZUM) należą do najczęstszych, przewlekłych i nawracających chorób o podłożu bakteryjnym. Uropatogeny mające zdolność do wzrostu w postaci biofilmu są głównymi czynnikami etiologicznymi w przebiegu infekcji dróg moczowych, zwłaszcza w przypadku pacjentów w podeszłym wieku, poddanych długoterminowej kateteryzacji. Spowodowane jest to zdolnością mikroorganizmów do skutecznej i trwałej kolonizacji tkanek, a także adhezją do wielu polimerów wchodzących w skład cewników urologicznych, takich jak propylen, polistyren, silikon, polichlorek winylu czy silikonowany lateks. Antybiotykoterapia stanowi najpowszechniejszą metodę leczenia ZUM. Najczęściej stosuje się fluorochinolony, nitrofurany, antybiotyki beta-laktamowe, aminogliko­zydowe, trimetoprim i sulfonamidy. Jednak biofilm dzięki swojej złożonej strukturze stanowi sku­teczną barierę dla antybiotyków stosowanych w terapii zakażeń układu moczowego. Ponadto stale wzrastająca liczba szczepów wielolekoopornych, ogranicza możliwości zastosowania wielu dostęp­nych obecnie chemioterapeutyków. Dlatego też istotnym wydaje się poszukiwanie nowych metod leczenia, takich jak powlekanie cewników niepatogennymi szczepami E. coli, konstrukcja szczepio­nek przeciw białkom adhezyjnym fimbrii komórek bakteryjnych czy zastosowanie bakteriofagów.
Słowa kluczowe: zakażenia układu moczowego (ZUM) • biofilm • cewniki urologiczne • terapia zakażeń układu moczowego


Summary
Urinary tract infections (UTI) are one of the common chronic and recurrent bacterial infec­tions. Uropathogens which are able to form biofilm constitute a major etiological factor in UTI, especially among elder patients who are subject to long-term catheterization. It is caused by the capacity of the microorganisms for efficient and permanent colonization of tissues and also adhesion to diverse polymers used for urological catheter production such as propylene, polysty­rene, silicone, polyvinyl chloride or silicone coated latex. Antibiotic therapy is the most common treatment for UTI. Fluoroquinolones, nitrofurans, beta-lactams, aminoglycosides, trimethoprim and sulfonamides are used predominantly. However, the biofilm due to its complex structure con­stitutes an effective barrier to the antibiotics used in the treatment of urinary tract infections. In addition, the growing number of multidrug resistant strains limits the usage of many of the currently available chemotherapeutic agents. Therefore, it seems important to search for new methods of treatment such as coating of catheters with non-pathogenic E. coli strains, the design of vaccines against fimbrial adhesive proteins of the bacterial cells or the use of bacteriophages.
Key words: urinary tract infections (UTI) • biofilm • urological catheters • urinary tract infections treatment catheters • urinary tract infections treatment




Biofilm bakteryjny
Biofilm jest niezwykle korzystnym dla drobnoustrojów środowiskiem egzystencji. Mikroorganizmy żyjące w tej strukturze zdają się mieć znaczną przewagę nad formami planktonowymi. Komórki bakteryjne stanowiące integral­ną część biofilmu cechuje znacznie większa odporność (nie­jednokrotnie, nawet 1000-krotnie większa) na substancje wykazujące działanie degradacyjne, toksyczne czy bakte­riobójcze [10]. Poddane wpływowi niekorzystnych warun­ków środowiska, takich jak brak składników pokarmowych, czy nieodpowiednie pH również wykazują znacznie wyższą przeżywalność niż postaci planktonowe [18]. Ponadto bio­film skutecznie chroni komórkę bakteryjną przed licznymi mechanizmami obronnymi organizmu gospodarza m.in. utrudnia opsonizację, fagocytozę, powoduje zaburzenia chemotaksji i zahamowanie procesu blastogenezy komórek B i T [3]. Tworzenie biofilmu bakteryjnego jest integralną częścią wielu schorzeń zarówno ludzi jak i zwierząt. Klu­czem do zrozumienia natury biofilmu jest poznanie mecha­nizmów warunkujących proces formowania się tej struktu­ry. W przypadku większości gatunków bakteryjnych droga wiodąca do powstania w pełni wykształconego, dojrzałego biofilmu składa się z pięciu etapów, których wypadkową są stopniowo zachodzące zmiany, zarówno w fenotypie jak i genotypie komórek bakteryjnych [42]. Pierwszym etapem, tego dynamicznego i złożonego procesu jest adhezja. Sku­teczność przylegania bakterii do kolonizowanej powierzch­ni jest zależna od wielu czynników. W dużej mierze decy­duje o tym charakter powierzchni docelowej, jak i samej komórki bakteryjnej oraz nieswoiste interakcje między powierzchnią docelową a komórką bakteryjną. Duże zna­czenie odgrywają tu oddziaływania międzycząsteczkowe, takie jak siły van der Waalsa, wiązania jonowe i wodorowe czy temperatura [2,13]. Podstawowe znaczenie w proce­sie adhezji mają właściwości hydrofobowe komórki bak­teryjnej, za które odpowiedzialne są hydrofobowe grupy polarne lipidów obecne w błonie zewnętrznej lub błonie komórkowej [48]. Istotą drugiej fazy jest adhezja swoista, polegająca na nieodwracalnym związaniu komórki mikro­organizmu z powierzchnią docelową. Rozpoczyna się pro­ces wytwarzania zewnątrzkomórkowych polimerów przez luźno związane komórki bakteryjne [2]. Kolejnym etapem jest tworzenie podstawowych elementów strukturalnych biofilmu - mikrokolonii. Główną rolę odgrywają tu sygna­ły stymulujące komórki bakteryjne do intensywnych po­działów komórkowych i wzrostu, a także udział niektórych typów fimbrii bakteryjnych. Na fazę czwartą przypada pro­ces różnicowania mikrokolonii bakteryjnych w pełnowar­tościowy, dojrzały biofilm. Syntetyzowane są odmienne białka, niż w przypadku form planktonowych. Ostatni etap w procesie powstawania biofilmu to dyspersja, polegają­ca na odrywaniu się pojedynczych komórek bakteryjnych bądź też większych fragmentów biofilmu celem zasiedlenia nowych powierzchni życiowych [41].
Zakażenia układu moczowego związane z formowaniem biofilmu bakteryjnego
Szacuje się, iż przeszło 60% infekcji bakteryjnych wiąże się ze zjawiskiem powstawania biofilmu [12]. Odnosi się to również do zakażeń dróg moczowych - infekcji najczęściej dotykających człowieka w czasie jego życia. Bakteryjne uropatogeny dzięki zdolności do wzrostu w formie bio­filmu, są w stanie skutecznie i trwale kolonizować tkanki makroorganizmu, a także przylegać do wielu polimerów wchodzących w skład cewników urologicznych, takich jak propylen, polistyren, silikon, polichlorek winylu czy sili­konowany lateks. Ryzyko infekcji dróg moczowych ściśle wiąże się z czasem kateteryzacji i wzrasta każdego dnia o 5%. W przypadku utrzymywania się cewnika w drogach moczowych przez okres przekraczający 28 dni, infekcję diagnozuje się u wszystkich pacjentów [29].
Poprzez wydzielinę gromadzącą się w cewce moczowej wokół cewnika, drobnoustroje dostają się do pęcherza. Dłu­gotrwała kateteryzacja prowadzi nie tylko do dyskomfortu czy obniżenia jakości życia, ale może być także przyczyną poważnych i groźnych dla życia i zdrowia powikłań, wśród których można wymienić ostre odmiedniczkowe zapalenie nerek, posocznicę, czy formowanie infekcyjnych kamieni moczowych. Jednak najczęstszą i najgroźniejszą konse­kwencją długoterminowego drenażu dróg moczowych jest inkrustacja katetera. Proces ten powodują drobnoustroje wytwarzające w cytoplazmie metaloenzym - ureazę. Ureaza hydrolizuje mocznik, będący stałym komponentem moczu, do dwutlenku węgla i grup amonowych (1):


Konsekwencją tego procesu jest alkalizacja moczu powo­dująca wytrącanie fosforanu wapnia, a także fosforanu magnezowo-amonowego i tworzenie kryształów węgla­nu apatytu (2):


Powstające kryształy apatytu i struwitu wraz z drobno­ustrojami patogennymi biorą udział w tworzeniu kamieni moczowych [44]. Proces ten wzmagają bakteryjne poli­sacharydy zewnątrzkomórkowe, dostarczając tzw. jąder krystalizacji czyli miejsc ułożenia pierwszych atomów w krysztale. Strukturę zewnątrzkomórkowych polisacha­rydów wypełniają kwasy uronowe, czy reszty siarczano­we, które dzięki ujemnemu ładunkowi, mają zdolność do wiązania kationów obecnych w środowisku na zasadzie oddziaływań elektrostatycznych. Kationy, u których sto­sunek masy cząsteczkowej do ładunku jest mniejszy są wiązane efektywniej. Dodatkowo, polisacharydy te wy­kazują różne powinowactwo do wiązania określonych metali, w zależności od środowiska wzrostu i budowy chemicznej [33].
Kryształy kumulując się na powierzchni cewnika urolo­gicznego poważne utrudniają przepływ moczu zarówno z cewnika, pęcherza i nerek, a także powodują nietrzy­manie moczu, czy bolesne rozszerzanie się pęcherza mo­czowego. Patologiczne zjawisko formowania infekcyjnych kamieni moczowych występuje częściej i dotyka rokrocz­nie przeszło 20% populacji [5].
Drobnoustroje uropatogenne
Zakażenia układu moczowego (ZUM, łac. infectio tractus urinarii) są jednymi z najpowszechniej diagnozowanych chorób nerek i dróg moczowych. Stanowią one prawie 50% wszystkich bakteryjnych zakażeń szpitalnych i 10-20% wszystkich zakażeń pozaszpitalnych. Ponadto w 30% przy­padków są przyczyną tzw. urosepsy, prowadzącej do wstrzą­su septycznego [15,32]. Usytuowanie ujścia cewki moczo­wej w pobliżu odbytu, powoduje, że układ moczowy jest narażony na częsty kontakt z mikroflorą jelitową. Jednak u osób zdrowych, odznaczających się sprawnie działają­cym układem immunologicznym, infekcje pojawiają się niezmiernie rzadko, a ich rozwój jest zjawiskiem spora­dycznym. Ryzyko pojawienia się zakażenia wzrasta u osób pozostających w grupach ryzyka, tj. osób w podeszłym wieku, obarczonych anatomicznymi lub fizjologicznymi wadami dróg moczowych oraz hospitalizowanych pacjen­tów poddanych długoterminowemu cewnikowaniu.
Najczęstszymi czynnikami etiologicznym ZUM są bak­terie. Zdecydowanie w mniejszym stopniu za infekcje układu moczowego odpowiedzialne są wirusy, grzyby, pierwotniaki czy pasożyty. Bakteryjne zakażenia dróg mo­czowych mają przeważnie charakter infekcji wstępującej, podczas której bakterie kolonizują kolejno cewkę moczo­wą, pęcherz, moczowody, a następnie nerki. Istnieje także niebezpieczeństwo wysiewu drobnoustrojów do krwi. Mi­kroorganizmy uropatogenne są przyczyną licznych typów infekcji dróg moczowych, od stosunkowo niegroźnych stanów zapalnych pęcherza moczowego po ostre odmied­niczkowe zapalenie nerek, mocznicę i zwężenia światła cewników urologicznych oraz zaburzenia pracy nerek czy formowanie się infekcyjnych kamieni moczowych [9,20]. Wśród czynników etiologicznych zakażeń obejmujących drogi moczowe, zdecydowanie dominują Gram-ujemne pałeczki z rodziny Enterobacteriaceae. Najczęściej izolowa­nym patogenem jest pałeczka okrężnicy, odpowiedzialna za 80-90% wszystkich niepowikłanych zakażeń pozaszpi­talnych [26] i nawet 50% zakażeń wewnątrzszpitalnych. Kolejnymi pojawiającymi się często patogenami są przed­stawiciele rodzaju Proteus, a zwłaszcza gatunki P. mirabilis i P. vulgaris. Pałeczka odmieńca jest najczęstszym czynni­kiem etiologicznym skomplikowanych ZUM (12%), drugą co do częstości przyczyną bakteriurii związanej z długo­terminowym cewnikowaniem (15%) [19]. Coraz częściej odnotowuje się udział pałeczek z rodzaju Providencia jako czynnika etiologicznego zakażeń dróg moczowych. Biorąc pod uwagę częstość z jaką izoluje się pałeczki Providencia stuartii od pacjentów ze schorzeniami układu moczowego, uważa się, iż gatunek ten ma największe znaczenie w ZUM spośród całego rodzaju Providencia. Ponadto w etiologii wewnątrzszpitalnych zakażeń układu moczowego często odnotowuje się takie drobnoustroje, jak: Serratia, Entero­bacter, Klebsiella oraz pałeczki niefermentujące: Pseudomo­nas i Acinetobacter. Mikroorganizmy Gram-dodatnie, takie jak enterokoki, gronkowce czy paciorkowce rzadziej wy­wołują zakażenia układu moczowego. Ziarniaki z rodzaju Enterococcus również mogą być przyczyną zakażeń dróg moczowych, zwłaszcza u pacjentów leżących oraz pod­danych długoterminowej kateteryzacji [1]. W przypad­ku zakażeń niepowikłanych, diagnozowanych u młodych kobiet, w 15% przypadków czynnikiem etiologicznym jest Staphylococcus saprophyticus oraz Enterococcus. Skład gatunkowy patogenów układu moczowego podlega sta­łym zmianom, a liczba drobnoustrojów uznawanych za etiologiczne czynniki ZUM stale wzrasta. Zastosowanie analitycznych technik molekularnych, takich jak analiza polimorfizmu długości fragmentów restrykcyjnych (T­-RFLP), elektroforeza w gradiencie czynnika denaturują­cego (DGGE), elektroforeza kapilarna czy sekwencjonowa­nie DNA w czasie rzeczywistym (pirosekwencjonowanie) pozwoliło na dokładniejsze określenie składu gatunkowe­go patogennej flory układu moczowego. Badania biofilmu pochodzącego z wewnętrznych kateterów urologicznych wykazały częstą obecność Edwardsiella, Moraxella, Yersinia, Burkholderia, Corynebacterium, Achromobacter, Citrobacter czy Stenotrophomonas. Wszystkie wymienione grupy drob­noustrojów mają zdolność do wzrostu w postaci biofil­mu, co jest jednym z głównych czynników wirulencji, odpowiedzialnym nie tylko za groźne stany chorobowe, ale przede wszystkim silnie ograniczającym skuteczną terapię urologiczną [8].
Strategie prewencji formowania biofilmu w drogach moczowych i na powierzchni biomateriałów stosowanych w urologii
Zapobieganie zakażeniom układu moczowego u pacjentów poddanych kateteryzacji, w głównej mierze odnosi się do działań profilaktycznych. Bezwzględne przestrzeganie za­sad aseptyki przy wprowadzaniu cewnika do światła pę­cherza moczowego, częsta wymiana kateterów, stosowanie układu zamkniętego z workiem na mocz poniżej pęcherza, czy pobór moczu do badań poprzez nakłucie części dystal­nej katetera to standardowe metody prewencji przed za­każeniem.
Podejmowane różne próby zniwelowania ryzyka rozwoju zakażenia u pacjentów cewnikowanych nie przynoszą wy­miernych rezultatów. Stosowanie maści bakteriobójczych w okolicy ujścia cewki moczowej czy środków antyseptycz­nych okazało się niewystarczające, a w przypadku zastoso­wania cewników trójkanałowych służących do przepłuki­wania pęcherza roztworem antybiotyków wręcz szkodliwe, ze względu na selekcję drobnoustrojów opornych na sto­sowane leki. Stosowanie cewników urologicznych, odgry­wa znaczącą rolę w rozwoju zakażeń układu moczowego u pacjentów poddanych hospitalizacji. Ryzyko infekcji dróg moczowych ściśle wiąże się z czasem trwania kateteryzacji, rodzajem zastosowanego cewnika oraz typem materiału, z jakiego został wykonany. Konstrukcja cewników urolo­gicznych właściwie nie uległa znamiennym modyfikacjom od 1930 r., kiedy to rozpoczęto stosowanie cewników Fo­leya [22,40].
Nieustannie wprowadzane są natomiast innowacje mają­ce na celu modyfikacje zarówno cech fizyko-chemicznych powierzchni biomateriału, jak również jego struktury, fak­tury i składu kompozytowego. Jednak wszystkie powszech­nie stosowane i dostępne biopolimery oddziałują na tkanki ludzkiego organizmu. Niewątpliwie rodzaj materiału z ja­kiego jest wykonany cewnik urologiczny ma istotny wpływ na adherencję komórek drobnoustrojów i tempo rozwoju biofilmu bakteryjnego. Badania struktury materiałów sto­sowanych do produkcji cewników urologicznych, oparte na skaningowej mikroskopii elektronowej wykazały, iż cewniki wykonane z lateksu, są znacznie bardziej podatne na adhe­rencję bakteryjną, niż ich silikonowe odpowiedniki. Ponadto stosowanie cewników wykonanych z lateksu wiąże się z wy­stąpieniem reakcji prozapalnych w warunkach in vivo, na­tomiast przy długoterminowym drenażu dróg moczowych powoduje stany zapalne pęcherza [40]. Cewniki wykonane z silikonu, ze względu na stosunkowo dobrą kompatybilność i brak cytotoksyczności w stosunku do tkanek organizmu gospodarza, uważane są za tzw. złoty standard. Powszech­nie stosuje się także cewniki stanowiące kompozycję syn­tetycznych polimerów, np. cewniki wykonane z poliureta­nu, lateksu silikonowanego, Silkolateksu® czy polichlorku winylu. Mimo wielu badań, nie udało się określić cech oraz parametrów biomateriału, który cechowałaby oporność na adhezję bakteryjną. Obecnie liczne badania z zakresu inżynierii materiałowej skupiają się na możliwości wyko­rzystania w urologii kopolimeru, którego składowymi są L-laktyd (80%) oraz kwas glikolowy (20%) [4]. Coraz częściej pojawiają się również doniesienia na temat potencjalnych właściwości, odkrytego w 1958 r. nitinolu, będącego stopem niklu (49%) i tytanu (51%). Mimo iż nitinol nie jest nowym materiałem, badania in vivo na modelu psim wskazały nowe możliwości aplikacyjne tego metalu, w postaci rozszerzają­cego cewkę moczową, powleczonego poliuretanem, stentu urologicznego [24].
Niezależnie od badań nad składem kompozytowym mate­riałów mogących mieć zastosowanie w urologii klinicznej, trwają także prace badawcze nad wykorzystaniem aktyw­nie czynnych substancji farmakologicznych, jako środków do powlekania powierzchni biomateriałów medycznych. Tunney i Gorman wykazali, iż pokrycie poliuretanowych cewników urologicznych warstwą poliwinylopirolidonu (PVP), będącego produktem polimeryzacji winylopiroli­donu, powoduje spadek inkrustacji hydroksyapatytem Ca10(PO4)6(OH)2 oraz zmniejszoną adherencję izolatów Ente­rococcus faecalis [45]. Podobny efekt uzyskano modyfikując powierzchnię termoplastycznego, alifatycznego poliure­tanu (Tecoflex®) jodopowidonem, czyli kompleksem jodu z poliwinylopirolidonem (PVP-I) [23]. Ponadto prace eks­perymentalne z zastosowaniem skaningowej mikroskopii elektronowej potwierdziły skuteczność fosforylocholiny, która zaaplikowana na powierzchni stentów urologicznych, w znacznym stopniu ograniczała adherencję bakteryjną, jak również znacząco redukowała stopień inkrustacji biomate­riału. Wiele nadziei budzi również zastosowanie heparyny jako substancji powlekającej powierzchnię biomateriału. W przypadku stentów urologicznych pokrytych warstwą tego organicznego polisacharydu, po sześciu tygodniach nie stwierdzono konglomeratów bakteryjnych ani inkru­stacji w obrębie zastosowanego biomateriału [43]. Również pokrycie kateterów warstwą nitrofurazonu, oraz tlenkiem srebra czy też stopami tego metalu, w wielu przypadkach wpływało na znaczny spadek liczby zakażeń i bakteriomo­czu [36,37].
Kolejnym związkiem, z którym wiąże się duże nadzieje jest antyseptyczny barwnik Gendine, którego główne składowe to fiolet gencjany oraz syntetyczna pochodna biguanidu, chlorheksydyna. Hachem i wsp. wykorzystując techniki ska­ningowej mikroskopii elektronowej wykazali dużą oporność na adherencję bakteryjną kateterów urologicznych powle­czonych warstwą tego preparatu [16]. Wśród innych związ­ków wykazujących działanie antybakteryjne często wymie­nia się Triclosan będący inhibitorem enoilo-acylo reduktazy - enzymu, który powoduje zatrzymanie syntezy kwasów tłuszczowych w komórkach bakteryjnych. Zastosowanie inhibitorów ureazy, takich jak kwas acetohydroksamowy, powoduje redukcję inkrustacji cewników urologicznych in vitro, natomiast w środowisku o wysokim pH powoduje zahamowanie adherencji i formowania biofilmu P. mirabilis.
Wieloaspektowe badania prowadzone są również nad in­hibitorami mechanizmów quorum sensing. Ten chemiczny sposób porozumiewania się drobnoustrojów, polegający na wytwarzaniu i wydzielaniu do otoczenia autoinduk­torów, które służą do skoordynowanej regulacji ekspresji genów, których produkty są zaangażowane w przebiegu różnych procesów fizjologicznych, ma również bardzo istot­ny wpływ na proces tworzenia biofilmu. Zjawisko quorum sensing opisano u kilkudziesięciu gatunków bakterii Gram­-ujemnych, a najpowszechniejszy sposób wewnątrzgatun­kowej komunikacji w obrębie tej grupy drobnoustrojów jest oparty o autoinduktory, będące N-acylohomoserynowymi laktonami. W przypadku bakterii Gram-dodatnich funk­cje sygnałowe pełnią z kolei zmodyfikowane oligopeptydy. Oprócz tych swoistych dla gatunku autoinduktorów, postu­luje się także możliwość komunikacji międzygatunkowej za pomocą cząsteczki będącej estrem furanozylo-boranowym, określanym jako autoinduktor typu 2 (AI-2). Tak więc za­hamowanie komunikacji wewnątrz- i międzygatunkowej między drobnoustrojami tworzącymi strukturę biofilmu, mogłoby pozwolić na prowadzenie skuteczniejszej terapii antybakteryjnej. Takie działania nie prowadzą do selekcjo­nowania opornych mutantów, jak to się dzieje w przypadku stosowania antybiotykoterapii [6,26,28,40,47].
Dodatkowo prowadzone są również prace nad zastosowa­niem akustycznych fal powierzchniowych o niskiej energii (AFP). Zakłada się, że fala mechaniczna skierowana bezpo­średnio na powierzchnię implantu może zaburzać proces adherencji bakteryjnych komórek planktonowych do po­wierzchni biomateriału, uniemożliwiając tym samym zapo­czątkowanie procesu formowania struktury biofilmu [17].
Terapia zakażeń układu moczowego
Pomimo gwałtownego wzrostu odsetka szczepów opornych nadal najpowszechniejszą metodą leczenia zakażeń układu moczowego jest szeroko rozumiana antybiotykoterapia. Jed­nak występowanie objawów klinicznych ze strony układu moczowego nie zawsze jest jednoznaczne z zakażeniem.
Podstawą skutecznego leczenia przeciwbakteryjnego jest zastosowanie leku celowanego, ukierunkowanego na czyn­nik etiologiczny. Niezbędne zatem są: prawidłowo przepro­wadzony wywiad lekarski z pacjentem oraz badanie bak­teriologiczne moczu [27]. Jeśli posiewy są jałowe należy wykonać dodatkowe badania w celu wykluczenia obecności drobnoustrojów niewykrywalnych w klasycznym badaniu, takich jak: Chlamydia trachomatis, Candida albicans, Ureaplasma urealyticum, Neisseria gonorrhoeae, Trichomonas vaginalis. Jed­nakże leczenie często rozpoczyna się przed otrzymaniem wyniku badania mikrobiologicznego (tzw. leczenie empi­ryczne). W takiej sytuacji podaje się najczęściej antybiotyk o szerokim zakresie działania [14].
Istnieje kilka grup antybiotyków/chemioterapeutyków wy­kazujących aktywność wobec uropatogennych szczepów i osiągających odpowiednie stężenie w moczu. W zakaże­niach dróg moczowych u dorosłych najczęściej stosuje się fluorochinolony, nitrofurany, antybiotyki beta-laktamowe, aminoglikozydowe, trimetoprim i sulfonamidy [34].
W terapii niepowikłanych zakażeń układu moczowego do leków pierwszego rzutu należą doustne fluorochinolony, takie jak ciprofloksacyna, ofloksacyna, lewofloksacyna, nor­floksacyna, pefloksacyna. Są to związki bardzo skuteczne, ich działanie obejmuje większość szczepów uropatogennych z Pseudomonas aeruginosa włącznie. Jednak, ze względu na niższy koszt i obawę przed wzrostem oporności na fluoro­chinolony, powszechnie stosuje się trimetoprim często z sul­fametoksazolem (TMP/SMX), chociaż obserwuje się znaczny odsetek zakażeń E. coli opornych na te związki [14,38]. Do często stosowanych leków przeciwbakteryjnych drugiego wyboru należą; nitrofurantoina, fosfomycyna oraz amino­penicyliny (ampicylina, amoksacylina) bez lub z dodatkiem inhibitora beta-laktamaz (sulbaktam, kwas klawulanowy), które wolniej eliminują patogeny z dróg moczowych oraz mogą doprowadzić do wyselekcjonowania opornych na le­czenie szczepów Klebsiella sp [14,38]. W przypadku braku efektów leczenia powyższymi lekami można stosować rów­nież cefalosporyny III generacji np. cefiksym, cefopodok­sym, ale są one mało skuteczne w zakażeniach gronkowcami i zupełnie nieskuteczne w przypadku zakażeń enterokoka­mi i pałeczkami Pseudomonas. Zazwyczaj w niepowikłanych ZUM stosuje się fluorochinolony i TMP/SMX przez trzy dni, a w przypadku leczenia preparatami nitrofurantoiny (Fura­gin) i amoksycyliną, siedem dni. Można również zastosować pojedynczą dawkę TMP/SMX (1920 mg), amoksycyliny lub fosfomycyny (3000 mg) jednakże zaobserwowano większe ryzyko nawrotów choroby oraz nieskuteczność w przypadku zakażeń Staphylococcus saphrophyticus [14,38].
Nawracające zakażenia układu moczowego są wskaza­niem do przewlekłej terapii trwającej zwykle 2-4 tygodnie, a w niektórych przypadkach nawet 6-12 miesięcy. Nawro­ty dotyczą najczęściej zakażeń wywoływanych przez E. coli i w większości są to infekcje ponowne (tzw. reinfekcje), rza­dziej zakażenia przetrwałe, po leczeniu. Profilaktyka ciągła polega na przyjmowaniu niewielkich, subterapeutycznych dawek leków przeciwbakteryjnych codziennie lub co drugi dzień na noc. Stosuje się tutaj najczęściej nitrofurantoinę (Furagin), trimetoprim lub TMP/SMX [25].
Powikłane zakażenia układu moczowego są spowodowane głównie przez szczepy E. coli oporne na stosowane w terapii ZUM antybiotyki, a także przez pałeczki Klebsiella, Serratia, Proteus, Pseudomonas i Providencia oraz enterokoki i gronkow­ce, choć zakażenia Staphylococcus saprophiticus odnotowuje się stosunkowo rzadko. Powikłane ZUM występują zazwy­czaj u osób z cewnikiem, przetoką moczową, z upośledze­niem odporności, kamicą moczową, cukrzycą i są szcze­gólnie prawdopodobne u mężczyzn. Diagnozowane są gdy objawy kliniczne, pomimo leczenia, utrzymują się po 72 godzinach od rozpoczęcia antybiotykoterapii. W przypad­ku ostrego powikłanego zapalenia pęcherza moczowego stosuje się fluorochinolony w większych dawkach przez okres 7-14 dni. Trimetoprim, TMP/SMX oraz nitrofuranto­ina są tu zwykle nieskuteczne. Często w powikłanych ZUM uczestniczą również uropatogeny odporne na aminopenicy­liny i cefalosporyny I generacji. W niektórych przypadkach, podczas zakażenia florą mieszaną (pacjenci cewnikowani) konieczne jest podanie leków droga parenteralną do czasu uzyskania poprawy. Najczęściej podaje się fluorochinolony (lewofloksacynę), cefalosporyny I/II generacji (ceftriakson, cefuroksym), antybiotyki beta-laktamowe (piperycynę z ta­zobaktamem, tikarycylinę z klawulanianem. W zakażeniach z udziałem szczepów P. aeruginosa stosuje się ceftazydym, cefepim lub karbapenemy. Często leczenie obejmuje terapię skojarzoną z antybiotykiem aminoglikozydowym [14,19].
Jak wspomniano wyżej, szczególnie narażoną grupą na za­każenia układu moczowegoz udziałem biofilmu bakteryj­nego są pacjenci cewnikowani. Długotrwałe utrzymywanie cewnika w pęcherzu moczowym prawie zawsze prowadzi do infekcji, często mieszaną florą bakteryjną. Pojawiły się liczne doniesienia na temat korzyści z profilaktycznego stosowania fluorochinolonów. Kandydatami do tej terapii mogą być osoby po operacjach, wymagające cewnikowa­nia jedynie przez krótki okres. Stosuje się wtedy niskie dawki antybiotyku przez okres 3-14 dni, co w znacznym stopniu ogranicza wystąpienie ZUM [11,36]. W przypadku wystąpienia objawów klinicznych, należy usunąć cewnik i wykonać badanie mikrobiologiczne moczu, czasami tak­że krwi i rozpocząć antybiotykoterapię trwającą zwykle 7-14 dni. W zależności od wyniku badania należy stosować odpowiedni antybiotyk, działający na dany drobnoustrój. W zakażeniu Gram-ujemnymi pałeczkami rekomendowa­ne są fluorochinolony i cefalosporyny III generacji (cefo­taksym, ceftriakson), koagulazododatnimi gronkowcami - aminoglikozydy i fluorochinolony, a w ostrych infekcjach szpitalnych - wankomycyna, jako lek tzw. „ostatniej szan­sy", enterokokami - ampicylina i w ostrych zakażeniach szpitalnych - wankomycyna, a w przypadku P. aeruginosa - ceftazydym z dodatkiem aminoglikozydu [31].
Leczenie niepowikłanych zakażeń układu moczowego na ogół nie stwarza lekarzom większych problemów. Sytuacja komplikuje się w przypadku powikłanych infekcji szcze­pami opornymi na powszechnie stosowane antybiotyki/ chemioterapeutyki oraz u pacjentów przewlekle cewni­kowanych. Niestety, nadal preferowane jest tzw. leczenie empiryczne związkami o szerokim zakresie działania, nie znając aktualnej oporności uropatogenów. Doprowadzić to może do utraty kontroli nad skutecznością terapii, a także przyczynić się do gwałtownego wzrostu oporności bakterii na antybiotyki. Już dziś skuteczność niektórych leków jest bardzo ograniczona przez narastającą oporność szczepów E. coli i gronkowców, szczególnie na sulfonamidy, amino­penicyliny a w ostatnim okresie na trimetoprim/sulfa­metoksazol oraz fluorochinolony [13]. Istotne wydaje się poszukiwanie nowych metod zapobiegania wystąpienia ZUM, polegające m.in. na powlekaniu cewników niepato­gennymi szczepami E. coli (np. HU2117), co w znacznym stopniu mogłoby ograniczyć wzrost drobnoustrojów wy­wołujących zakażenia dróg moczowych. Wiele badań sku­pia się również na poszukiwaniu nowych związków ha­mujących adhezję bakterii do nabłonka czy formowanie biofilmów, a także tworzeniu specjalnych szczepionek, np. przeciw białkom adhezyjnym fimbrii bakteryjnych. Istotnym składnikiem macierzy biofilmu jest zewnątrz­komórkowy kwas deoksyrybonukleinowy (eDNA), dlate­go w badaniach in vitro, wykazano również udział DNAzy I w redukcji biofilmu tworzonego przez Pseudomonas aeru­ginosa [30,35]. Ważną rolę w terapii mogą również ode­grać bakteriofagi. Istnieje wiele doniesień wskazujących na znaczną redukcję (>90%) formowania biofilmu przez patogenne szczepy, na cewnikach pokrytych bakteriofa­gami, m.in. wykazano aktywność bakteriofaga T4 wobec E. coli, a także mieszaniny złożonej z pięciu fagów przeciw P. aeruginosa [7,21,36,39,40].
Podsumowanie
Biofilm jest miejscem niezwykle dogodnym do szerzenia się lekooporności wśród patogennych szczepów. Komórki bakteryjne będące integralną częścią biofilmu są w znacznie większym stopniu oporne na środki bakteriobójcze niż for­my planktonowe. Zakażenia układu moczowego z udziałem biofilmu bateryjnego występują z bardzo dużą częstością u ludzi. Złożoność struktury biofilmu stanowi barierę dla powszechnie stosowanych chemioterapeutyków, powoduje powstawanie chronicznych i nawracających stanów zapal­nych układu moczowego. Z punktu widzenia klinicznego terapia infekcji układu moczowego nadal jest wyzwaniem dla współczesnej urologii, dlatego niezbędne jest prowadze­nie dalszych badań mających na celu pogłębienie wiedzy z zakresu funkcjonowania i struktury biofilmu bakteryj­nego oraz poszukiwanie alternatywnych terapii zakażeń układu moczowego.
PIŚMIENNICTWO
[1] Baka-Ostrowska M.: Zakażenie układu moczowego u dzieci. Przegl. Urol., 2006; 7: 31-33
[Full Text HTML]  
[2] Baranowska K., Rodziewicz A.: Molekularne interakcje w biofilmach bakteryjnych. Kosmos, 2008; 57: 278-279
[Full Text PDF]  
[3] Bartoszewicz M., Rygiel A.: Biofilm jako podstawowy mechanizm zakażenia miejsca operowanego - metody prewencji w leczeniu miejscowym. Chirurgia Polska, 2006; 8: 171-178
[Full Text PDF]  
[4] Beiko D.T., Knudsen B.E., Watterson J.D., Denstedt J.D.: Biomaterials in urology. Curr. Urol. Reports, 2003; 4: 51-55
[PubMed]  
[5] Bichler K.H., Peiper E., Naber K., Braun V., Zimmermann R., Lahme S.: Urinary infection stones. Int. J. Antimicrob. Agents, 2002; 19: 488-498
[PubMed]  
[6] Chen X., Schaunder S., Potier N., Dorsselaer A.V., Pelczer I., Bassler B.L., Hughson F.M.: Structural identification of a bacterial quorum-sensing signal containing boron. Nature, 2002; 415: 545-549
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[7] Chibeu A., Lingohr E.J., Masson L., Manges A., Harel J., Ackermann H.W., Kropinski A.M., Boerlin P.: 8 Bacteriophages with the ability to degrade uropathogenic Escherichia coli biofilms. Viruses, 2012; 4: 471-487
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[8] Choe H.S., Son S.W., Choi H.A., Kim H.J., Ahn S.G., Bang J.H., Lee S.J., Lee J.Y., Cho Y.H., Lee S.S.: Analysis of the distribution of bacteria within urinary catheter biofilm using four different molecular techniques. Am. J. Infect. Control, 2012; 40: 249-254
[PubMed]  
[9] Coker C., Poore C.A., Li X., Mobley H.L.: Pathogenesis of Proteus mirabilis urinary tract infection. Microbes Infect., 2000; 2: 1497-1505
[PubMed]  
[10] Czaczyk K., Myszka K.: Mechanizmy warunkujące oporność biofilmów bakteryjnych na czynniki antymikrobiologiczne. Biotechnologia, 2007; 1: 40-52
[Full Text PDF]  
[11] Dalhoff A.: Global fluoroquinolone resistance epidemiology and implictions for clinical use. Interdiscip. Perspect. Infect. Dis., 2012; 2012: 976273
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[12] Donlan R.M., Costerton J.W.: Biofilms: survival mechanisms of clinically relevant microorganisms. Clin. Microbiol. Rev., 2002; 15: 167-193
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[13] Dunne W.M.: Bacterial adhesion: seen any good biofilms lately? Clin. Microbiol. Rev., 2002; 15: 155-166
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[14] Franz M., Hörl W.H.: Common errors in diagnosis and management of urinary tract infection. II: Clinical management. Nephrol. Dial. Transplant., 1999; 14: 2754-2762
[PubMed]  
[15] Grzesik A., Poletyło A., Wolska A.: Etiological agents of urinary tract infections in children treated at the Institute of Mother and Child. Med. Wieku Rozwoj., 2008; 12: 789-794
[PubMed]  
[16] Hachem R., Reitzel R., Borne A., Tinkey P., Uthamanthil R., Chandra J., Ghannoum M., Raad I.: Novel antiseptic urinary catheters for prevention of urinary tract infections: correlation of in vivo and in vitro test results. Antimicrob. Agents Chemother., 2009; 53: 5145-5149
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[17] Hazan Z., Zumeris J., Jacob H., Raskin H., Kratysh G., Vishnia M., Dror N., Barliya T., Mandel M., Lavie G.: Effective prevention of microbial biofilm formation on medical devices by low-energy surfaces acoustic waves. Antimicrob. Agents Chemother., 2006; 50: 4144-4152
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[18] Hunt S., Werner E., Huang B., Hamilton M., Stewart P.: Hypothesis for the role of nutrient starvation in the biofilm detachment. Appl. Environ. Microbiol., 2004; 70: 7418-7425
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[19] Jacobsen S.M., Stickler D.J., Mobley H.L., Shirtliff M.E.: Complicated catheter - associated urinary infections due to Escherichia coli and Proteus mirabilis. Clin. Microbiol. Rev., 2008; 21: 26-59
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[20] Jansen A.M., Lockatell C.V., Johnson D.E. Mobley H.L.: Visualisation of Proteus mirabilis morphotypes in the urinary tract: the elongated swarmer cell is rarely observed in ascending urinary tract infection. Infect. Immun., 2003; 71: 3607-3613
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[21] Jaworski A., Serwecińska L., Stączek P.: Quorum sensing - komunikowanie się komórek w populacjach bakterii przy udziale chemicznych cząstek sygnałowych. Postępy Biol. Kom., 2005; 32: 231-256
[Abstract]  
[22] Jiang X., Abgottspon D., Kleeb S., Rabbani S.,Scharenberg M., Wittwer M., Haug M., Schwardt O., Ernst B.: Antiadhesion therapy for urinary tract infections a balanced PK/PD profile proved to be key for success. J. Med. Chem., 2012; 55: 4700-4713
[PubMed]  
[23] Khandwekar A.P., Doble M.: Physicochemical characterisation and biological evaluation of polyvinylopyrrolidone-iodine engineered poluyrethane (Tecoflex®). J. Mater. Sci. Mater. Med., 2011; 22: 1231-1246
[PubMed]  
[24] Ko G.Y., Kim G.C., Seo T.S., Kim T.H., Lim J.O., Lee J.H., Song H.Y.: Covered, retrievable, expandable urethral nitionol stent: feasibility study in dogs. Radiology, 2002; 223: 83-90
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[25] Kodner C.M., Thomas Gupton E.K.: Recurrent urinary tract infections in women: diagnosis and management. Am. Fam. Physician, 2010; 82: 638-643
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[26] Kupilas A.: Przewlekłe zakażenia układu moczowego. Przegląd Urologiczny, 2010; 63: 19-25
[Full Text HTML]  
[27] Kupilas A.: Zakażenie układu moczowego. Przegląd Urologiczny, 2006; 38: 50-59
[Full Text HTML]  
[28] Matejczyk M., Suchowiejska M.: Charakterystyka zjawiska Quorum sensing i jego znaczenie w aspekcie formowania i funkcjonowania biofilmu w inżynierii środowiska, budownictwie, medycynie oraz gospodarstwie domowym. Civil Environ. Eng., 2011; 2: 71-75
[29] Morris N.S., Stickler D.J., Mc Lean R.J.: The development of bacterial biofilms on indwelling urethral catheters. World J. Urol., 1999; 17: 345-350
[PubMed]  
[30] Nemoto K., Hirota K., Murakami K., Taniguti K., Murata H., Viducic D., Miyake Y.: Effect of Varidase (Streptodornase) on biofilm formed by Pseudomonas aeruginosa. Chemotherapy, 2003; 49: 121-125
[PubMed]  
[31] Nicolle L.E.: Catheter-related urinary tract infection. Drugs Aging, 2005; 22: 627-639
[PubMed]  
[32] Rokosz A., Bednarska A., Łuczak M.: Bakteryjne czynniki zakażeń układu moczowego u hospitalizowanych pacjentów oraz ich wrażliwość na leki przeciwbakteryjne. Urol. Pol., 2005; 58: 119-124
[Full Text HTML]  
[33] Różański W.: Kamica struwitowa. Przegląd Urologiczny, 2010; 60: 16-21
[Full Text HTML]  
[34] Saadeh S.A., Mattoo T.K.: Managing urinary tract infection. Pediatr. Nephrol., 2011; 26: 1967-1976
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[35] Sahu P.K., Iyer P.S., Oak A.M., Pardesi K.R., Chopade B.A.: Characterization of eDNA from the clinical strain Acinetobacter baumannii AIIMS 7 and its role in biofilm formation. ScientificWorld J., 2012; 2012: 1-10
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[36] Saint S., Lipsky B.A.: Preventing catheter-related bacteriuria: Should we?, Can we? How? Arch. Intern. Med., 1999; 159: 800-808
[PubMed]  
[37] Saint S., Veenstra D.L., Sullivan S.D., Chenoweth C, Fendrick A.M.: The potential clinical and economic benefits for silver alloy urinary catheters in preventing urinary tract infection. Arch. Intern. Med., 2000; 160: 2670-2675
[PubMed]  
[38] Salvatore S., Cattoni E., Siesto G., Serati M., Sorice P., Torella M.: Urinary tract infections in women. Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol., 2011; 156: 131-136
[PubMed]  
[39] Scharenberg M., Schwardt O., Rabbani S., Ernst B.: Target selectivity of FimH antagonists. J. Med. Chem., 2012; 55: 8910-8916
[PubMed]  
[40] Siddiq D.M., Darouiche R.O.: New strategies to prevent catheter-associated urinary tract infections. Nat. Rev. Urol., 2012; 9: 305-314
[PubMed]  
[41] Stamm W.E., Norrby S.R.: Urinary tract infections: disease panorama and challenges. J. Infect. Dis., 2001; 183: S1-S4
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[42] Stove S.D., Richards J.J., Tucker A.T., Thompson R., Melander C., Cavanagh J.: Anti-biofilm compounds derived from marine sponges. Mar. Drugs, 2011; 9: 2010-2035
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[43] Tenke P., Komes B., Nagy K., Hultgren S.J., Mendling W., Wullt B., Grabe M., Wagenlehner F.M., Cek M., Piccard R., Botto H., Naber K.G., Bjerklund Johansen T.E.: Update on biofilm infections in the urinary tract. World J. Urol., 2012; 30: 51-57
[PubMed]  
[44] Torzewska A.: Udział drobnoustrojów w powstawaniu kamieni moczowych. Postępy Mikrobiol., 2003; 42: 39-53
[Full Text PDF]  
[45] Tunney M.M., Gorman S.P.: Evaluation of a poly (vinylpyrollidone)-coated biomaterial for urological use. Biomaterials, 2002; 23: 4601-4608
[PubMed]  
[46] Wagenlehner F.M., Cek M., Naber K.G., Kiyota H., Bjerklund-Johansen T.E.: Epidemiology, treatment and prevention of healthcare-associated urinary tract infections. World J. Urol., 2012; 30: 59-67
[PubMed]  
[47] Waters C.M., Bassler B.L.: Quorum sensing: cell-to-cell communication in bacteria. Annu. Rev. Cell Dev. Biol., 2005; 21: 319-346
[PubMed]  
[48] Wojnicz D.: Wpływ stężeń podprogowych antybiotyków na zdolności adhezyjne bakterii. Adv. Clin. Exp. Med., 2007; 16: 141-148
[Abstract]  
Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.