Postepy Hig Med Dosw. (online), 2013; 67: 569-583
Review
Full Text PDF  

Znaczenie zegara biologicznego w utrzymaniu homeostazy glukozy
The role of biological clock in glucose homeostasis
Piotr Chrościcki, Michał Usarek, Jadwiga Bryla
Zakład Regulacji Metabolizmu, Instytut Biochemii, Wydział Biologii, Uniwersytet Warszawski
Adres do korespondencji
prof. dr hab. Jadwiga Bryła, Zakład Regulacji Metabolizmu, Wydział Biologii UW, ul. I. Miecznikowa 1, 02- 096 Warszawa; e-mail: bryla@biol.uw.edu.pl

Otrzymano:  2012.08.09
Zaakceptowano:  2013.03.21
Opublikowano:  2013.06.20

Streszczenie
Mechanizm działania zegara biologicznego polega na rytmicznej ekspresji genów zegarowych, regulujących aktywację wybranych składników genomu. Dzięki transkrypcyjno-translacyjnym powiązaniom dochodzi do endogennego rytmu syntezy białek, limitujących przebieg różnych procesów fizjologicznych i metabolicznych. Szczególnie ważne jest utrzymanie homeostazy glukozy - głównego źródła energii dla mózgu, erytrocytów, siatkówki oka i mięśni szkieletowych. Centralny zegar biologiczny, zlokalizowany w jądrze nadskrzyżowaniowym (SCN), jest istotny nie tylko do wyznaczania okresów snu i czuwania, lecz również regulowania wielu dróg metabo­licznych, a dostępność określonych metabolitów może kontrolować jego aktywność. Sugeruje się również istnienie w mózgu drugiego ośrodka oscylacyjnego lub ośrodków indukowanych przez pokarm (FEO), aktywujących poszukiwanie pokarmu i sekrecję hormonów kontrolujących proces trawienia. Ponadto, większość komórek i tkanek ma własne, autonomiczne zegary peryferyczne. Procesy syntezy i wykorzystywania glukozy są zsynchronizowane w czasie. Zegar biologiczny wpływa na syntezę glukozy w wątrobie, jej pobieranie przez różne tkanki oraz wskaźnik tolerancji na ten metabolit, określany na podstawie indukowanej przez posiłek odpowiedzi organizmu na insulinę. Podwzgórzowe neurony oreksynergiczne kontrolują równowagę energetyczną orga­nizmu i modulują syntezę glukozy oraz jej wykorzystywanie. Natomiast niedobór oreksyny powoduje występowanie narkolepsji oraz przybieranie na wadze. Działając zwrotnie - glukoza i aminokwasy wpływają na aktywność komórek zawierających ten neuroprzekaźnik. Zaburzenie działania genów zegarowych powoduje rozregulowanie oddziaływania między metabolizmem a rytmami okołodobowymi zegarów peryferycznych na poziomie neuronalnym, molekularnym i komórkowym. Badania genetyczne na gryzoniach i ludziach dostarczyły dowodów, że zakłócenie rytmów ekspresji genów zegarowych, np. u pracowników zmianowych, powoduje występowanie chorób cywilizacyjnych: otyłości oraz cukrzycy typu 2. Panujący obecnie styl życia nowoczesnych społeczeństw w znaczący sposób zakłóca funkcjonowanie zegara biologicznego.
Słowa kluczowe: zegar biologiczny • geny zegarowe • glukoza • homeostaza • metabolizm • oreksyna • pokarm


Summary
The mechanism of the biological clock is based on a rhythmic expression of clock genes and clock-controlled genes. As a result of their transcripto-translational associations, endogenous rhythms in the synthesis of key proteins of various physiological and metabolic processes are created. The major timekeeping mechanism for these rhythms exists in the central nervous system. The master circadian clock, localized in suprachiasmatic nucleus (SCN), regulates multiple metabolic pathways, while feeding behavior and metabolite availability can in turn regulate the circadian clock. It is also suggested that in the brain there is a food entrainable oscillator (FEO) or oscillators, resulting in activation of both food anticipatory activity and hormone secretion that control digestion processes. Moreover, most cells and tissues express autonomous clocks. Maintenance of the glucose homeostasis is particularly important for the proper function of the body, as this sugar is the main source of energy for the brain, retina, erythrocytes and skeletal muscles. Thus, glucose production and utilization are synchronized in time. The hypothalamic excited orexin neurons control energy balance of organism and modulate the glucose production and utilization. Deficiency of orexin action results in narco­lepsy and weight gain, whereas glucose and amino acids can affect activity of the orexin cells. Large-scale genetic studies in rodents and humans provide evidence for the involvement of disrupted clock gene expression rhythms in the pathogenesis of obesity and type 2 diabetes. In general, the current lifestyle of the developed modern societies disturbs the action of biological clock.
Key words: biological clock • clock genes • food • glucose • homeostasis • metabolism • orexin




Wykaz skrótów:
ACTH - hormon adrenokortykotropowy; AHA - przedni rejon podwzgórza; AKT - kinaza białkowa B; AMPK - kinaza aktywowana przez AMP; ANS - autonomiczny układ nerwowy; ARC - jądro łu­kowate podwzgórza; AVP - wazopresyna argininowa; Ccg - geny kontrolowane przez zegar; CKIε - izoforma kinazy kazeinowej; cFOS - marker aktywacji neuronów; CREB - czynnik transkrypcyjny aktywowany przez cAMP; CRH - hormon uwalniający kortykotropinę; CRY - białka zaliczane do rodziny kryptochromu; DMH - jądro grzbietowo-przyśrodkowe podwzgórza; FAA - aktywność poprzedzająca przyjmowanie pokarmu; FEO - oscylator indukowany przez pokarm; GABA - kwas γ-aminomasłowy; HPA - oś podwzgórze - przysadka - nadnercza; LHA - rejon boczny pod­wzgórza; MAPK - kinaza białkowa aktywowana przez mitogeny; MCH - hormon zagęszczający melaninę; NAMPT - fosforybozylotransferaza nikotynamidowa; NPY - neuropeptyd Y; OX1R i OXR2 - receptory wiążące oreksynę odpowiednio A i B; PDK-1 - kinaza białkowa-1 zależna od 3-fosfatydyloinozytolu; PER - białka Period; PF - rejon okołosklepieniowy podwzgórza; POMC - proopiomelanokortyna; PVN - jądro przykomorowe podwzgórza; RGCs - komórki zwojowe siatkówki; RHT - szlak siatkówka podwzgórze; SCN - jądro nadskrzyżowaniowe; SIRT1 - sirtuina 1; VIP - naczyniowy polipeptyd jelitowy; VMH - brzusznoprzyśrodkowe jądro podwzgórza.
Wprowadzenie
Przez wiele milionów lat życie na Ziemi kształtowało się wśród cyklicznych dobowych i okołorocznych zmian wa­runków środowiska, wynikających z obrotowego i obie­gowego ruchu naszej planety. Organizmy podlegały więc adaptacji do oscylacyjnego rytmu natury. Ewolucja se­lekcjonowała rozwiązania, w których organizm potrafił dostosować swoją fizjologię do dynamiki warunków ota­czającego go świata. U zwierząt funkcje te pełni zegar bio­logiczny. Ma on na celu przygotować organizm do zadań, które zazwyczaj występują w ciągu dnia, poprzez wpły­wanie na takie elementy fizjologiczne i behawioralne jak: aktywność dobowa, rytm pracy serca, sekrecja hormonów, temperatura ciała i praca układu pokarmowego [2]. Ist­nienie zegara biologicznego umożliwia również rozdział czasowy przeciwstawnych procesów metabolicznych, np. glikogenolizy i glukoneogenezy [32].
Przez bardzo długi okres struktura oraz mechanizm dzia­łania endogennego zegara był nieznany. Niewątpliwie przyczyną tego stanu było to, że struktury i funkcjono­wanie zegarów biologicznych bardzo różnią się między poszczególnymi grupami taksonomicznymi zwierząt. Przełomem w badaniach chronobiologicznych okazało się odkrycie genów zegarowych u Drosophila melanogaster [5], a później u myszy [77], umożliwiające poznanie pod­staw tego mechanizmu. Bodźcem wpływającym na wy­twarzanie okołodobowego rytmu dla zegara jest światło, będące tzw. dawcą czasu (z niem.: Zeitgeber). Ze względu na swoją cykliczność, dostępność światła jest najbardziej odpowiednim parametrem geofizycznym do wyznacza­nia czasu. Na tej podstawie zwierzęta mogą się przygo­tować do nadchodzących zmian warunków środowiska, np. zmiany temperatury i dostępności pożywienia w cią­gu doby, a nawet w cyklu rocznym na podstawie zmiany stosunku długości dnia do nocy.
Podstawą działania zegara biologicznego są geny zega­rowe, których ekspresja w komórkach nadaje im rytm niezależny od czynników zewnętrznych. Istnienie ta­kich oscylatorów udokumentowano m.in. w wątrobie, jelitach, sercu i siatkówce [52]. Jednak do sprawnego funk­cjonowania całego organizmu niezbędny jest element koordynujący wszystkie narządy, którego funkcję pełni centralny zegar biologiczny, zlokalizowany w przedniej części podwzgórza, w jądrze nadskrzyżowaniowym (SCN - suprachiasmatic nucleus), zawierającym 10 000-15 000 neuronów [56]. Umiejscowienie tego ośrodka nad skrzy­żowaniem nerwów wzrokowych umożliwia odbieranie sygnałów z siatkówki o długości dnia i nocy oraz synchro­nizację procesów wewnętrznych do aktualnej pory dnia. Tym samym światło pełni rolę najważniejszego regulatora pracy SCN [51]. Innymi bodźcami dla tego ośrodka jest po­karm i aktywność fizyczna, które w czasie ewolucji czło­wieka były ze sobą ściśle powiązane. Niestety, rozwijająca się cywilizacja sprawia, że ludzie coraz dłużej zostają ak­tywni w ciągu nocy, a krócej w dzień. Za sprawą nocnych zmian, dyżurów, a nawet imprez rozrywkowych, zakłó­cona zostaje ekspozycja człowieka na światło słoneczne oraz nawyki żywieniowe. W konsekwencji upośledzeniu ulega naturalny rytm okołodobowy, co objawia się depre­sją, zaburzeniami snu i wielu procesów metabolicznych. Szczególnie niebezpieczne dla zdrowia człowieka jest za­kłócenie homeostazy glukozy, które według wielu badaczy może prowadzić do rozwoju syndromu metabolicznego. Z tego powodu istotne jest określenie roli zegara biolo­gicznego i pokarmu w utrzymaniu prawidłowej home­ostazy glukozy u ssaków.
Molekularne podstawy komórkowych oscylacji
W organizmie ssaków odmierzanie czasu zachodzi w pra­wie każdej komórce ciała z udziałem tzw. „peryferycz­nych zegarów", które regulują ekspresję genów swoistych dla określonej tkanki. Podstawą działania endogennego oscylatora na poziomie komórkowym jest rytmiczna eks­presja genów zegarowych. Kodowane przez nie białka pełnią ważne funkcje w różnych procesach metabolicz­nych. Mogą brać udział np. w procesie biosyntezy, inicjacji translacji, fałdowania białek, ich transportu lub modyfika­cji innych białek. Okołodobowa synteza białek zależnych od zegara biologicznego prowadzi do uruchomienia, ha­mowania, bądź zwiększenia aktywności poszczególnych szlaków, których efekt jest korzystny o określonej porze dnia [68]. Cykliczność wymienionych procesów wyma­ga molekularnego mechanizmu wzajemnie sprzężonej transkrypcji genów zegarowych. Niektóre z kodowanych przez nie białek po nagromadzeniu się hamują proces powstawania własnego mRNA w sposób oscylacyjny. Ich autoregulacyjna funkcja tworzy rozbudowaną sieć sprzę­żeń zwrotnych, której pełny obrót trwa około 24 godzin. Znaczenie zegara biologicznego dla organizacji życia na Ziemi podkreśla to, że liczba oscylacyjnie powstających transkryptów w każdej komórce jest znacząca - około 10% transkryptomu. Jest interesujące, że większość bia­łek oscylujących w jednej tkance, nie oscyluje w innej [45]. Niemniej jednak, niektóre geny zegarowe, które są odpowiedzialne za regulację rytmu dobowego są uniwer­salne i ulegają ekspresji zarówno w neuronach SCN, jak i komórkach tkanek peryferycznych [60]. Należą do nich geny: Clock, Bmal1, Per1, Per2, Per3, Cry 1 i Cry 2.
Cechą charakterystyczną jest regulacja zegara okołodobo­wego przez sprzężenie zwrotne [56]. Pozytywne regula­tory indukują transkrypcję genów kontrolowanych przez zegar (Ccg; clock-controlled genes), spośród których nie­które kodują białka działające na ich własną ekspresję, wskutek represji wywoływanej przez pozytywne regu­latory. U ssaków białka CLOCK i BMAL1 są pozytywny­mi regulatorami, kontrolującymi ekspresję negatywnych regulatorów: białek zaliczanych do rodziny kryptochro­mu (CRY) oraz tzw. białek Period (PER). Jak przedstawio­no na ryc. 1A, główną rolę w omawianym mechanizmie pełnią produkty genów Clock i Bmal1, odpowiedzialne za aktywację transkrypcji innych genów zegarowych przez wiązanie się z sekwencją 5'-CACGTG-3' DNA zwaną E-box [77]. Białka CLOCK i BMAL1 tworzą heterodimeryczną czą­steczkę, pełniącą funkcję inicjacji procesu ekspresji m.in. genów Per i Cry, których produktami są negatywne regula­tory. Powstające w cytoplazmie białka Period (PER1, PER2 i PER3) oraz kryptochromy (CRY1 i CRY2) gromadzą się, migrują do jądra, tworzą heterodimery i blokują aktyw­ność transkrypcyjną kompleksu CLOCK-BMAL1, hamu­jąc transkrypcję własnych genów. Białka PER są wiązane przez kilka receptorów jądrowych [61]. Stabilność kom­pleksu represorowego PER-CRY jest ściśle kontrolowana przez białkową kinazę kazeinową - CKIε oraz różne dla PER i CRY ligazy ubikwitynowe (β-TrCP1 i FBXL3) [10]. Proces ten służy utrzymaniu cykliczności ekspresji ge­nów zegarowych. Ufosforylowany kompleks represorowy PER-CRY ulega degradacji z udziałem ubikwityny i prote­asomu 26S, a kompleks CLOCK-BMAL1 może aktywować nowy cykl transkrypcyjny. Główne geny zegarowe (takie jak: Clock, Bmal1, Per i Cry) są konieczne w celu wytwarzania rytmów okołodobowych, podczas gdy Ccg, takie jak: Nampt (kodujący ekspresję transferazy fosforybozylo-nikotyno­amidowej, podstawowego enzymu biosyntezy NAD+) oraz Alas1 (kodujący ekspresję syntazy aminolewulinianowej, istotnego enzymu w biosyntezie hemu) są kontrolowane przez główne geny zegara [29].
Oddziaływanie białek PER z różnymi receptorami jądro­wymi nie tylko wpływa na aktywność określonych szla­ków metabolicznych (np. metabolizm lipidów i glukozy), ale również moduluje ekspresję głównych genów zegara, które są konieczne do generowania i utrzymania rytmów okołodobowych. Na podstawie tych obserwacji można wnioskować, że zegar okołodobowy reguluje metabolizm, a zaburzenia rytmów okołodobowych są ujawniane przez różne choroby metaboliczne [56].
Skuteczna kontrola metabolizmu w komórce przez zegar biologiczny wymaga istnienia mechanizmu określającego stan energetyczny komórki. Może to być osiągnięte przez oddziaływanie między sirtuiną 1 (SIRT1) i allosteryczną kinazą aktywowaną przez AMP (AMPK) a mechanizmem działania zegara [56]. SIRT1 jest zarówno zależną od NAD+ deacetylazą podstawowych białek szlaków metabolicz­nych jak i regulatorem ekspresji genów w wyniku de­acetylacji histonów. Aktywność tego enzymu wykazuje zmiany oscylacyjne skorelowane z rytmicznymi dobo­wymi zmianami zawartości wewnątrzkomórkowego NAD+ [48]. SIRT1 moduluje rytmy okołodobowe za pośrednic­twem deacetylowania histonu H3 i niehistonowych białek (BMAL1 i PER2).
Kompleks CLOCK-BMAL1 oddziałuje z SIRT1, w wyniku czego możliwy jest również jej udział w regulacji pro­motorów genów zegarowych. Co więcej, białko CLOCK wykazuje aktywność acetylotransferazy w odniesieniu do histonów jako substratów, co może świadczyć o tym, że rytmiczne remodelowanie chromatyny jest bardzo istotne dla funkcjonowania systemu transkrypcji bia­łek zegarowych [16]. Po połączeniu się z E-box, białko CLOCK katalizuje reakcję acetylacji histonów H3 i H4 oraz białka BMAL1. W następstwie tej reakcji acetylowa­ny czynnik transkrypcyjny jest rozpoznawany i łączy się z represyjnym kompleksem PER-CRY, w wyniku czego grupa acetylowa zostaje dołączona również do PER2 [28]. Przeprowadzane przez białko CLOCK modyfikacje mają na celu nadanie stabilności temu kompleksowi, którego utrzymanie oznacza zablokowanie transkrypcji. Represja utrzymuje się do czasu zmiany w komórce potencjału oksydoredukcyjnego, wyrażanego przez zaburzenie sta­nu równowagi między NAD+ i NADH. Wraz ze wzrostem utlenionej postaci NAD+ aktywacji ulega SIRT1. W wyniku jej działalności grupa acetylowa zostaje odłączona od hi­stonów, BMAL1 i PER2, prowadząc do rozpadu kompleksu represyjnego [48]. Odłączone cząsteczki PER ulegają dalej fosforylacji przez CKIε, co kieruje je na drogę degradacji i umożliwia wznowienie cyklu. SIRT1 deacetyluje rów­nież wiele białek metabolicznych, aktywując np. czyn­nik FOXO1, który reguluje ekspresję genów kodujących enzymy glukoneogenezy [21].
Przyłączenie dimeru CLOCK-BMAL1 do nici DNA możliwe jest tylko w obecności NADH i NADPH [53]. W tak skon­struowanym mechanizmie transkrypcyjnym, ekspresja genów zegarowych uzależniona jest od stanu metabolicz­nego komórki, czego wskaźnikiem jest stosunek stężeń utlenionej do zredukowanej formy dinukleotydu nikoty­namidoadenylanowego. Podwyższona ilość NAD+ świad­czy o niedoborze substratów energetycznych, co skutkuje zniesieniem represji kompleksu CLOCK-BMAL1. W trakcie transkrypcji genów znajdujących się pod regulacyjnym wpływem wymienionego heterodimeru, ekspresji ulega również gen kodujący enzym fosforybozylotransferazę nikotynamidową (NAMPT - nicotinamide phosphoribo­syltransferase), podstawowy enzym procesu odtwarzania NAD+. Aktywacja NAMPT podtrzymuje aktywność kom­pleksu CLOCK-BMAL1 i uniemożliwia jego odłączenie od miejsc E-box [48]. Co więcej, wewnątrzkomórkowa zawar­tość NAD+ również podlega zmianom oscylacyjnym w wy­niku kontrolowanej przez zegar ekspresji genu Nampt [48]. Brak hydrolazy NAD+ CD38 u myszy zwiększa zawartość NAD+ w wielu tkankach oraz skraca czas aktywności loko­motorycznej tych zwierząt, a także zawartość niektórych aminokwasów [55].
System regulujący transkrypcję genów związanych z „od­mierzaniem czasu" przez komórki jest jeszcze bardziej skomplikowany. Do opisanych już procesów należy dodać wieloczynnikowy mechanizm kontroli ekspresji genu Bmal1 [56]. Jak widać na ryc. 1B, korzystnie wpływają na ten pro­ces np. receptory ROR (α, β i γ), a za wyłączenie jego ekspre­sji odpowiadają białka REV-ERB (α i β) oraz białka wiążące hem [80]. Wymienione czynniki są receptorami sierocy­mi i regulują ekspresję białka BMAL1, aby utrzymać jego odpowiednie stężenie w komórce. Współzawodniczą one o sekwencję RRE [(A/T)A(A/T) NT(A/G)GGTCA], znajdują­cą się w obszarze promotora genu Bmal1, utrzymując od­powiednie stężenie jego produktu, jak i całego kompleksu CLOCK-BMAL1 w komórce. W sytuacji, gdy liczba cząste­czek BMAL1 jest wystarczająca do utworzenia kompleksów z białkiem CLOCK, ekspresji ulega gen Rev-erbα, którego produkt uniemożliwia transkrypcję genu Bmal1 na zasadzie ujemnego sprzężenia zwrotnego. Gdy białka BMAL1 jest mało, jego ekspresję aktywuje receptor RORE.
Ryc. 1. Schemat działania zegara biologicznego. Funkcjonowanie zegara biologicznego polega na rytmicznej ekspresji genów zegarowych pełniących ważne funkcje w organizmie. A. Poprzez sprzężenie zwrotne produkty ekspresji genów zegarowych modulują pracę endogennego oscylatora. U ssaków wyróżnia się główną pętlę ujemnego sprzężenia zwrotnego, którą stanowią czynniki transkrypcyjne CLOCK i BMAL1, umożliwiające transkrypcję genów Cry i Per. W rezultacie białka CRY i PER dimeryzują, wnikają do jądra komórkowego, gdzie oddziałują z kompleksem CLOCK-BMAL1, hamując swoją własną transkrypcję. W wyniku fosforylacji kompleks PER-CRY rozpada się, a jego składniki ulegają degradacji, umożliwiając kompleksowi CLOCK-BMAL1 wznowienie nowego cyklu. B. Elementem regulacyjnym kolejnej pętli ujemnego sprzężenia zwrotnego jest białko REV-ERBA. Ekspresję genu Rev-erba indukuje kompleks CLOCK-BMAL1. Z kolei białko REV-ERBA hamuje ekspresję BMAL1 poprzez wiązanie się z sekwencją RORE, o którą musi rywalizować z cząsteczką ROR, będącą aktywatorem transkrypcji. W uzupełnieniu aktywatorów i represorów transkrypcji, potranslacyjne modyfikacje i degradacja białek zegarowych stanowią ważne elementy dla zjawiska okresowości. C. W procesie degradacji białek PER i CRY główną rolę pełnią kinazy kazeinowe CKIε (CSNK1D i CSNK1E). W wyniku fosforylacji cząsteczek regulatorowych jest możliwa ich poliubikwitynacja z udziałem kompleksów ligaz poliubikwitynowych β-TrCP1 i FBXL3 i w konsekwencji ich degradacja w proteasomach 26 S (przygotowano na podstawie [30,58,70])

Innym ważnym modulatorem rytmu dobowego, koordy­nującym przebieg określonych procesów komórkowych, jest stężenie AMP. Podwyższona zawartość tego związku również świadczy o deficycie energetycznym i wspoma­ga procesy służące do pozyskania substratów energe­tycznych. Aktywność AMPK wykazuje rytmiczne zmiany w wątrobie, podwzgórzu i fibroblastach embrionalnych myszy [75]. W wyniku aktywacji AMPK przez AMP jest możliwa m.in. fosforylacja kinazy kazeinowej CKIε, co uaktywnia degradację białka PER2, jak i fosforylację białka CRY1 (por. ryc. 1A) [41]. Jak widać na ryc. 1C, fosforylacja przez AMPK białka CRY1 sprawia, że staje się ono miej­scem działania ligaz ubikwitynowych, które prowadzą do degradacji białka CRY1 [41]. Jest interesujące, że ak­tywacja AMPK powoduje zwiększenie wewnątrzkomór­kowej zawartości NAD+ [12]. Ponieważ zarówno AMP, jak i NAD+ gromadzą się w warunkach obniżonego wytwarza­nia energii, widoczna jest silna korelacja między aktyw­nością AMPK i SIRT1. Działalność AMPK w omawianym systemie regulacyjnym prowadzi do wytwarzania enzy­mu NAMPT, który z kolei powoduje wzrost stężenia NAD+ i aktywności deacetylazy [12].
Na ekspresję genów zegarowych mają również wpływ czynniki zewnętrzne, których sygnalizacja objawia się wzrostem stężenia jonów Ca2+ i cAMP w komórce, powo­dując fosforylację białka CREB przez kinazę aktywowaną przez mitogeny (MAPK), w następstwie czego następuje uruchomienie transkrypcji genów Per i Cry [68].
Dobowe wahania stężenia glukozy we krwi
Stężenie glukozy w osoczu to wartość wypadkowa mię­dzy jej dostarczaniem do krwiobiegu oraz odpływem do wnętrza komórek. Cukier dostarczają głównie komórki jelit, które w wyniku trawienia pobierają go z treści po­karmowej oraz wątroba - największy magazyn i centrum syntezy, a także komórki kory nerek, które podobnie jak wątroba zawierają enzymy, umożliwiające wytwarzanie glukozy w procesie glukoneogenezy. Głównymi odbiorca­mi glukozy są mózg, mięśnie, erytrocyty, siatkówka oka oraz tkanka tłuszczowa. Ponieważ większość z wymienio­nych narządów ma różne zapotrzebowania energetyczne w ciągu doby, układ podaży i popytu na ten związek jest zmienny w czasie. W ciągu milionów lat ewolucji orga­nizmy wyższych kręgowców wytworzyły wielorakie me­chanizmy zabezpieczające je przed hiper - i hipoglikemią. Stężenie glukozy we krwi u zdrowego człowieka na czczo waha się w zakresie 70-99 mg/dL, jednak po posiłku do­puszcza się wzrost do wartości nieprzekraczających 140 mg/dL [83]. Okazuje się jednak, że nasz organizm nie tylko koryguje odchylenia zawartości glukozy we krwi od nor­my, ale również kontroluje występowanie cyklicznych zmian jej stężenia w czasie doby.
Jak widać na ryc. 2, u zdrowego i prawidłowo odżywiającego się człowieka stężenie glukozy w surowicy utrzymuje się na stałym poziomie. Co pewien czas dochodzi do spontaniczne­go wzrostu stężenia glukozy związanego ze spożyciem pokar­mu. W ciągu 2-3 godzin jest on obniżany do około 80 mg/dL w wyniku działania insuliny. Przed południem obserwujemy jednak silniejsze działanie hormonu obniżające stężenie glu­kozy do 70 mg/dL. Na szczególną uwagę zasługuje dodatkowy szczyt zawartości cukru w surowicy, pojawiający się w godzi­nach wczesnoporannych, a więc niezwiązany z pobieraniem pokarmu. W dodatku nie indukuje on wydzielania insuliny [8]. Podwyższone stężenie glukozy nad ranem jest wynikiem wytwarzania endogennej glukozy, a ze względu na swoją od­mienność został nazwany fenomenem „świtu". Uważa się, że obserwowane zjawisko jest najprawdopodobniej wynikiem zwiększonej szybkości glukoneogenezy w wątrobie [32].
Ryc. 2. Dobowe zmiany stężenia glukozy i insuliny we krwi u człowieka. Linią ciągłą zaznaczono stężenie glukozy, a linią przerywaną stężenie insuliny. Ciemne tło wykresu wyznacza okres nocy, a jasne - dzień. Poposiłkowy wzrost stężeń glukozy obserwowany jest około godziny: 9.30, 14.00 i 20. W efekcie wydzielana zostaje insulina, która obniża stężenie glukozy w ciągu 2-3 godzin do stężenia charakterystycznego dla normoglikemii. Efektywność działania insuliny jest najwyższa rano i następnie maleje. Wzrost zawartości glukozy ok. godziny 4.00 nie powoduje znaczącej sekrecji insuliny (ryc. 1 z [42], za zgodą autorki oraz red. Bezpieczeństwo Pracy. Nauka i Praktyka)

Zmierzono również dobowe zmiany stężenia glukozy w surowicy u szczura (Rattus norvegicus) i stwierdzono, że u tych zwierząt występują analogiczne zależności, jak u ludzi. Stężenia cukru i insuliny rosną po spożyciu po­karmu, natomiast szczyt zawartości glukozy, niepowo­dujący odpowiedzi hormonalnej występuje w godzinach wieczornych. Dwunastogodzinne opóźnienie fenomenu „świtu" tłumaczy się nocnym trybem życia szczurów. Jed­nak zarówno u gatunku nocnego, jak i dziennego zjawisko to występuje tuż przed okresem wzmożonej aktywności ruchowej. Uważa się, że proces ten jest kontrolowany przez zegar biologiczny i ma na celu przygotować orga­nizm do wysiłku fizycznego [13].
Znaczenie światła i pokarmu wregulacji wzajemnego oddziaływania między SCNi zegarami peryferycznymi
U ssaków najważniejszym stymulatorem rytmów około­dobowych jest światło słoneczne ze względu na jego silne oddziaływanie na pracę SCN. Jednak oscylacje zegarów peryferycznych regulowane są również przez inne rodzaje bodźców (lub stymulacji). Co więcej, przepływ informacji z nadrzędnego oscylatora do zegarów obwodowych nie jest wyłącznie jednokierunkowy. Z tego powodu sygnały pochodzące z przewodu pokarmowego mogą wpływać np. na rytm snu i czuwania, który regulowany jest głównie przez SCN. Na ryc. 3 przedstawiono schemat indukowa­nych przez światło i pokarm mechanizmów wzajemnych oddziaływań między zegarem centralnym SCN i zegara­mi peryferycznymi. Informacja o natężeniu światła jest przesyłana z siatkówki do SCN za pośrednictwem szla­ków: siatkówka-podwzgórze (RHT) oraz sygnałów z jądra szwu (raphe nucleus) [7]. RHT składa się z wrażliwych na światło monosynaptycznych glutaminianergicznych komórek zwojowych siatkówki (RGCs), w których zacho­dzi ekspresja genów mRGCs, kodujących melanopsynę, odpowiedzialną za włączanie lub zmianę rytmów oko­łodobowych. Bodźce świetlne z RGCs docierają do SCN, stymulując oscylacje genów zegarowych i aktywności neuronalne w SCN. W RGCs wykryto również obydwie izoformy oreksyny: A i B. A zatem, zakończenia aksonów tych komórek w SCN mogą uwalniać oreksyny i w ten sposób modulować aktywność neuronów SCN w wyniku aktywacji zlokalizowanych na nich receptorów wiążących ten neuroprzekaźnik [43].
Ryc. 3. Schemat indukowanej przez światło i pokarm regulacji oddziaływań między SCN, strukturami podwzgórza i zegarami peryferycznymi, uczestniczącymi w utrzymywaniu homeostazy glukozy. U ssaków najważniejszym stymulatorem rytmu okołodobowego jest światło słoneczne, które z udziałem receptorów siatkówki oraz szlaku podwzgórzowo-siatkówkowego zapewnia prawidłową częstotliwość oscylacji w SCN. Następnie neurony SCN w sposób rytmiczny pobudzają lub hamują inne rejony podwzgórza, odpowiedzialne za sen, lokomocję, sekrecję hormonów, pobieranie pokarmu i metabolizm. Również sygnały pochodzące z zegarów peryferycznych, będących czujnikami stanu sytości, aktywności ruchowej, zawartości tkanki tłuszczowej oraz stężenia glukozy, aminokwasów i innych składników pokarmowych, mogą regulować pracę SCN, utrzymując homeostazę glukozy. Szczegółowe objaśnienia znajdują się w tekście. Liniami zielonymi i czerwonymi oznaczono odpowiednio działania stymulujące i hamujące, koordynowane przez zegar centralny w SCN. Liniami niebieskimi przedstawiono efekty wywoływane z udziałem autonomicznego układu nerwowego ANS. Natomiast czarne linie przerywane ilustrują przekazywanie sygnałów z ośrodka lub ośrodków indukowanych przez pokarm (FEO) oraz zegary peryferyczne (opracowano głównie na podstawie prac [7,34,66,75,48])

Głównymi peptydami uwalnianymi przez SCN w sposób cykliczny są: naczyniowy polipeptyd jelitowy (VIP) oraz wazopresyna argininowa (AVP). Inne neuropeptydy (np. neuromedyna S, będąca anoreksygennym sygnałem SCN) są uwalniane lokalnie przez zakończenia aksonów podob­nie jak AVP w przykomorowym jądrze podwzgórza (PVN). GABA-ergiczne sygnały z SCN do neuronów PVN i jądra grzbietowo-przyśrodkowego podwzgórza (DMH) integru­ją informacje z peptydowymi sygnałami i przekazują je do obszarów mózgu odpowiedzialnych za różne funkcje kontrolowane przez rytmy okołodobowe. Inhibitorowe sygnały wychodzące z SCN działają na całe podwzgórze, wyjaśniając, dlaczego światło zwiększa aktywność komó­rek SCN in vivo i jednocześnie może zmniejszać aktyw­ność neuronów w otaczających brzusznych, ogonowych i tylnych obszarów podwzgórza: przedniego rejonu pod­wzgórza (AHA), bocznego podwzgórza (LHA), brzuszno­środkowego jądra podwzgórza (VMH), DMH oraz PVN [6].
W organizmach charakteryzujących się dziennym trybem życia indukowane przez światło uwalnianie wazopresyny przez neurony SCN pobudza glutaminianergiczne neurony subPVN i DMH i w konsekwencji stymuluje neurony zawie­rające hormon uwalniający kortykotropinę (CRH) w PVN. Natomiast w organizmach o nocnym trybie życia ten sam sygnał pochodzący z centralnego zegara powoduje pobu­dzenie neuronów GABA-ergicznych w subPVN i DMH, co w efekcie hamuje neurony zawierające CRH w PVN [31]. SCN kontroluje dzienne rytmy hormonalne w dwojaki sposób:
• działa na neuroendokrynne neurony motoryczne, wpły­wając na uwalnianie czynników podwzgórzowych oraz
• za pośrednictwem autonomicznego układu nerwowego (ANS) oddziałuje z określonymi tkankami peryferycznymi lub organami, wpływając na ich wrażliwość na uwalniane w podwzgórzu hormony.
Dlatego też w celu utrzymania homeostazy organizmu, SCN powinien utrzymywać równowagę pomiędzy aktyw­nością układu współczulnego i przywspółczulnego w cią­gu doby. Segregacja preautonomicznych neuronów, które odpowiadają za regulację tych dwóch przeciwstawnych układów zaczyna się już w obrębie SCN [31]. Aktywność ANS nie podlega jednak kontroli wyłącznie przez zegar biologiczny. Na jego aktywność ma również wpływ wiele innych czynników, w tym również stan emocjonalny. Co więcej, w samej strukturze mechanizmu zegarowego dro­gi pobudzania obydwu układów autonomicznych nie są identyczne. Neurony układu współczulnego i przywspół­czulnego są hamowane przez pobudzane w SCN neurony GABA-ergiczne, podczas gdy neurony układu współczul­nego są stymulowane przez pobudzane w SCN neurony glutaminianergiczne. Natomiast stymulacja neuronów układu przywspółczulnego następuje przez inny ośrodek - VMH, zwany również ośrodkiem sytości [34].
Kolejnymi ośrodkami podwzgórza, które otrzymują ryt­miczne projekcje z SCN są rejony: LHA, zwany ośrodkiem głodu i okołosklepieniowy (PF). Oscylacyjny sygnał GABA­-ergiczny blokuje w tych ośrodkach aktywność neuronów zawierających oreksynę - peptyd, który odpowiada za prawidłowy rytm snu i czuwania. Zaburzenia w syntezie i wydzielaniu tego związku obserwuje się bowiem u osób cierpiących na narkolepsję. Neurony oreksynergiczne tworzą bardzo dobrze rozwiniętą sieć penetrującą cały mózg z wyjątkiem móżdżka [82]. Szczególnie dużo orek­synergicznych zakończeń nerwowych znaleziono w PVN i jądrze łukowatym (ARC) podwzgórza [73]. ARC zawiera również neurony wykazujące ekspresję neuropeptydu Y (NPY), stymulujące pobieranie pokarmu oraz neurony charakteryzujące się ekspresją proopiomelanokortyny (POMC), które hamują ten proces. Wzrost pobierania po­karmu indukowany przez oreksynę może być przynaj­mniej częściowo skutkiem aktywacji neuronów zawiera­jących NPY w ARC.
Za pośrednictwem neuronów układu współczulnego oko­łosklepieniowe neurony oreksynergiczne przekazują ryt­miczne sygnały GABA - i glutaminianergiczne emitowane z SCN do wątroby, powodując zwiększenie syntezy glukozy u schyłku nocy, tj. w końcowym okresie snu i zapoczątko­wując kolejny okres czuwania. Neurony oreksynergiczne LHA są wrażliwe na obecność glukozy. Przy braku tych neuronów myszy transgeniczne nie wykazują aktywności motorycznej i przebudzenia w warunkach głodu. Domó­zgowe podanie oreksyny aktywuje neurony w PVN i po­woduje wzrost stężenia adrenokortykotropiny (ACTH) i kortykosteroidów w surowicy szczura [73]. Ponieważ efekty te nie występują po podaniu dootrzewnowym orek­syny, uważa się, że oreksyna aktywuje oś podwzgórze­-przysadka-nadnercza (HPA) wyłącznie przez ośrodkowy układ nerwowy w wyniku wydzielania wazopresyny i CRH w PVN. Neurony oreksynergiczne potęgują ekspresję c­-FOS, markera aktywacji neuronów m.in. w PVN i ARC, tj. rejonach uczestniczących w regulacji układu autono­micznego i neuroendokrynnego [73]. Oreksyna może rów­nież wiązać się z receptorami w komórkach nadnerczy bez udziału osi HPA, powodując wydzielanie kortyzolu i aldosteronu bez wpływu na stężenie ACTH w surowicy. Ponadto, oreksyna z udziałem VMH i układu nerwowego współczulnego stymuluje nadnercza i pobieranie gluko­zy przez mięśnie [63]. Ogólnie rzecz ujmując, oreksyna ma szeroki zakres działania na regulację poziomu gluko­zy we krwi. Może ona za pośrednictwem ANS regulować funkcjonowanie tkanek związane z metabolizmem cukru, aktywować układy endokrynne lub wiązać się bezpośred­nio do receptorów na powierzchni tkanek obwodowych. Receptory dla oreksyny znaleziono w komórkach beta trzustki i jądrach [73].
Odkrycie peryferycznych oscylatorów doprowadziło do identyfikacji swoistych dla określonych tkanek genów, których szybkość transkrypcji zmienia się w czasie doby. Zegary występujące w organach układu trawiennego są wrażliwe na pojawianie się pokarmu, komunikują się z mózgiem za pośrednictwem sygnałów endokrynnych i nerwowych i mogłyby być źródłem sygnałów kierują­cych rytmami „wyprzedzającymi" spożywanie pokarmu. Usunięcie SCN znosi zjawisko rytmiczności większości procesów fizjologicznych, ale transplantacja SCN z jedne­go osobnika do drugiego powoduje zachowanie oscylacji dawcy u biorcy, wskazując na znaczącą rolę zegara cen­tralnego. Zaskakujące jest jednak to, że mimo usunięcia SCN, są zachowane oscylacje behawioralne wyprzedzające spożywanie pokarmu, sugerując istnienie w mózgu dru­giego ośrodka zawierającego oscylatory, charakteryzują­cego się rytmami okołodobowymi w następstwie regular­nie występujących posiłków. Te domniemane oscylatory indukowane przez pokarm (FEO) stanowią prawdopodob­nie ośrodki niezależne od światła, aktywujące poszukiwa­nie pokarmu i powodujące jeszcze przed czasem posiłku syntezę i sekrecję hormonów niezbędnych do indukcji procesu trawienia [64].
Niewiele wiadomo o molekularnym mechanizmie dzia­łania zegara indukowanego przez pokarm oraz miejsc jego lokalizacji w centralnym i peryferycznym układzie nerwowym. Jedynie usuwanie jądra przyramiennego pnia mózgu i DMH zmniejszało u szczurów występowanie ak­tywności poprzedzającej przyjmowanie pokarmu (FAA). Ponadto, nerwy odprowadzające z SCN przebiegają w ob­szarze DMH sugerując, że ten rejon może być jednym z odpowiedzialnych za modulowanie przez SCN rytmów karmienia lub spożywania pokarmów [6,64]. Rejon DMH jest konieczny i wystarczający do indukcji wszystkich ryt­micznych zachowań inicjowanych przez pokarm i wydaje się być przełącznikiem, hamującym pochodzące z SCN sygnały informujące o aktualnym zapotrzebowaniu me­tabolicznym organizmu.
Oddziaływanie między przewodem pokarmowym a mó­zgiem jest również możliwe z udziałem hormonów. Najle­piej udowodniona jest rola greliny, której stężenie w osoczu wzrasta gwałtownie 30 min przed posiłkiem w warunkach ograniczonego w określonym czasie karmienia zwierząt, sugerując jej rolę w przekazywaniu sygnału o konieczności spożycia pokarmu [50]. Hormon ten jest wiązany w pod­wzgórzu nie tylko przez receptory w Arc, lecz również w re­jonach: SCN, DMH, VMH i PVN, powodując aktywację cFOS w tych obszarach z wyjątkiem SCN [7,46]. Ponadto, cyklicz­ne zmiany we krwi stężenia glukozy, składnika sygnałowe­go pochodzącego z pożywienia lub cyklicznie zmieniające się zawartości czynników centralnego i peryferycznego FEO, biorących udział w wytwarzaniu greliny i oreksyny mogą modulować aktywność VMH w czasie zapotrzebo­wania na pożywienie [6]. Jednak nie wydaje się, żeby gre­lina była jedynym hormonem w przekazywaniu rytmów indukowanych przez pożywienie z peryferycznego FEO. Rytmiczne uwalnianie leptyny przez adipocyty może rów­nież być istotne do przekazywania sygnałów pokarmowych do mózgu. Na przykład u ludzi największe stężenie leptyny występuje w nocy, powodując spadek apetytu, indukowany przez neurony podwzgórza. Ponieważ antagonista recep­torów wiążących oreksynę zmniejsza otyłość u myszy ob/ ob (niesyntetyzujących leptyny), wydaje się, że przy braku leptyny następuje aktywacja zależnej od oreksyny drogi pobierania pokarmu. Chociaż mechanizmy kontrolujące rytmiczne uwalnianie leptyny i greliny z tkanek obwodo­wych nie są jeszcze wyjaśnione, wiadomo jednak, że ich działanie może modulować zegar SCN [29,46]. Glikokorty­koidy, wytwarzane przez korę nadnerczy kontrolują szlaki adaptacyjne w wątrobie, tkance tłuszczowej i mięśniach szkieletowych podczas głodzenia - wiążą się do Per2 oraz regulują ekspresję Rev-erb α i Per 1 [50]. W przeciwieństwie do glikokortykoidów, grelina i leptyna mogą dostarczać informacji od odpowiadających na pokarm zegarów pe­ryferycznych do zegara centralnego SCN [50]. Zaburzenia związane z wygaszeniem rytmów okołodobowych u ssaków z mutacjami w genach zegarowych sugerują wzajemne oddziaływania między systemami metabolicznymi i zega­rowymi, których zakłócenie może prowadzić do otyłości, chorób sercowo-naczyniowych i cukrzycy.
Rola autonomicznego układu nerwowego i oreksyny wregulacji homeostazy glukozy
Opisany wyżej mechanizm regulowania homeostazy glu­kozy przez zegar biologiczny wskazuje, że istnieje ścisła współpraca między układem hormonalnym i nerwowym. Zwraca uwagę odpowiednia sekrecja kortykosteroidów (inaczej glikokortykoidów), aby uzyskać pożądany efekt glukozotropowy o właściwej porze dnia. Uwalnianie in­nych hormonów wywołujących podobny efekt, jak np. katecholamin i glukagonu następuje pod wpływem nie­regularnych bodźców, a w przypadku hormonu wzrostu zależnie od wieku [37]. Dla porównania stężenie kortyko­steroidów we krwi wykazuje wyraźny rytm okołodobowy ze szczytem na początku aktywnej części dnia. Dodatkowo ich wydzielanie wywołuje wzmożony transport wolnych aminokwasów do wnętrza hepatocytów oraz okresową insulinooporność komórek wątroby [62]. Ponadto, wy­dzielanie kortykosteronu wspomaga pobieranie glukozy przez mięśnie szkieletowe i adipocyty [19], co z punktu chronobiologii jest dla organizmu korzystne. Opisane za­leżności skłaniają wielu naukowców do traktowania gli­kokortykoidów jako bezpośrednich sygnałów wysyłanych przez zegar biologiczny w celu utrzymania homeostazy glukozy. Dużym zaskoczeniem okazały się jednak wyniki doświadczenia, w którym zaobserwowano, że u ludzi za­chodzi prawidłowy rytm zmian stężeń glukozy we krwi mimo zablokowania syntezy kortyzolu. Co więcej, szczury z pozbawioną unerwienia wątrobą zachowują nienaruszo­ny rytm zmian stężenia kortykosteronu, ale nie wykazu­ją okołodobowych zmian glukozy w surowicy [11]. Brak odpowiedniego hormonalnego kandydata kontrolującego okołodobowy rytm glukozy we krwi sugerował, że jedy­ną drogą umożliwiającą 24-godzinny rytm podaży cukru jest autonomiczny układ nerwowy. Przypuszczenia te są zgodne z obserwacją, że komórki wątroby są bardzo licz­nie unerwione przez włókna współczulne i przywspół­czulne, a odnerwienie tego organu ma znaczący wpływ na wytwarzanie glukozy [67,79]. Eksperyment z zastoso­waniem elektrycznej stymulacji podwzgórza, potwierdził nadrzędną rolę ANS w kontroli gospodarki węglowoda­nowej przez zegar biologiczny [30].
Ze względu na ważną rolę oreksyny w regulacji rytmu oko­łodobowego w podwzgórzu oraz stymulacji aktywności neu­ronów autonomicznych wydaje się, że właśnie ten związek odpowiada za utrzymanie homeostazy glukozy. Na podsta­wie badań przeprowadzonych na małpach z gatunku Saimiri sciureus, które wykazują taką samą jak człowiek aktywność dobową, udowodniono, że w porównaniu z kortyzolem oko­łodobowy rytm wydzielania oreksyny w płynie mózgowo­-rdzeniowym wykazuje wyższą korelację z ich aktywnością ruchową [84]. Jak widać na ryc. 4, minimalne stężenie orek­syny A utrzymuje się w okresie wybudzania, tj. między go­dziną 6 a 8. Następnie jej sekrecja wzrasta osiągając wartości maksymalne o godzinie 16 i 20. Nocą ilość oreksyny w sposób niejednostajny maleje, wykazując nieznaczne podwyższe­nie stężenia około północy, ale minimalną wartość osiąga o poranku. Okołodobowy rytm oreksyny oznacza, że zwie­rzęta pozostają aktywne tak długo, jak długo peptyd ten jest wydzielany i jego stężenie w płynie mózgowo-rdzeniowym rośnie. Sen jest natomiast wywoływany przez zmniejszenie sekrecji oreksyny. Wyniki obserwacji potwierdza to, że se­krecja oreksyny w godzinach nocnych zostaje podtrzymana przez wymuszenie u zwierząt aktywności lokomotorycznej lub stres. W przypadku kortyzolu, jego stężenie w płynie mózgowo-rdzeniowym jest najwyższe około godziny 6 rano i w ciągu dnia maleje, osiągając spadek kolejno około godzi­ny: 8, 14 i wartość minimalną o godzinie 2 w nocy. Wzrost stę­żenia hormonu występuje około godziny 10 i 16. Największa korelacja między zmianami kortyzolu, a zachowaniem małp występuje w nocy i tuż przy przebudzeniu. Jednak zmiany zachodzące w dalszej części dnia nie odpowiadają zmianom zachowania u tych zwierząt.
Ryc. 4. Dobowe zmiany stężenia kortyzolu (górna część) i oreksyny A (hipokretyny-1) (środkowa część) w płynie mózgowo - rdzeniowym oraz aktywności lokomotorycznej (dolna część) u małp Saimiri sciureus. Dane zobrazowane ciągłą linią (eksperyment 1) i kółkami (eksperyment 2) są wartościami średnimi ± SEM. Linia przerywana łączy punkt czasu kontrolnego z próbą pobraną w tym samym czasie, ale po przedłużeniu czasu przebudzenia o 5 godzin. Strzałki wskazują czas pobierania do analizy płynu mózgowo-rdzeniowego. Aktywność motoryczną mierzono w okresach 30-minutowych. Okresy ciemności zaznaczono czarnymi prostokątami umieszczonymi wzdłuż osi x (jest to ryc. 1 z [85], zamieszczony za zgodą red. Soc. Neurosci. J.Neurosci.)

Działanie oreksyny A i B odbywa się za pośrednictwem dwóch rodzajów receptorów sprzężonych z białkami G (OX1R i OX2R) i dotyczy przede wszystkim regulacji cyklu sen/czuwanie i homeostazy energetycznej [57] w odpo­wiedzi na peryferyczne sygnały metaboliczne, takie jak: glukoza, leptyna i grelina [78]. Synteza mRNA prepro­oreksyny wzmaga się w obecności niskich stężeń gluko­zy i vice versa [25]. U myszy ze znokautowanym genem kodującym syntezę preprooreksyny lub pozbawionych neuronów zawierających oreksynę pojawiają się objawy narkoleptyczne oraz w późniejszym okresie otyłość, mimo zmniejszenia ilości pobieranego pożywienia [26]. Dane te wskazują, że za pośrednictwem ANS oreksyna jest nie tylko „czujnikiem" peryferycznych sygnałów metabolicz­nych, lecz również reguluje wytwarzanie glukozy i jej wy­korzystywanie w tkankach obwodowych [36,71]. A zatem, może być uważana za główny koordynator centralnego i peryferycznego działania hormonalnego, wpływającego na utrzymanie homeostazy glukozy [72].
Neurony reagujące na obecność cukru występują wy­łącznie w podwzgórzu i pniu mózgu i są klasyfikowane jako neurony pobudzane przez glukozę lub hamowane przez ten cukier w odniesieniu do sposobu ich reakcji na zewnątrzkomórkowe zmiany stężenia glukozy w płynie mózgowo-rdzeniowym [9]. Mechanizm wrażliwości neu­ronów na glukozę jest dwojaki: zależny lub niezależny od metabolizmu tego cukru [24]. Wrażliwość metaboliczna na glukozę jest określana na podstawie wpływu na ak­tywność glukokinazy, która rozpoczyna szlak glikolizy z wytworzeniem ATP, wpływając na aktywność neuronu przez zamykanie kanałów potasowych zależnych od ATP. Neurony zawierające oreksynę stanowią klasę neuronów hamowanych przez glukozę, ponieważ nieulegający me­tabolizmowi analog glukozy (2-deoksyglukoza) wywołu­je taki sam efekt jak glukoza, a ich reakcja na ten cukier nie jest modyfikowana przez inhibitory glukokinazy. Co więcej, aktywność neuronów oreksynergicznych jest bar­dziej skutecznie hamowana przez glukozę w niskich stę­żeniach pirogronianu, mleczanu lub ATP, obrazujących niski poziom energii, podczas gdy wysokie stężenia tych metabolitów powodują zmniejszenie ich odpowiedzi na glukozę [76]. W przeciwieństwie do hamowania przez glu­kozę, aktywność neuronów zawierających oreksynę jest stymulowana przez aminokwasy w wyniku hamowania przewodnictwa kanałów potasowych zależnych od ATP [35]. Obniżają one działanie hamujące glukozy na te neu­rony. Tak wykształcony system sprawia, że neurony te są zdolne do monitorowania stężenia aminokwasów we krwi oraz pobudzania organizmu do spożycia posiłku w odpo­wiedzi na brak niezbędnych aminokwasów niezależnie od stężenia cukru. Trzeci ważny składnik odżywczy - kwasy tłuszczowe nie wpływają na aktywność neuronów orek­synergicznych. Jednak stosowanie beztłuszczowej diety przez dłuższy czas może zaburzyć równowagę energetycz­ną całego organizmu na skutek modyfikacji wrażliwości neuronów oreksynergicznych na składniki pożywienia [36]. Wydaje się, że działanie podwzgórzowej oreksyny jest kontrolowane bardziej przez zrównoważenie diety niż po prostu jej wartość kaloryczną. Tak więc, bezpośredni wpływ różnych składników pożywienia na neurony orek­synergiczne mógłby im umożliwiać określoną „reakcję" na obecność poszczególnych komponentów diety.
Dalsze badania mające na celu określenie wpływu orek­syny na funkcjonowanie organizmu polegały na jej poda­waniu podskórnie, dożylnie lub bezpośrednio do płynu mózgowo-rdzeniowego. Podanie karmionym szczurom oreksyny A podskórnie [49] lub do trzeciej komory mó­zgu [81] powoduje wzrost stężenia glukozy i insuliny we krwi. Co więcej, wyeliminowanie neuronów układu współ­czulnego w wątrobie uniemożliwia indukowanie przez oreksynę endogennego wytwarzania glukozy przez ten organ [79]. Z kolei ciągła infuzja oreksyny A szczurom głodzonym powoduje wzrost stężęnia glukozy w osoczu i zapobiega obniżeniu endogennemu wytwarzaniu cukru w wątrobie w późniejszych okresach dnia [79]. Obserwacje te wskazują, że działanie oreksyny stymuluje pobudzanie neuronów układu współczulnego i zwiększa syntezę glu­kozy przez wątrobę i pobieranie tego cukru przez mięśnie szkieletowe. Takie działanie oreksyny umożliwia prze­życie organizmu w czasie głodzenia, ponieważ neurony oreksynergiczne mogą być aktywowane, a wytwarzana w wątrobie glukoza dostarcza energię mięśniom i umoż­liwia zwierzętom poszukiwanie pokarmu [74].
W przeciwieństwie do insuliny [51], oreksyna A zmniej­sza sekrecję glukagonu przez trzustkę szczura oraz izo­lowane wyspy Langerhansa, na skutek hamowania eks­presji genu kodującego proglukagon w sposób zależny od 3-kinazy fosfatydyloinozytolowej i fosforylacji PDK-1, AKT oraz czynnika transkrypcyjnego FOXO1, a wycisze­nie genu Foxo-1 odwraca hamujące działanie oreksyny A na ekspresję genu kodującego proglukagon [23]. Dane te wskazują, że oreksyna może zmniejszać hiperglukago­nemię i kontrolować stężenie glukozy we krwi. Podanie oreksyny A dożylnie myszom głodzonym kontrolnym lub z cukrzycą streptozotocynową powoduje obniżenie stężenia glukozy w surowicy bez zmiany stężenia insuli­ny [70]. Co więcej, u głodzonych szczurów poddawanych testowi tolerancji na glukozę, stężenie glukozy we krwi jest zmniejszone po uprzednim podaniu dootrzewno­wym oreksyny A. Mogłoby się wydawać, że oreksyna A poprawia wrażliwość ma insulinę. Oreksyna A akty­wuje neurony VMH, wzmaga indukowany przez insuli­nę transport glukozy i syntezę glikogenu w mięśniach szkieletowych [63].
Podobnie jak ekspresja genu i zawartość oreksyny w pły­nie mózgowo-rdzeniowym [15], neurony oreksynergicz­ne, zwłaszcza w PF i DMH podwzgórza, wykazują dobowy rytm aktywności [22]. A zatem, zegar biologiczny SCN reguluje rytm dobowy stężeń glukozy w osoczu głów­nie w wyniku zmian wytwarzania glukozy za pośrednic­twem układów współczulnego i przywspółczulnego [32]. Jak wcześniej wspominano, rytmiczne zmiany zawartości glukozy są niezależne od rytmu spożywania pokarmu lub hormonów regulujących metabolizm glukozy, takich jak insulina i glukagon oraz kortykosteron lub kortyzol [32]. Iniekcja icv antagonisty oreksyny całkowicie zapobiegała zjawisku występowania „fenomenu świtu" potwierdzając, że oreksyna rejonu PF jest głównym czynnikiem kon­trolującym dobowy rytm stężeń glukozy w osoczu [31]. Chociaż oreksyna A wykazuje zarówno zwiększanie, jak i obniżanie stężenia glukozy w zależności od warunków przeprowadzania doświadczenia, te przeciwstawne efek­ty mogą oznaczać wzrost i spadek stężenia glukozy w cy­klu okołodobowym. Dlatego dalsze badania są konieczne w celu wyjaśnienia mechanizmów, w jaki sposób przeciw­ne efekty wywoływane przez oreksynę są koordynowane w warunkach fizjologicznych [72].
W celu określenia długotrwałego braku oreksyny na homeostazę glukozy, użyto myszy ze znokautowanym genem kodującym syntezę preprooreksyny [71]. Młode 2-3-miesięczne myszy wykazywały zaburzenie mechani­zmu działania insuliny na etapie fosforylacji AKT w pod­wzgórzu. Natomiast starsze 9-miesięczne charakteryzo­wały się hiperinsulinemią, zaburzonym testem tolerancji na glukozę i opornością na insulinę, a transdukcja sygnału indukowanego przez insulinę na etapie AKT była poważ­nie zaburzona w podwzgórzu, wątrobie i mięśniach szkie­letowych. Co więcej, samice myszy ze znokautowanym genem kodującym syntezę preprooreksyny wykazywały również hiperleptynemię. Tak więc, brak oreksyny zabu­rza mechanizm działania insuliny w podwzgórzu i tkan­kach peryferycznych sugerując, że oreksyna jest głów­nym czynnikiem w zapobieganiu wraz z wiekiem rozwoju oporności na insulinę [74].
Skutki zaburzeń naturalnego rytmu dobowego
Istnienie i powszechność występowania zegara biologicz­nego wśród organizmów żywych, a zwłaszcza jego ważna funkcja w utrzymywaniu dobowego rytmu stężenia gluko­zy we krwi u ssaków, pozwala przypuszczać, że zakłócenia jego funkcjonowania mogą powodować negatywne kon­sekwencje dla zdrowia. Są to zarówno anomalie w podaży tego cukru, jak i stymulacji jego pobierania przez komórki ciała. Wszelkie zaburzenia w prawidłowym funkcjonowa­niu tego układu prowadzą do powstania różnych chorób metabolicznych.
Porównanie dolegliwości pracowników zmianowych z objawami występującymi w mysich mutantach pozba­wionych genów zegarowych nasuwa jednak pytanie, czy bardziej znacząca do uzyskania określonego fenotypu jest utrata genów, czy raczej rytmiczności ich ekspresji. W tym celu zbadano wpływ usunięcia podstawowych ge­nów zegarowych (Bmal1 lub Clock) w wątrobie w porów­naniu z mutantami pozbawionymi tych samych genów we wszystkich komórkach ciała [44]. Okazuje się, że u my­szy pozbawionych genu Bmal1 nie zachodzi okołodobowa ekspresja genów kodujących białka o istotnych funkcjach metabolicznych, jak np. Glut2, powodując hipoglikemię podczas fazy głodzenia [44]. Odstępstwa od normoglike­mii następują w warunkach utraty rytmu przez hepato­cyty przy nienaruszonym cyklu pozostałych komórek. Po usunięciu genów we wszystkich komórkach nie obserwu­je się tak znaczącego efektu. Organizm nadal zachowuje zdolność utrzymania stężenia glukozy w surowicy w za­kresie normy. Przeprowadzone doświadczenia sugerują, że prawidłowe funkcjonowanie organizmu ssaków wyma­ga synchronizacji wszystkich endogennych oscylatorów. Okazuje się również, że asynchronizacja peryferycznych procesów z rytmem SCN jest groźniejsza dla zdrowia niż kompletna arytmiczność.
Częste zaburzenie rytmu dobowego oraz ciągłe jego re­programowanie zachodzi u ludzi pracujących zmianowo, którzy permanentnie muszą przestawiać swój cykl snu i czuwania o 12 godzin. Prowadzony przez nich styl ży­cia zakłóca rytmiczność snu i czas ekspozycji organizmu na światło słoneczne przez długi okres. Z fizjologiczne­go punktu widzenia oznacza to poważne zmiany w to­lerancji glukozy, jak i reakcji organizmu na spożywany posiłek [47]. U takich osób obserwuje się zmniejszone stężenie leptyny i insuliny oraz podwyższoną zawartość glukozy. W rezultacie tych nieprawidłowości dochodzi do wzrostu masy ciała oraz rozwoju cukrzycy typu 2. Dane statystyczne potwierdzają, że występowanie otyłości, jak i insulinooporności wśród pracowników zmianowych jest dużo wyższe niż u osób o stałych godzinach pracy [38]. Obecnie problem ten jest bardzo dotkliwy, ponieważ we­dług statystyk - prawie 20% osób zatrudnionych w uprze­mysłowionych krajach jest pracownikami zmianowymi lub pracującymi w nocy. Wśród nich około 40% jest ob­jętych ryzykiem zachorowania na choroby sercowo-na­czyniowe [14]. Ostatnio natomiast, wśród pracowników zmianowych notuje się przewagę osób z zespołem me­tabolicznym, charakteryzującym się otyłością brzuszną, nadciśnieniem, dyslipidemią indukującą rozwój miażdży­cy, insulinoopornością oraz zmniejszoną tolerancją na glukozę [34,66]. W okresie ponad 6-letnim u około 33% spośród belgijskich pracowników zmianowych zatrudnio­nych w dużych firmach przemysłowych zdiagnozowano zespół metaboliczny w porównaniu z około 22% wśród osób pracujących wyłącznie w dzień [14]. Obserwowano podwyższone ciśnienie krwi, zwiększone stężenie triacy­logliceroli i glukozy, niską zawartość cholesterolu we frak­cji HDL oraz nadwagę skorelowaną z otyłością brzuszną. Niestety brakuje danych o przyzwyczajeniach dietetycz­nych tej grupy. Poza brakiem informacji o diecie badania belgijskich pracowników są obarczone również innymi ograniczeniami. Badacze dysponowali tylko wynikami pomiarów stężenia glukozy i triacylogliceroli na czczo w celu zdefiniowania syndromu metabolicznego i jako granicę osób zdrowych uznano 120 mg/dl dla stężenia glukozy oraz 220 mg/dl dla stężenia triacylogliceroli we krwi [14]. W porównaniu z pracownikami dziennymi, pra­cownicy zmianowi zgłaszali częściej problemy z zasypia­niem. Na zjawisko zaburzeń snu u pracowników zmiano­wych zwracają również uwagę polscy badacze, wskazując wśród przebadanych pracowników służby zdrowia i po­licjantów występowanie bezsenności istotnej klinicznie [3,58]. Niedobór snu pojawia się szczególnie często u lu­dzi pracujących więcej niż 6 nocy w miesiącu i mających dzieci poniżej 7 lat [58]. Dalsze badania są jednak koniecz­ne celem wyjaśnienia patofizjologii tego procesu oraz objęcie pracowników zmianowych regularnym progra­mem badań w celu określenia zaburzeń metabolicznych pozwalających na zmniejszenie obciążenia ich ryzykiem zachorowania na choroby sercowo-naczyniowe.
Inne badania wykazały, że poposiłkowe stężenie glukozy jest zwiększone u pracowników zmianowych w porówna­niu z pracującymi tylko w dzień. Ponadto stwierdzono, że praca w nocy powoduje zmiany stężenia glukozy i lipidów w surowicy, ustępujące po powrocie tych osób do pracy wyłącznie w czasie dnia. Zaburzenia stężeń glukozy, lipi­dów i triacylogliceroli u pracowników zmianowych suge­rują indukcję insulinooporności (tj. obniżonej wrażliwości mięśni, wątroby i komórek tkanki tłuszczowej na działa­nie insuliny), jako przyczynę rozwoju syndromu metabo­licznego i w konsekwencji choroby wieńcowej serca [34]. Przypuszcza się, że przyczyną problemów zdrowotnych osób pracujących w systemie zmianowym jest nie tylko brak ekspozycji na światło słoneczne oraz aktywność noc­na, lecz również stosowanie sztucznego oświetlenia [14]. Na potwierdzenie tej sugestii przemawiają doświadczenia przeprowadzone na zwierzętach. Wykazano, że aktywne w nocy myszy w wyniku 24-godzinnej ekspozycji na świa­tło przybierają szybciej na wadze, wykazują obniżoną to­lerancję na glukozę i jedzą większą część posiłku w czasie dnia, niż myszy w grupie kontrolnej, mimo spożycia tej samej ilości kalorii. Ponadto, w tych samych warunkach, lecz z dostępem do pożywienia tylko w godzinach noc­nych nie zaobserwowano u gryzoni otyłości [20]. Stwier­dzono także, że myszy karmione dietą wysokotłuszczową tylko w czasie fazy „jasnej" przybierały na wadze bardziej niż karmione tym samym pożywieniem w nocy [4], zwra­cając uwagę na czas spożywania pokarmów w czasie doby. W wyniku tych obserwacji odpowiedzi wymaga pytanie, czy spożywanie posiłków tylko w czasie dnia przez ludzi pracujących w nocy może być skutecznym sposobem kon­trolowania masy ciała [82].
Dobowy rytm biologiczny może być zakłócony nie tylko przez spożywanie posiłku w nieodpowiednim czasie, ale również przez nieprawidłową dietę. Myszy karmione po­żywieniem wysokotłuszczowym mają zmienione rytmy okołodobowe i wykazują przedłużony okres aktywno­ści lokomotorycznej [39]. Co więcej, myszy te spożywają większą ilość pokarmu w czasie fazy „jasnej" niż zwierzęta karmione pożywieniem zrównoważonym i charakteryzu­ją się zmienioną ekspresją zarówno genów zegarowych jak i kontrolowanych przez zegar. Na podstawie tych badań można wnioskować, że metabolizm może również regu­lować zegar peryferyczny. Pokarm oraz procesy związane z jego spożywaniem są silnymi bodźcami wpływającymi na okołodobową rytmikę ekspresji niektórych genów ze­garowych, których produkty uczestniczą m.in. w utrzy­maniu homeostazy glukozy i równowagi energetycznej. Stanowi on również swoisty Zeitgeber dla funkcjonowa­nia oscylatorów, podobnie jak np. aktywność lokomoto­ryczna. W przypadku jednak odżywiania się, najbardziej prawdopodobnym chemicznym sensorem spajającym ten proces z ekspresją odpowiednich genów jest białko CRY1 [41]. Destabilizacja tego kryptochromu odbywa się poprzez fosforylację katalizowaną przez AMPK. Z kolei aktywność tej kinazy regulowana jest przez dostępność glukozy lub napływ do wnętrza komórki jonów Ca2+ [27].
Spożywanie pokarmu, aktywność lokomotoryczna i ekspo­zycja na światło były niegdyś ze sobą zsynchronizowane. Dotyczyło to również snu, trawienia i odpoczynku. Dzisiej­szy styl życia zdesynchronizował te procesy, doprowadza­jąc do poważnych zakłóceń w funkcjonowaniu organizmu. Brak koordynacji sygnałów pobudzających SCN doprowa­dza do zmian częstotliwości i amplitudy jego oscylacji, przez co organizm jest słabiej przygotowany do czekają­cych go zadań. Cennych informacji o skutkach zdrowot­nych wynikających z zaburzenia prawidłowego funkcjo­nowania zegara biologicznego dostarcza również badanie mysich mutantów typu knock-out. Gryzonie, których po­zbawiono prawidłowych alleli poszczególnych genów ze­garowych wykazują wiele nieprawidłowości w utrzymywa­niu prawidłowej gospodarki energetycznej organizmu. Na przykład, u myszy ze zmutowanymi genami Clock stwier­dzono w wielu tkankach rozwój zależnej od wieku hiper­glikemii i hipoinsulinemii, a także otłuszczenie wątroby [44,74], na skutek zaburzonej sekrecji insuliny i proliferacji wysp trzustkowych. Zwierzęta z wyciszonymi genami Cry charakteryzowały się szybszą glukoneogenezą w wątrobie, przynajmniej częściowo w wyniku aktywowanej transduk­cji sygnału z udziałem cAMP [85].
Mysie mutanty pozbawione genu Clock nie wykazują ryt­miczności w warunkach nieprzerwanej ciemności, stają się żarłoczne, otyłe i charakteryzują się objawami klasycz­nego syndromu metabolicznego: hiperglikemią, dyslipi­demią i stłuszczeniem wątroby [76], a dodatkowo obni­żoną zawartością mRNA, kodującego oreksynę i grelinę, tj. neuropeptydów odpowiedzialnych za neuroendokryn­ną regulację pobierania pokarmu [1]. Na poparcie zna­czenia okołodobowego zegara peryferycznego wskazują również doświadczenia z zastosowaniem myszy pozba­wionych genu Bmal1 w trzustce, charakteryzujących się podwyższonym stężeniem glukozy we krwi, zmniejszoną tolerancją na glukozę i zmniejszoną sekrecją insuliny, co prowadzi do rozwoju cukrzycy [44,54].
Badając przyczyny rozwoju otyłości i cukrzycy typu 2, nie należy opierać się wyłącznie na obserwacjach wynikają­cych z delecji poszczególnych genów zegarowych, gdyż takie warunki doświadczalne odbiegają od stanu rzeczy­wistego. W celu analizy, jakie zmiany w ekspresji białek zegarowych mogą leżeć u podstaw tych chorób sprawdzo­no profil mRNA w neuronach jądra ogoniastego pnia mó­zgu otyłych myszy szczepów KKAY oraz ob/ob [33]. W tym celu zmierzono poziom transkrypcji podstawowych ge­nów zegarowych u gryzoni z genetycznie uwarunkowaną otyłością oraz u osobników zdrowych karmionych dietą wysokotłuszczową. Okazuje się, że u zwierząt z nadmier­ną ilością tkanki tłuszczowej obserwuje się zablokowa­nie ekspresji genów Bmal1, którego produkt koordynuje wytwarzanie receptora jądrowego REV-ERBα. Co więcej, wysokotłuszczowa dieta pobudza ekspresję genu Clock. Natomiast u zwierząt z genetycznie indukowaną otyło­ścią (linie: KKAY i ob/ob) obserwuje się obniżony poziom transkryptów kodujących białko CRY1, które reguluje wy­twarzanie białka BMAL1. Wśród analizowanych modeli badawczych zaobserwowano również znacznie podwyż­szone stężenie glukozy oraz insuliny we krwi, co sugeruje wzrost insulinooporności w ich organizmach, przy czym objawy były łagodniejsze u myszy zdrowych z dietą bogatą w tłuszcze niż u modeli genetycznych KKAY oraz ob/ob.
W przypadku analizy genetycznej ludzi - zakrojone na dużą skalę badania dostarczają dowodów na znaczenie zaburzenia działania genów zegarowych w procesie pa­togenezy otyłości i cukrzycy typu 2. Haplotypy głównych genów zegarowych: Bmal1, Cry2 i Clock są kojarzone z oty­łością lub cukrzycą typu 2 [17,66]. Co więcej, desynchro­nizacja rytmów dobowych prowadzi do obniżenia stężeń leptyny, zwiększonych stężeń glukozy oraz pogorszenia testów tolerancji na glukozę, mimo podwyższonych stę­żeń insuliny w osoczu [59].
Uwagi końcowe
Zegar biologiczny kontroluje nie tylko cykl aktywności do­bowej, ale reguluje również wiele procesów obejmujących metabolizm glukozy. Okołodobowa regulacja pracy narzą­dów wewnętrznych, głównie trzustki i wątroby pozwala przygotować organizm u schyłku nocy do wzmożonej ak­tywności rano, a także zgromadzić zapasy energetyczne w okresie spoczynku. Istnienie takiego systemu przynosi korzyści tylko wtedy, gdy styl życia idzie w parze z oscy­lacyjnymi warunkami środowiska. Niestety, nowoczesna cywilizacja znacznie odbiega od naturalnych wzorców. Zaburzenie ekspozycji świetlnej, nadmiar spożywanych posiłków, brak aktywności ruchowej, stres oraz skrócony i nieregularny sen przyczyniają się do zaburzenia home­ostazy glukozy. Krótkie okresy spoczynku zakłócają równo­wagę między aktywnością układów współczulnego i przy­współczulnego, destabilizując rytm wydzielania oreksyny - neuropeptydu będącego najważniejszym czynnikiem ko­ordynującym endogenny rytm stężenia glukozy w suro­wicy. W rezultacie dochodzi do hiperglikemii, a w wyniku wydłużonego występowania insuliny we krwi rozwija się również oporność tkanek na ten hormon. Następstwami tych objawów jest rozwój otyłości oraz cukrzycy typu 2. Zaburzony proces transkrypcji podstawowych genów ze­garowych, takich jak Clock, Bmal1,Cry1 i Rev-erbα u mysich modeli tych chorób sugeruje, że podstawą ich rozwoju jest zaburzenie molekularnego mechanizmu funkcjonowania zegara biologicznego. Proponowana przez niektórych rola białka CRY1 jako chemicznego sensora, łączącego okołodo­bowy cykl zegarów peryferycznych związanych z układem trawiennym ze schematem odżywiania się idealnie pasu­je do tej teorii. Spożywanie posiłków w późnych godzi­nach nocnych oraz nieodpowiednia dieta przyczyniają się do zaburzenia wewnętrznego rytmu na poziomie komór­kowym, jak i nadrzędnej roli SCN. Z tego powodu bardzo istotne dla naszego zdrowia jest prawidłowe pobudzanie rytmu endogennych oscylatorów. W tym celu sugeruje się zwiększenie ekspozycji organizmu na światło słoneczne w ciągu dnia oraz obniżenie spożycia pokarmów bogatych w tłuszcze. Równie ważnym aspektem umożliwiającym ży­cie zgodnie z naszą naturą są ćwiczenia fizyczne, których wykonywanie w godzinach porannych poprawia toleran­cję glukozy [18]. Wiadomo także nie od dziś, że zdrowy styl życia zmniejsza prawdopodobieństwo wystąpienia zabu­rzeń kardiologicznych, nowotworów oraz innych chorób cywilizacyjnych [65].
Badania genetyczne rytmów okołodobowych wskazują, że zegar biologiczny jest ściśle sprzężony z procesami kontrolującymi sen i metabolizm. Takie oddziaływania za­pewniają wzajemne koordynowanie metabolizmu energe­tycznego z działaniem zegara biologicznego. Zaburzenie funkcjonowania zegara biologicznego albo metabolizmu prowadzi do dezorganizacji działania drugiego mechani­zmu, wpływając na rozwój chorób metabolicznych, takich jak otyłość i cukrzyca typu 2. Dalsze badania pozwolą na wyjaśnienie, w jaki sposób mózg i zegary peryferyczne regulują procesy metaboliczne, jak pożywienie wpływa na działanie zegara biologicznego oraz jaki jest wpływ istnienia rytmów okołodobowych na zdrowie i zaburzenia metaboliczne u ludzi. Dane epidemiologiczne i kliniczne dotyczące szkodliwego wpływu pracy zmianowej na zdro­wie wskazują, że oprócz zaburzeń snu i występowania zespołu metabolicznego, należy również zwrócić szcze­gólną uwagę na rozwój chorób krążenia i przewodu po­karmowego oraz nowotworów piersi, a także zwiększone ryzyko poronień, przedwczesnych porodów i niską masę urodzeniową noworodków [3].
Coraz więcej nagromadzonych danych opisujących zna­czenie genów zegarowych w regulacji dróg metabolicz­nych wskazuje miejsca docelowe dla nowych potencjal­nych działań terapeutycznych. Jest prawdopodobne, że leki modulujące funkcjonowanie zegara biologicznego mogłyby być skuteczne w terapii poszczególnych cho­rób metabolicznych. Inną możliwością jest rozważenie stosowania chronoterapii, czyli podawania leków w okre­ślonym czasie dnia lub nocy, tj. wtedy, gdy ich skutecz­ność byłaby potencjalnie największa, a efekty uboczne najmniejsze.
Podziękowanie
Autorzy serdecznie dziękują Panu dr hab. Piotrowi Bęba­sowi za wnikliwe przeczytanie maszynopisu i wniesienie poprawek.
PIŚMIENNICTWO
[1] Adamantidis A., de Lecea L.: The hypocretins as sensors for metabolism and arousal. J. Physiol., 2009; 587: 33-40
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[2] Albrecht U., Eichele G.: The mammalian circadian clock. Curr. Opin. Genet. Dev., 2003; 13: 271-277
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[3] Andrzejczak D., Kapała-Kempa M., Zawilska J.B.: Zdrowotne konsekwencje pracy zmianowej. Przegl. Lek., 2011; 68: 383-387
[PubMed]  
[4] Arble D.M., Bass J., Laposky A.D., Vitaterna M.H., Turek F.W.: Circadian timing of food intake contributes to weight gain. Obesity, 2009; 17: 2100-2102
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[5] Bargiello T.A., Jackson F.R., Young M.W.: Restoration of circadian behavioural rhythms by gene transfer in Drosophila. Nature, 1984; 312: 752-754
[PubMed]  
[6] Blum I.D., Lamont E.W., Abizaid A.: Competing clocks: metabolic status moderates signals from the master circadian pacemaker. Neurosci. Biobehav. Rev., 2012; 36: 254-270
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[7] Blum I.D., Patterson Z., Khazall R., Lamont E.W., Sleeman M.W., Horvath T.L., Abizaid A.: Reduced anticipatory locomotor responses to scheduled meals in ghrelin receptor deficient mice. Neuroscience, 2009; 164: 351-359
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[8] Bolli G.B., De Feo P., De Cosmo S., Perriello G., Ventura M.M., Calcinaro F., Lolli C., Campbell P., Brunetti P., Gerich J.E.: Demonstration of a dawn phenomenon in normal human volunteers. Diabetes, 1984; 33: 1150-1153
[PubMed]  
[9] Burdakov D., González J.A.: Physiological functions of glucose-inhibited neurones. Acta Physiol., 2009; 195: 71-78
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[10] Busino L., Bassermann F., Maiolica A., Lee C., Nolan P.M., Godinho S.I., Draetta G.F., Pagano M.: SCFFbxl3 controls the oscillation of the circadian clock by directing the degradation of cryptochrome proteins. Science, 2007; 316: 900-904
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[11] Cailotto C., van Heijningen C., van der Vliet J., van der Plasse G., Habold C., Kalsbeek A., Pévet P., Buijs R.M.: Daily rhythms in metabolic liver enzymes and plasma glucose require a balance in the autonomic output to the liver. Endocrinology, 2008; 149: 1914-1925
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[12] Cantó C., Gerhart-Hines Z., Feige J.N., Lagouge M., Noriega L., Milne J.C., Elliott P.J., Puigserver P., Auwerx J.: AMPK regulates energy expenditure by modulating NAD+ metabolism and SIRT1 activity. Nature, 2009; 458: 1056-1060
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[13] Cuesta M., Clesse D., Pévet P., Challet E.: From daily behavior to hormonal and neurotransmitters rhythms: comparison between diurnal and nocturnal rat species. Horm. Behav., 2009; 55: 338-347
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[14] De Bacquer D., Van Risseghem M., Clays E., Kittel F., De Backer G., Braeckman L.: Rotating shift work and the metabolic syndrome: a prospective study. Int. J. Epidemiol., 2009; 38: 848-854
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[15] Desarnaud F., Murillo-Rodriguez E., Lin L., Xu M., Gerashchenko D., Shiromani S.N., Nishino S., Mignot E., Shiromani P.J.: The diurnal rhythm of hypocretin in young and old F344 rats. Sleep, 2004; 27: 851-856
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[16] Doi M., Hirayama J., Sassone-Corsi P.: Circadian regulator CLOCK is a histone acetyltransferase. Cell, 2006; 125: 497-508
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[17] Dupuis J., Langenberg C., Prokopenko I., Saxena R., Soranzo N., Jackson A.U., Wheeler E., Glazer N.L., Bouatia-Naji N., Gloyn A.L., Lindgren C.M., Mägi R., Morris A.P., Randall J., Johnson T. i wsp.: New genetic loci implicated in fasting glucose homeostasis and their impact on type 2 diabetes risk. Nat. Genet., 2010; 42: 105-116
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[18] Evans J.L., Youngren J.F., Goldfine I.D.: Effective treatments for insulin resistance: trim the fat and douse the fire. Trends Endocrinol. Metab., 2004; 15: 425-431
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[19] Exton J.H., Mallette L.E., Jefferson L.S., Wong E.H., Friedmann N., Miller T.B. Jr., Park C.R.: The hormonal control of hepatic gluconeogenesis. Recent Prog. Horm. Res., 1970; 26: 411-461
[PubMed]  
[20] Fonken L.K., Workman J.L., Walton J.C., Weil Z.M., Morris J.S., Haim A., Nelson R.J.: Light at night increases body mass by shifting the time of food intake. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2010; 107: 18664-18669
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[21] Frescas D., Valenti L., Accili D.: Nuclear trapping of the forkhead transcription factor FoxO1 via Sirt-dependent deacetylation promotes expression of glucogenetic genes. J. Biol. Chem., 2005; 280: 20589-20595
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[22] Gompf H.S., Aston-Jones G.: Role of orexin input in the diurnal rhythm of locus coeruleus impulse activity. Brain Res., 2008; 1224: 43-52
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[23] Göncz E., Strowski M.Z., Grötzinger C., Nowak K.W., Kaczmarek P., Sassek M., Mergler S., El-Zayat B.F., Theodoropoulou M., Stalla G.K., Wiedenmann B., Plöckinger U.: Orexin-A inhibits glucagon secretion and gene expression through a Foxo1-dependent pathway. Endocrinology, 2008; 149: 1618-1626
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[24] Gonzalez J.A., Reimann F., Burdakov D.: Dissociation between sensing and metabolism of glucose in sugar sensing neurones. J. Physiol., 2009; 587: 41-48
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[25] Griffond B., Risold P.Y., Jacquemard C., Colard C., Fellmann D.: Insulin-induced hypoglycemia increases preprohypocretin (orexin) mRNA in the rat lateral hypothalamic area. Neurosci. Lett., 1999; 262: 77-80
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[26] Hara J., Yanagisawa M., Sakurai T.: Difference in obesity phenotype between orexin-knockout mice and orexin neuron-deficient mice with same genetic background and environmental conditions. Neurosci. Lett., 2005; 380: 239-242
[PubMed]  
[27] Hardie D.G.: AMP-activated/SNF1 protein kinases: conserved guardians of cellular energy. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2007; 8: 774-785
[PubMed]  
[28] Hirayama J., Sahar S., Grimaldi B., Tamaru T., Takamatsu K., Nakahata Y., Sassone-Corsi P.: CLOCK-mediated acetylation of BMAL1 controls circadian function. Nature, 2007; 450: 1086-1090
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[29] Huang W., Ramsey K.M., Marcheva B., Bass J.: Circadian rhythms, sleep, and metabolism. J. Clin. Invest., 2011; 121: 2133-2141
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[30] Kalsbeek A., Ruiter M., La Fleur S.E., Cailotto C., Kreier F., Buijs R.M.: The hypothalamic clock and its control of glucose homeostasis. Prog. Brain Res., 2006; 153: 283-307
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[31] Kalsbeek A., Scheer F.A., Perreau-Lenz S., La Fleur S.E., Yi C.X., Fliers E., Buijs R.M.: Circadian disruption and SCN control of energy metabolism. FEBS Lett., 2011; 585: 1412-1426
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[32] Kalsbeek A., Yi C.X., La Fleur S.E., Fliers E.: The hypothalamic clock and its control of glucose homeostasis. Trends Endocrinol. Metab., 2010; 21: 402-410
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[33] Kaneko K., Yamada T., Tsukita S., Takahashi K., Ishigaki Y., Oka Y., Katagiri H.: Obesity alters circadian expressions of molecular clock genes in the brainstem. Brain Res., 2009; 1263: 58-68
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[34] Karlsson B., Knutsson A., Lindahl B.: Is there an association between shift work and having a metabolic syndrome? Results from a population based study of 27,485 people. Occup. Environ. Med., 2001; 58: 747-752
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[35] Karnani M.M., Apergis-Schoute J., Adamantidis A., Jensen L.T., de Lecea L., Fugger L., Burdakov D.: Activation of central orexin/hypocretin neurons by dietary amino acids. Neuron, 2011; 72: 616-629
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[36] Karnani M., Burdakov D.: Multiple hypothalamic circuits sense and regulate glucose levels. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol., 2011; 300: R47-R55
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[37] Kimura F., Tsai C.W.: Ultradian rhythm of growth hormone secretion and sleep in the adult male rat. J. Physiol., 1984; 353: 305-315
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[38] Knutsson A.: Health disorders of shift workers. Occup. Med., 2003; 53: 103-108
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[39] Kohsaka A., Laposky A.D., Ramsey K.M., Estrada C., Joshu C., Kobayashi Y., Turek F.W., Bass J.: High-fat diet disrupts behavioral and molecular circadian rhythms in mice. Cell Metab., 2007; 6: 414-421
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[40] Kwarecki K., Zużewicz K.: Czynnik ludzki w bezpieczeństwie pracy. Najczęstsze kłopoty zdrowotne pracownika zmianowego. Bezpieczeństwo Pracy. Nauka i Praktyka, 2001; 9: 30-31
[Full Text HTML]  
[41] Lamia K.A., Sachdeva U.M., DiTacchio L., Williams E.C., Alvarez J.G., Egan D.F., Vasquez D.S., Juguilon H., Panda S., Shaw R.J., Thompson C.B., Evans R.M.: AMPK regulates the circadian clock by cryptochrome phosphorylation and degradation. Science, 2009; 326: 437-440
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[42] Lamia K.A., Storch K.F., Weitz C.J.: Physiological significance of a peripheral tissue circadian clock. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 15172-15177
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[43] Liu F., Xu G.Z., Wang L., Jiang S.X., Yang X.L., Zhong Y.M.: Gene expression and protein distribution of orexins and orexin receptors in rat retina. Neuroscience, 2011; 189: 146-155
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[44] Marcheva B., Ramsey K.M., Buhr E.D., Kobayashi Y., Su H., Ko C.H., Ivanova G., Omura C., Mo S., Vitaterna M.H., Lopez J.P., Philipson L.H., Bradfield C.A., Crosby S.D., JeBailey L., Wang X., Takahashi J.S., Bass J.: Disruption of the clock components CLOCK and BMAL1 leads to hypoinsulinaemia and diabetes. Nature, 2010; 466: 627-631
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[45] Miller B.H, McDearmon E.L., Panda S., Hayes K.R., Zhang J., Andrews J.L., Antoch M.P., Walker J.R., Esser K.A., Hogenesch J.B., Takahashi J.S.: Circadian and CLOCK-controlled regulation of the mouse transcriptome and cell proliferation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2007; 104: 3342-3347
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[46] Mistlberger R.E.: Neurobiology of food anticipatory circadian rhythms. Physiol. Behav., 2011; 104: 535-545
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[47] Morgan L., Hampton S., Gibbs M., Arendt J.: Circadian aspects of postprandial metabolism. Chronobiol. Int., 2003; 20: 795-808
[PubMed]  
[48] Nakahata Y., Kaluzova M., Grimaldi B., Sahar S., Hirayama J., Chen D., Guarente L.P., Sassone-Corsi P.: The NAD+-dependent deacetylase SIRT1 modulates CLOCK-mediated chromatin remodeling and circadian control. Cell, 2008; 134: 329-340
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[49] Nowak K.W., Maćkowiak P., Switońska M.M., Fabiś M., Malendowicz L.K.: Acute orexin effects on insulin secretion in the rat: in vivo and in vitro studies. Life Sci., 2000; 66: 449-454
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[50] Peek C.B., Ramsey K.M., Marcheva B., Bass J.: Nutrient sensing and the circadian clock. Trends Endocrinol. Metab., 2012; 23: 312-318
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[51] Quintero J.E., Kuhlman S.J., McMahon D.G.: The biological clock nucleus: a multiphasic oscillator network regulated by light. J. Neurosci., 2003; 23: 8070-8076
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[52] Reppert S.M., Weaver D.R.: Coordination of circadian timing in mammals. Nature, 2002; 418: 935-941
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[53] Rutter J., Reick M., Wu L.C., McKnight S.L.: Regulation of clock and NPAS2 DNA binding by the redox state of NAD cofactors. Science, 2001; 293: 510-514
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[54] Sadacca L.A., Lamia K.A., deLemos A.S., Blum B., Weitz C.J.: An intrinsic circadian clock of the pancreas is required for normal insulin release and glucose homeostasis in mice. Diabetologia, 2011; 54: 120-124
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[55] Sahar S., Nin V., Barbosa M.T., Chini E.N., Sassone-Corsi P.: Altered behavioral and metabolic circadian rhythms in mice with disrupted NAD+ oscillation. Aging, 2011; 3: 794-802
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[56] Sahar S., Sassone-Corsi P.: Regulation of metabolism: the circadian clock dictates the time. Trends Endocrinol. Metab., 2012; 23: 1-8
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[57] Sakurai T., Mieda M.: Connectomics of orexin-producing neurons: interface of systems of emotion, energy homeostasis and arousal. Trends Pharmacol. Sci., 2011; 32: 451-462
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[58] Santorek-Strumiłło E., Zawilska J.B., Misiak P., Jabłoński S., Kordiak J., Brocki M.: Influence of the shift work on circadian-rhythms compare survey on health service employees and policemen. Przegl. Lek., 2012; 69: 103-106
[PubMed]  
[59] Scheer F.A., Hilton M.F., Mantzoros C.S., Shea S.A.: Adverse metabolic and cardiovascular consequences of circadian misalignment. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2009; 106: 4453-4458
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[60] Schibler U., Ripperger J., Brown S.A.: Peripheral circadian oscillators in mammals: time and food. J. Biol. Rhythms, 2003; 18: 250-260
[PubMed]  
[61] Schmutz I., Ripperger J.A., Baeriswyl-Aebischer S., Albrecht U.: The mammalian clock component PERIOD2 coordinates circadian output by interaction with nuclear receptors. Genes Dev., 2010; 24: 345-357
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[62] Schoolwerth A.C., Smith B.C., Culpepper R.M.: Renal gluconeogenesis. Miner. Electrolyte Metab., 1988; 14: 347-361
[PubMed]  
[63] Shiuchi T., Haque M.S., Okamoto S., Inoue T., Kageyama H., Lee S., Toda C., Suzuki A., Bachman E.S., Kim Y.B., Sakurai T., Yanagisawa M., Shioda S., Imoto K., Minokoshi Y.: Hypothalamic orexin stimulates feeding-associated glucose utilization in skeletal muscle via sympathetic nervous system. Cell Metab., 2009; 10: 466-480
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[64] Silver R., Balsam P.D., Butler M.P., LeSauter J.: Food anticipation depends on oscillators and memories in both body and brain. Physiol. Behav., 2011; 104: 562-571
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[65] Soltes L.: Civilization diseases and their relations with nutrition and the lifestyle. Physiol. Res., 2009; 58 (Suppl. 1): i-ii
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[66] Sookoian S., Gemma C., Fernández Gianotti T., Burgueno A., Alvarez A., González C.D., Pirola C.J.: Effects of rotating shift work on biomarkers of metabolic syndrome and inflammation. J. Intern. Med., 2007; 261: 285-292
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[67] Stanley S., Pinto S., Segal J., Pérez C.A., Viale A., DeFalco J., Cai X., Heisler L.K., Friedman J.M.: Identification of neuronal subpopulations that project from hypothalamus to both liver and adipose tissue polysynaptically. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2010; 107: 7024-7029
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[68] Takahashi J.S., Hong H.K., Ko C.H., McDearmon E.L.: The genetics of mammalian circadian order and disorder: implications for physiology and disease. Nat. Rev. Genet., 2008; 9: 764-775
[PubMed]  
[69] Tsuneki H., Murata S., Anzawa Y., Soeda Y., Tokai E., Wada T., Kimura I., Yanagisawa M., Sakurai T., Sasaoka T.: Age-related insulin resistance in hypothalamus and peripheral tissues of orexin knockout mice. Diabetologia, 2008; 51: 657-667
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[70] Tsuneki H., Sugihara Y., Honda R., Wada T., Sasaoka T., Kimura I.: Reduction of blood glucose level by orexins in fasting normal and streptozotocin-diabetic mice. Eur. J. Pharmacol., 2002; 448: 245-252
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[71] Tsuneki H., Wada T., Sasaoka T.: Role of orexin in the regulation of glucose homeostasis. Acta Physiol., 2010; 198: 335-348
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[72] Tsuneki H., Wada T., Sasaoka T.: Role of orexin in the central regulation of glucose and energy homeostasis. Endocr. J., 2012; 59: 365-374
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[73] Tsunematsu T., Yamanaka A.: The role of orexin/hypocretin in the central nervous system and peripheral tissues. Vitam. Horm., 2012; 89: 19-33
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[74] Turek F.W., Joshu C., Kohsaka A., Lin E., Ivanova G., McDearmon E., Laposky A., Losee-Olson S., Easton A., Jensen D.R., Eckel R.H., Takahashi J.S., Bass J.: Obesity and metabolic syndrome in circadian Clock mutant mice. Science, 2005; 308: 1043-1045
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[75] Um J.H., Pendergast J.S., Springer D.A., Foretz M., Viollet B., Brown A., Kim M.K., Yamazaki S., Chung J.H.: AMPK regulates circadian rhythms in a tissue- and isoform-specific manner. PLoS One, 2011; 6: e18450
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[76] Venner A., Karnani M.M., Gonzalez J.A., Jensen L.T., Fugger L., Burdakov D.: Orexin neurons as conditional glucosensors: paradoxical regulation of sugar sensing by intracellular fuels. J. Physiol., 2011; 589: 5701-5708
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[77] Vitaterna M.H., King D.P., Chang A.M., Kornhauser J.M., Lowrey P.L., McDonald J.D., Dove W.F., Pinto L.H., Turek F.W., Takahashi J.S.: Mutagenesis and mapping of a mouse gene, Clock, essential for circadian behavior. Science, 1994; 264: 719-725
[PubMed]  
[78] Yamanaka A., Beuckmann C.T., Willie J.T., Hara J., Tsujino N., Mieda M., Tominaga M., Yagami K., Sugiyama F., Goto K., Yanagisawa M., Sakurai T.: Hypothalamic orexin neurons regulate arousal according to energy balance in mice. Neuron, 2003; 38: 701-713
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[79] Yi C.X., Serlie M.J., Ackermans M.T., Foppen E., Buijs R.M., Sauerwein H.P., Fliers E., Kalsbeek A.: A major role for perifornical orexin neurons in the control of glucose metabolism in rats. Diabetes, 2009; 58: 1998-2005
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[80] Yin L., Wu N., Curtin J.C., Qatanani M., Szwergold N.R., Reid R.A., Waitt G.M., Parks D.J., Pearce K.H., Wisely G.B., Lazar M.A.: Rev-erbα, a heme sensor that coordinates metabolic and circadian pathways. Science, 2007; 318: 1786-1789
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[81] Yoshimichi G., Yoshimatsu H., Masaki T., Sakata T.: Orexin-A regulates body temperature in coordination with arousal status. Exp. Biol. Med., 2001; 226: 468-476
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[82] Yu L., Zhang X.Y., Zhang J., Zhu J.N., Wang J.J.: Orexins excite neurons of the rat cerebellar nucleus interpositus via orexin 2 receptors in vitro. Cerebellum, 2010; 9: 88-95
[PubMed]  
[83] Zalecenia kliniczne dotyczące postępowania u chorych na cukrzycę, 2012. Polskie Towarzystwo Diabetologiczne (27.03.2013)
http://www.cukrzyca.info.pl/zalecenia_kliniczne
[84] Zeitzer J.M., Buckmaster C.L., Parker K.J., Hauck C.M., Lyons D.M., Mignot E.: Circadian and homeostatic regulation of hypocretin in a primate model: implications for the consolidation of wakefulness. J. Neurosci., 2003; 23: 3555-3560
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[85] Zhang E.E., Liu Y., Dentin R., Pongsawakul P.Y., Liu A.C., Hirota T., Nusinow D.A., Sun X., Landais S., Kodama Y., Brenner D.A., Montminy M., Kay S.A.: Cryptochrome mediates circadian regulation of cAMP signaling and hepatic gluconeogenesis. Nat. Med., 2010; 16: 1152-1156
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.