Postepy Hig Med Dosw. (online), 2012; 66: 921-936
Review
Full Text PDF  

Autofagia - mechanizm molekularny, apoptoza i nowotwory
Autophagy - molecular mechanism, apoptosis and cancer
Joanna Polewska
Katedra Technologii Leków i Biochemii, Wydział Chemiczny, Politechnika Gdańska
Adres do korespondencji
dr inż. Joanna Polewska, Politechnika Gdańska, Wydział Chemiczny, Katedra Technologii Leków i Biochemii, ul. G. Narutowicza 11/12, 80-233 Gdańsk; e-mail: jpolewska@onet.eu

Otrzymano:  2012.05.14
Zaakceptowano:  2012.09.28
Opublikowano:  2012.11.22

Streszczenie
Autofagia jest procesem degradacji wielkocząsteczkowych składników cytoplazmy, zwłaszcza białek o długim okresie półtrwania oraz całych organelli. W komórkach eukariotycznych, spo­śród trzech postaci autofagii, najlepiej poznana jest makroautofagia. W czasie makroautofagii (zwanej dalej autofagią) fragment cytoplazmy zostaje otoczony przez formującą się podwójną błonę tworzącego się pęcherzyka, zwanego autofagosomem. Następnie zawartość autofagosomu po jego połączeniu się z lizosomem ulega degradacji.
Proces autofagii odpowiedzialny jest za utrzymanie wewnątrzkomórkowej homeostazy i umoż­liwia przeżycie komórkom w warunkach stresowych. Autofagia odgrywa również rolę w patoge­nezie wielu chorób, w tym w procesie nowotworzenia. W komórkach nowotworowych autofagia może pełnić dwojaką rolę, jako proces zaangażowany w przeżycie lub śmierć komórki. W więk­szości przypadków, autofagia indukowana terapią w komórkach nowotworowych umożliwia im przeżycie, promując rozwój nowotworu i potencjalnie prowadząc do występowania oporności na leczenie. Autofagia może również pełnić rolę supresora transformacji nowotworowej i wywołu­jąc apoptozę, może zwiększać skuteczność leczenia. Dla powodzenia terapii przeciwnowotwo­rowej istotne jest, aby określić typ komórek nowotworowych podatnych na autofagię w odpowie­dzi na podjęty rodzaj leczenia oraz aby określić, czy w danym przypadku autofagia przyczynia się do skuteczności zastosowanej terapii, czy raczej do oporności na nią.
W pracy omówiono molekularny mechanizm autofagii oraz najważniejsze szlaki sygnałowe uczest­niczące w regulacji przebiegu tego procesu w komórkach nowotworowych. Omówiona została również dwojaka rola autofagii w procesie nowotworzenia oraz skutki zarówno indukcji, jak i in­hibicji autofagii w terapii przeciwnowotworowej.
Słowa kluczowe: apoptoza • atofagia • autofagosom • makroautofagia • nowotwory


Summary
Autophagy is a catabolic process involving the degradation of long-lived proteins and organelles through the lysosomal machinery. In eukaryotic cells, among the three types of autophagy the most extensively studied is macroautophagy. Macroautophagy (hereafter referred to as autopha­gy) is characterized by sequestration of bulk cytoplasm in double-membrane vesicles, called au­tophagosomes, which ultimately fuse with lysosomes, resulting in degradation of their contents.
Autophagy is responsible for the maintenance of intracellular homeostasis and enables cell su­rvival under stress conditions. However, this process is also involved in the pathogenesis of di­verse diseases, including cancers. In the cancer cell, autophagy plays a dual role, as a mechanism responsible for protecting or killing the cell. In most cases chemotherapy-induced autophagy in tumor cells is a prosurvival response which potentially leads to development of drug resistance. However, autophagy can also lead to cell death, thus enhancing treatment efficacy. It is important for the anticancer therapy to find the type of cancer cells which are susceptible to autophagy and to determine whether the autophagy induced by the applied therapy leads to cells' death or the­ir survival and subsequently to therapy resistance.
In this review, the molecular mechanism of macroautophagy and the most important signaling transduction pathways involved in regulation of this process in cancer cells are presented. The dual function of autophagy in tumorigenesis and the implications of autophagy modulation for cancer therapy are also discussed.
Key words: apoptosis • autophagy • autophagosome • cancer • macroautophagy




Wykaz skrótów:
AMBRA1 - białko aktywujące w autofagii regulowanej przez Beklinę 1 (activating molecule in Beclin 1-regulated autophagy); AMPK - kinaza aktywowana AMP (5' adenosine monophosphate-activated protein kinase); ATG - gen zwiazany z autofagią (autophagy-related gene); Barkor - białko regulatorowe autofagii oddziałujące z Bekliną 1 (Beclin-1-associated autophagy-related key regulator); BNIP3 - białko wiążące Bcl-2 i adenowirusowe białko E1B-19 kDa 3(Bcl-2/adenovirus E1B-19 kDa interacting protein 3); CaMKKβ - kinaza kalmodulinozależnej kinazy B (calmodulin-dependent protein kinase kinase β); CMA - autofagia zachodząca za pośrednictwem białek opiekuńczych - chaperonów (chaperon mediated autophagy); CML - przewlekła białaczka szpikowa (chronic myeloid leukemia); DAPK-1 - kinaza białkowa związana ze śmiercią (death associated protein kinase 1); DED - wykonawcza domena śmierci (death execution domain); DEPTOR - białko zawierające domeny DEP oddziałujące z kinazą mTOR (DEP domain-containing mTOR-interacting protein); DRAM - modulator autofagii regulowany uszkodzeniami (damage-regulated autophagy modulator); FIP200 - białko wchodzące w skład kompleksu uczestniczącego w inicjacji autofagii (focal adhesion kinase family interacting protein of 200 kDa); FLIP - białko hamujące FLICE/kaspazę 8 (FADD-like interleukin-1β-converting enzyme-like protease (FLICE/caspase- 8)-inhibitory protein); GABARAP - białko towarzyszące receptorowi kwasu γ-aminomasłowego typu A (γ-aminobutyric acid type A receptor-associated protein); GATE-16 - białko uczestniczące w transporcie białek wewnątrz aparatu Golgiego (Golgi-associated ATPase enhancer of 16 kDa); HIF-1α - czynnik transkrypcyjny indukowany niedotlenieniem (hypoxia-inducible factor 1α); HDM2 - ludzkie białko MDM2 (human double minute); Hsp - białko szoku termicznego (heat shock protein); HtrA2/Omi - proteaza serynowa, antagonista białka hamującego apoptozę IAPs (high-temperature requirement serine protease A2); JNK1 - kinaza N-końca białka c-Jun (c-JUN NH2- terminal kinase 1); Lamp2a - białko związane z błoną lizosomu (lysosomal-associated membrane protein 2a); LKB1/GβL - białko podobne do podjednostki β białka G (G protein β-subunit like protein); MAP I LC3 - białko związane z mikrotubulami (microtubule-associated protein I light chain 3); mSIN1 - ssacze białko oddziałujące z białkową kinazą aktywowaną stresem (mammalian stress-activated protein kinase-interacting protein 1); mTOR - ssaczy cel rapamycyny, kinaza mTOR (mammalian target of rapamycin); MyD88 - czynnik 88 różnicowania białaczki szpikowej (myeloid differentiation factor 88); PCD II - programowana śmierć typu II (programmed cell death type II); PDK1 - kinaza białkowa zależna od fosfatydyloinozytolu (3-phosphoinositide-dependent protein kinase 1); PE - fosfatydyletanoloamina (phosphatidylethanolamine); PI3K - kinaza trifosforanufosfatydyloinozytolu (phosphoinositide 3-kinase); PKB/Akt - białkowa kinaza B (protein kinase B); PRAS40 - białko wchodzące w skład kompleksu mTOC1 (proline-rich PKB/Akt substrate 40-kDa); Protor - białko wchodzące w skład kompleksu mTOC2 (protein observed with rictor); PTEN - białko wykazujące podwójną aktywność fosfatazy białkowej i fosfatazy lipidowej (phosphatase and tensin homolog deleted on chromosome ten); Raptor - białko regulatorowe związane z mTOR (Regulatory associated protein of mTOR); Rheb - homolog białka Ras wiążący GTP (Ras homolog enriched in brain); Rictor - białko niewrażliwe na rapamycynę towarzyszące mTOR (rapamycin-insensitive companion of mTOR); RTK - receptorowa kinaza tyrozynowa (receptor tyrosine kinase); Rubicon - białko oddziałujące z Bekliną 1 (RUN domain and cysteine-rich domain containing, Beclin1-interacting protein); Smac/DIABLO - drugi mitochondrialny czynnik aktywujący kaspazy (second mitochondrial activator of caspase); TORC1/2 - kompleks 1/2 kinazy mTOR (target of rapamycin complex 1/2); TP53INP2 - białko jądrowe indukowane przez p53 (tumor protein 53-induced nuclear protein 2); TSC1 - hemartyna (tuberous sclerosis complex 1); TSC2 - tuberyna (tuberous sclerosis complex 1); ULK1 - kinaza serynowo-treoninowa, uczestnicząca w inicjacji autofagii (uncoordinated-51-like kinase-1); UVRAG - białko oddziałujace z Bekliną 1, promujące autofagię (UV irradiation resistance-associated gene); VMP1 - białko błonowe wakuol (vacuole membrane protein 1); Vps34 - kinaza białkowa 34 (vacuolar protein sorting 34); wt - typ dziki (wild type).
Autofagia- wstęp
Autofagia jest ewolucyjnie konserwatywnym i bardzo sta­rym procesem, wspólnym dla wszystkich komórek organi­zmów eukariotycznych, od jednokomórkowych drożdży do wielokomórkowych ssaków. Ten kataboliczny proces zna­ny jest przede wszystkim jako wewnątrzkomórkowy system degradacji wielkocząsteczkowych składników cytoplazmy, szczególnie białek o długim okresie półtrwania oraz całych organelli [46,55]. Gdy strawieniu ulega część cytoplazmy, w celu zachowania równowagi w jej wielkości i składzie, autofagię określa się mianem nieselektywnej. O autofagii selektywnej (specyficznej) mówimy natomiast wtedy, gdy dochodzi do degradacji ściśle określonych struktur, takich jak: agregaty białek - agrefagia (aggrephagy), mitochon­dria - mitofagia (mitophagy), retikulum endoplazmatycz­ne - retikulofagia (reticulophagy), rybosomy - rybofagia (ribophagy), peroksysomy - peksofagia (pexophagy) oraz bakterii i wirusów - ksenofagia (xenophagy) [61].
Proces autofagii indukowany jest na podstawowym po­ziomie w większości komórek, gdzie spełnia następują­ce funkcje:
• jest mechanizmem adaptacyjnym do warunków streso­wych, zapewniającym dopływ substancji odżywczych niezbędnych do podtrzymania najważniejszych proce­sów życiowych, kosztem mniej ważnych w danej chwi­li składników komórki;
• pozwala na zachowanie homeostazy wewnątrzkomór­kowej, uczestnicząc w procesie usuwania zbędnych lub uszkodzonych organelli oraz regulując wielkość siatecz­ki śródplazmatycznej;
• bierze udział w procesach swoistych tkankowo, takich jak: proces dojrzewania erytrocytów, wewnątrzkomór­kowa biogeneza surfaktantu na powierzchni pneumo­cytów, biosynteza neurolaminy w dopaminergicznych neuronach [46];
• chroni organizm przed namnożeniem wielu bakterii i wi­rusów [49,99];
• uczestniczy w fizjologicznych procesach rozwojowych, np. sporulacji u drożdży, rozwoju poczwarki Drosophila melanogaster [99].
W zależności od tego, w jaki sposób substrat dostarcza­ny jest do lizosomów, wyróżniono trzy podstawowe posta­ci autofagii: mikroautofagię, autofagię zależną od białek opiekuńczych - chaperonów (CMA) oraz makroautofagię.
Mikroautofagia
Mikroautofagia (ryc. 1) jest najmniej poznaną postacią au­tofagii. W trakcie tego procesu fragment cytoplazmy, wraz z zawartymi w niej rozpuszczalnymi białkami lub organel­lami, zostaje otoczony przez błonę lizosomalną i za pośred­nictwem endocytozy, wnika do wnętrza lizosomów [70].
Ryc. 1. Mikroautofagia

Autofagia zależna od białek opiekuńczych - chaperonów
W czasie autofagii zależnej od białek opiekuńczych - chapero­nów (ryc. 2), wybrane białka cytosolowe mające ulec degrada­cji, transportowane są do wnętrza lizosomów dzięki obecności na ich błonie odpowiednich receptorów. Receptor rozpoznaje i wiąże kompleks chaperon-substrat, a drugie białko opiekuń­cze obecne wewnątrz lizosomu, umożliwia translokację sub­stratu [46,55]. Unikalną cechą tego procesu jest to, że każde substratowe białko zawiera w swojej sekwencji aminokwa­sowej motyw KFERQ (Lys-Phe-Glu-Arg-Gln), który pełni funkcję sekwencji kierującej do lizosomu. W cytoplazmie sekwencja ta rozpoznawana jest przez białko szoku termicz­nego o masie 73 kDa - hsc73, które należy do rodziny białek opiekuńczych hsp70. Utworzony zostaje kompleks substrat/ hsp73, następnie białko chaperonowe łączy się z receptorem Lamp2a znajdującym się na błonie lizosomu. Dostarczony w ten sposób substrat po rozpleceniu transportowany jest do wnętrza lizosomu, gdzie ulega hydrolizie [3,18,19,45].
Ryc. 2. Autofagia zależna od białek opiekuńczych - chaperonów

Makroautofagia
Makroautofagia (ryc. 3) jest najpowszechniej występują­cą postacią autofagii. W czasie makroautofagii fragment cytoplazmy zostaje otoczony przez formującą się podwój­ną błonę, kształtem przypominającym literę C, nazywaną błoną izolującą bądź fagoforem (phagophore). Oba końce fagoforu wydłużają się, zamykając w swym wnętrzu część cytoplazmy wraz z białkami (o długim okresie półtrwania) lub całymi organellami. Tak utworzony pęcherzyk o wiel­kości 300-900 nm, nazywany autofagosomem, podlega następnie procesowi dojrzewania. W trakcie dojrzewania dochodzi do fuzji autofagosomów z lizosomami, co pro­wadzi do powstania autofagolizosomów. To właśnie w tych strukturach zachodzi proces degradacji wielkocząsteczko­wych substratów do ich podstawowych składników, jakimi są aminokwasy oraz kwasy tłuszczowe z użyciem lizoso­malnych enzymów hydrolitycznych [52,55,68].
Ryc. 3. Makroautofagia

Spośród trzech postaci autofagii - makroautofagia jest pro­cesem najczęściej spotykanym w komórkach i to jej po­święca się największą uwagę. Dlatego też przedstawione niżej rozważania dotyczą makroautofagii, określanej dla uproszczenia terminem „autofagia".
Molekularny mechanizm autofagii
Zmiany morfologiczne towarzyszące autofagii zostały po raz pierwszy scharakteryzowane w komórkach ssaczych prawie 50 lat temu. Natomiast molekularny mechanizm tego procesu został wyjaśniony dzięki zastosowaniu ba­dań z wykorzystaniem mutagenezy w komórkach drożdży Saccharomyces cerevisiae. Późniejsze odkrycie genów za­angażowanych w regulację autofagii u ssaków było możliwe dzięki ich dużej homologii z odpowiadającymi im genami u drożdży. Jednocześnie zaproponowano ujednolicone na­zewnictwo genów, których produkty kontrolują proces au­tofagii, oznaczając je skrótem ATG oraz cyfrą porządkową.
Występujące w komórkach ssaków i uczestniczące w au­tofagii białka Atg można zgrupować w cztery komplek­sy. Pierwszy, składający się z białkowych kinaz serynowo­-treoninowych Atg1/ULK1/2, regulowany jest aktywnością kinazy TOR (u ssaków - mTOR) [71]. Drugi kompleks, PI3K/Vps34, złożony jest z lipidowych kinaz i pośredni­czy w nukleacji pęcherzyków. Trzeci i czwarty kompleks stanowią dwa ubikwitynopodobne systemy koniugacyjne Atg12-Atg5 oraz Atg8-PE, które pośredniczą we wzro­ście pęcherzyków. Ponadto w proces powstawania auto­fagosomów zaangażowane są dwa przezbłonowe białka Atg9/mAtg9 oraz VMP1, uczestniczące w recyrkulacji białek Atg.
Tworzenie autofagosomów w komórce może zostać zapo­czątkowane w odpowiedzi na różnorodne zewnątrz- i we­wnatrzkomórkowe czynniki stresowe, takie jak: deficyt aminokwasów i innych składników odżywczych, agre­gacja nieprawidłowo pofałdowanych białek, akumula­cja uszkodzonych organelli, hipoksja czy też aktywacja onkogenów. Bez względu na rodzaj czynnika indukują­cego, w procesie autofagii można wyróżnić następują­ce etapy (ryc. 3):
1. Powstawanie autofagosomu - indukcja, nukleacja, elongacja,
2. Fuzja autofagosomu z lizosomem - dojrzewanie,
3. Degradacja - trawienie.
Powstawanie autofagosomu
Indukcja - kompleks Atg13-Atg1/Ulk1/2-Atg17
Za zapoczątkowanie tworzenia autofagosomu u drożdży od­powiedzialna jest kinaza serynowo-treoninowa Atg1, wcho­dząca w skład kompleksu Atg1: Atg13: Atg17. Zdolność do łączenia się białek w tym kompleksie zależna jest od sta­nu ufosforylowania białka Atg13, który z kolei regulowa­ny jest przez kompleks białka TOR (TORC). Inaktywacja TORC prowadzi do defosforylacji Atg13, wzrostu jego po­winowactwa do białek Atg1 oraz Atg17, a tym samym do indukcji tworzenia błon izolujących [100].
Ssaczy odpowiednik kompleksu Atg1: Atg13: Atg17 skła­da się z homologicznej do Atg1 serynowo-treoninowej ki­nazy ULK1 i/lub prawdopodobnie ULK2, białka FIP200 (homolog drożdżowego Atg17), ssaczego odpowiednika białka Atg13 (mAtg13) oraz białka Atg101. Białko Atg101 umiejscowione jest na fagoforze i stabilizuje ekspresję oraz podstawowy poziom ufosforylowania białek Atg13 i ULK1 [34,69]. Białko FIP200 z kolei jest istotne dla stabilizacji i fosforylacji białka ULK1 [30].
Etap inicjacji autofagii zarówno w komórkach drożdży, jak i ssaków regulowany jest głównie aktywnością kinazy TOR (u ssaków-mTOR). Wysoce zakonserwowana sery­nowo/treoninowa kinaza TOR jest dużym białkiem o ma­sie 280 kDa, należącym do kinaz białkowych zbliżonych do kinazy fosfatydylo-3-inozytolu. Rola, jaką spełnia ki­naza TOR w komórkach eukariontów obejmuje regulację transkrypcji, translacji, metabolizmu, progresji cyklu ko­mórkowego oraz autofagii. Białko TOR jest swojego ro­dzaju „czujnikiem" komórkowego poziomu czynników wzrostowych, związków energetycznych oraz składników odżywczych [77].
W komórkach ssaków kinaza mTOR funkcjonuje jako kata­lityczna podjednostka w dwóch różnych kompleksach biał­kowych: mTORC1 i mTORC2. Oba kompleksy wykazu­ją strukturalne podobieństwo, ale pełnią w komórce różne funkcje. W komórkach ssaków niewrażliwy na rapamycy­nę kompleks mTORC2 składa się z białek: mLST8, rictor, mSIN1, DEPTOR i protor. Uczestniczy on w regulacji cy­toszkieletu aktynowego oraz kinazy Akt/PKB. Kompleks mTORC1 składa się z białek mLST8 (GβL), PRAS40, DEPTOR i raptor. Kompleks ten kontroluje syntezę białek (z udziałem kinazy p70S6 i białka 4E-BP1), import sub­stancji odżywczych oraz autofagię [22,39,100]. Aktywność kompleksu mTORC1 regulowana jest przez wiele sygna­łów, m.in. czynniki wzrostu, insulinę, poziom składników odżywczych i energetycznych oraz czynniki stresogenne, takie jak: hipoksja, stres osmotyczny, reaktywne formy tle­nu oraz infekcje wirusowe.
Indukcja autofagii związana jest z regulacją aktywności kompleksu mTORC1. W warunkach stresowych aktywny kompleks mTORC1 połączony jest z kompleksem ULK1/2: Atg13: FIP200. Białko mAtg13 w takim połączeniu wy­stępuje w postaci nadmiernie ufosforylowanej i wykazuje niewielkie powinowactwo do ULK1/2. Natomiast podczas głodzenia, hipoksji czy też niedoboru czynników wzrostu nieaktywny kompleks mTORC1 oddysocjowuje, a białka mAtg13 oraz ULK1/2 ulegają defosforylacji. Zaktywowane białko ULK1/2 fosforyluje białka mAtg13 oraz FIP200 [39,68,75,100], co zapoczątkowuje tworzenie autofagosomu.
Nukleacja - kompleks PI3K/Vps34
Na etapie nukleacji, czyli we wczesnym stadium powsta­wania fagoforu, istotną rolę spełnia kompleks, w skład któ­rego wchodzi kinaza fosfatydyloinozytolu klasy III - PI3K (u drożdży Vps34). Aktywność kinazy PI3K jest najważ­niejsza w dostarczaniu fosfolipidu, trifosforanu fosfatydy­loinozytolu (PI3P, PtdIns3P), w miejsce tworzenia błon izolujących. Fosfolipid PI3P powstaje wówczas, gdy ki­naza PI3K połączy się wcześniej z Bekliną 1 (u drożdży Atg6) oraz kinazą serynową p150 (Vps15). Mimo że do­kładny mechanizm nie jest znany, wiadomo, że rdzeń tego kompleksu umiejscowiony jest na fagoforze i uczestniczy w rekrutacji kolejnych białek z rodziny Atg, niezbędnych do przebiegu dalszych etapów powstawania autofagosomu.
Aktywność kompleksu Beklina 1: PI3K: p150 i tworze­nie fosfolipidu PI3P są ściśle regulowane przez białka oddziałujące z Bekliną 1. Do pozytywnych regulatorów kompleksu Beklina 1: PI3K: p150, a tym samym autofa­gii, zalicza się białka:
• Atg14L/Barkor - istotne dla etapu powstawania autofa­gosomu [66,87,104];
• UVRAG (homolog drożdżowego Vsp38), które w zna­czący sposób podwyższa aktywność kinazy PI3K [95] oraz uczestniczy w etapie dojrzewania autofagosomu i w szlaku endocytarnym [37,60]. Białka UVRAG oraz Atg14L współzawodniczą o miejsce wiązania do kina­zy PI3K [8];
• VMP1;
• AMBRA1 [25];
• MyD88 [17,52,68,100].
Do negatywnych regulatorów kompleksu Beklina 1: PI3K: p150 zalicza się m.in. białko Rubicon regulujące proces dojrzewania autofagosomu i szlak endocytarny oraz biał­ka należące do rodziny Bcl-2 [13,104].
Elongacja - systemy koniugacyjne
Białkowe produkty genów ATG tworzą dwa skoniugowa­ne ze sobą systemy Atg12-Atg5-Atg16L oraz Atg8-PE (ryc.4), przypominające systemy przyłaczające ubikwity­nę do białek przeznaczonych do proteasomalnej degrada­cji. Oba systemy są niezbędne do prawidłowego przebie­gu etapu elongacji fagoforu.
Kompleks Atg12-Atg5-Atg16L - tworzenie i wydłużanie fagoforu
W tworzeniu pierwszego systemu koniugacyjnego, Atg5-Atg12-Atg16L (ryc. 4) uczestniczą białka Atg: 5, 7, 10, 12 i Atg16. Produkt genu Atg12 jest małym 186-aminokwa­sowym, hydrofilowym białkiem, które poprzez wiązanie kowalencyjne łączy się z białkiem Atg5. Proces tworzenia kompleksu Atg12-Atg5 rozpoczyna się od ATP-zależnej aktywacji białka Atg12 przez białko Atg7 (pełniące podob­ną funkcję jak enzym E1 aktywujący ubikwitynę). W wy­niku jego działania, poprzez wiązanie tioestrowe między C-końcową glicyną białka Atg12, a cysteiną białka Atg7 tworzy się kompleks przejściowy. Następnie Atg12 prze­noszone jest na białko Atg10 (działające podobnie do en­zymu koniugacyjnego E2), z którym łączy się wiązaniem tioestrowym między C-końcową glicyną, a cysteiną biał­ka Atg10. Ostatecznie białko Atg12 zostaje połączone wią­zaniem amidowym ze 149 lizyną białka Atg5, poprzez wspomnianą C-końcową glicynę. Połączenie to jest nie­odwracalne, i jak dotąd nie jest znana żadna proteaza roz­cinająca wiązanie między tymi dwoma białkami [65,99]. W komórkach wielu tkanek oraz linii komórkowych biał­ka Atg12 oraz Atg5 występują w postaci kompleksu [89].
Ryc. 4. Systemy koniugacyjne biorące udział w przebiegu autofagii

W kolejnym etapie do kompleksu Atg12-Atg5 zostaje przyłączone białko Atg16L, poprzez utworzenie nieko­walencyjnego wiązania z białkiem Atg5. Nowo powsta­ły kompleks Atg12-Atg5·(Atg16L)n oligomeryzuje, two­rząc wieloczłonowe struktury o masie ~350 kDa u drożdży i ~800 kDa u ssaków, które są niezbędne do elongacji bło­ny izolującej [100].
Kompleks Atg12-Atg5·(Atg16L)n początkowo równomiernie związany jest z formującą się w kształcie półksiężyca bło­ną izolującą (crescent-shaped vesicle). Jednak w miarę jej wydłużania, większość białek tego kompleksu ulega asy­metrycznemu przesunięciu na jej zewnętrzną powierzchnię. Po uformowaniu dojrzałego autofagosomu, kompleks Atg5-Atg12·(Atg16)n oddysocjowuje od tworzącej go błony.
Kompleks Atg8-PE
Kompleks Atg8/Aut7-PE (ryc. 4), odpowiedzialny za dy­namikę błony autofagosomalnej, obecny jest w błonie izo­lującej - fagoforze, błonie autofagosomów oraz w błonie ciałek autofagicznych. W tworzeniu drugiego systemu ko­niugacyjnego Atg8/Aut7-PE uczestniczą białka Atg 3, 4, 7 i 8 oraz fosfatydyloetanolamina (PE). Proces ten rozpo­czyna się od odcięcia od białka Atg8 pojedynczego ami­nokwasu - argininy (Arg, R), przez proteazę cysteino­wą - Atg4. Wyeksponowana w ten sposób na C-końcu białka Atg8 glicyna (Gly, G), tworzy wiązanie tioestro­we z cysteiną białka Atg7 (tego samego, który uczestni­czy w powstawaniu kompleksu Atg12-Atg5). Prowadzi to do ATP-zależnej aktywacji białka Atg8, które w na­stępnym etapie przenoszone jest na białko Atg3 (pełnią­cego funkcję podobną do enzymu koniugacyjnego E2), z utworzeniem nowego wiązania tioestrowego między oboma białkami. W końcowym etapie, utworzone zosta­je wiązanie amidowe pomiędzy C-końcową glicyną biał­ka Atg8, a grupą aminową fosfatydyloetanolaminy - PE, co umożliwia wbudowanie białka Atg8 do autofagoso­mu. W odróżnieniu od kompleksu Atg12-Atg5, połącze­nie Atg8-PE jest odwracalne. Po utworzeniu dojrzałego autofagolizosomu wspomniana wcześniej proteaza Atg4 hydrolizuje wiązanie białko-fosfolipid, znajdujące się na zewnętrznej stronie autofagosomu, powiększając źródło cytosolowego białka Atg8 [65].
W wyniku opisanej wyżej kaskady zdarzeń z fagofo­ru powstaje w pełni ukształtowany, otoczony podwójną błoną pęcherzyk autofagosomu, który podlega następnie dojrzewaniu.
Ssacze homologi białka Atg8
W komórkach ssaków obecne są co najmniej trzy homolo­giczne białka Atg8: MAP I LC3, GABARAP i GATE-16 [40]. Białko GABARAP związane jest z receptorem GABA oraz cytoszkieletem i uważa się, że pośredniczy w endo­cytozie receptorowej; GATE-16 uczestniczy w transporcie białek wewnątrz aparatu Golgiego in vitro, natomiast białko MAP I LC 3 zostało początkowo wyizolowane jako białko związane z mikrotubulami [65]. Wszystkie trzy homologi Atg8 są modyfikowane przez ssacze białka Atg7 i Atg3, ale tylko MAP I LC3 jest obecne zarówno w strukturach preautofagosomalnych jak i w samych autofagosomach.
W komórce białko MAP I LC3 występuje w trzech posta­ciach: pro-LC3, LC3-I i LC3-II. Proces potranslacyjnego przekształcania białka pro-LC3 polega na odcięciu 22-ami­nokwasowego fragmentu na C-końcu przez ssaczy homo­log występującej u drożdży cysteinowej proteazy Atg4 [48]. Gdy autofagia zostanie zainicjowana, tak utworzo­na cytoplazmatyczna postać LC3-I modyfikowana jest do postaci LC3-II przez przyłączenie fosfatydyletanoloaminy - PE, w wyniku reakcji katalizowanych przez ssacze Atg7 i Atg3. Białko LC3-I umiejscowione jest w cytoplazmie, natomiast LC3-II związane jest zarówno z zewnętrzną, jak i wewnętrzną warstwą błony autofagosomu [52,55,65,99].
Proteaza Atg4, odłączając lipid PE od znajdującego się na zewnętrznej stronie autofagosomu białka LC3-II, powięk­sza pulę cytosolową białka LC3-I [40]. Jednak znaczna ilość białka LC3-II degradowana jest przez enzymy lizo­somalne [90].
Białko LC3 II jest jedynym znanym białkiem swoiście związanym z błonami izolującymi, autofagosomami i au­tofagolizosomami [11,32,99]. Konwersja białka LC3 I do postaci LC3 II jest dowodem na tworzenie się autofago­somów w komórce, a tym samym na indukcję autofagii. Poziom zaś białka LC3 II jest bezpośrednio skorelowany z ilością powstających autophagosomów. Białko LC3 w ssa­czych komórkach występuje w trzech postaciach (LC3A, LC3B, LC3C), jednak to wzrost postaci LC3B-II koreluje ze zwiększaniem liczby autofagosomów. Dlatego też zale­cane jest, aby w ocenie autofagii metodą immunoblottingu oznaczać właśnie tę postać białka [33,40,50].
Przezbłonowe białka Atg9/mAtg9 oraz VMP1
Białka mAtg9 (Atg9) oraz VMP1, to jak dotąd jedyne zi­dentyfikowane białka przezbłonowe uczestniczące w au­tofagii zachodzącej w komórkach ssaków. Ssacze biał­ko mAtg9 umiejscowione jest na biegunie trans aparatu Golgiego i w błonie późnych endosomów. Przechodzi ono błonę sześciokrotnie, a jego N- i C-końce znajdują się po stronie cytosolowej. W czasie głodu bądź pod wpływem rapamycyny białko mAtg9 przemieszcza się do zewnętrz­nej błony autofagosomu w procesie zależnym od Ulk1. W oparciu o wiedzę na temat roli białka Atg9 u drożdży przypuszcza się, że u ssaków białko mAtg9 uczestniczy w dostarczaniu błon do tworzącego się autofagosomu [100].
VMP1 jest białkiem ssaczym, które nie ma swojego odpo­wiednika w komórkach drożdży. Lokalizacja VMP1 jest kontrowersyjna: w komórkach ssaków białko to obecne jest w błonie komórkowej oraz występuje wspólnie z LC3 i Bekliną 1 podczas indukcji autofagii; natomiast u ame­by Dictyostelium discoideum homolog VMP1 obecny jest w retikulum endoplazmaatycznym. Białko VMP1 od­działuje z Bekliną 1, co jest istotne dla autofagii induko­wanej przez nadmierne wytwarzanie omawianego białka. Ponadto, VMP1 najprawdopodobniej spełnia rolę białka przezbłonowego, które angażuje Beklinę 1 i PI3K klasy III w tworzenie fagoforu [100]. Potwierdzają to ostatnie re­zultaty badań wykazujące, że białko TP53INP2 (oddzia­łujące z białkiem VMP1) jest niezbędne do przeniesienia Bekliny 1 i LC3 na autofagosom, przypuszczalnie w wy­niku interakcji z VMP1 [100].
Fuzja autofagosomu z lizosomem - dojrzewanie i degradacja
Kiedy wydłużające się końce fagoforu, utworzą pęcherzyk zwany autofagosomem, kolejnym etapem w przebiegu au­tofagii jest połączenie autofagosomu z lizosomem. W re­zultacie powstaje pęcherzyk otoczony pojedynczą błoną (autofagolizosom), w którym zachodzi ostateczny proces niszczenia jego zawartości, pod wpływem działania enzy­mów lizosomalnych.
W komórkach drożdży fuzja zewnętrznej błony autofagoso­mu z wodniczką wymaga zaangażowania kilku czynników, które uczestniczą również w innych typach transportu z wy­korzystaniem pęcherzyków (vesicular transport). Wśród nich można wymienić białka SNARE: Vam3, Vam7, Vti1 i Ykt6; białka NSF, SNAP, homologii GDI: Sec17, Sec18 i Sec19; białko należące do rodziny Rab - Ypt7 oraz biał­ka należące do kompleksu Vps/HOPS klasy C: Ccz1 i Mon1 [49,99].
W komórkach ssaków proces łączenia autofagosomu z li­zosomem jest bardziej skomplikowany, gdyż autofagosom ulega najpierw kilku etapom dojrzewania, w czasie któ­rego łączy się z wczesnymi bądź późnymi endosomami. Rola endosomów w tym procesie polega na dostarczeniu zarówno składników mających ulec hydrolizie, jak i czyn­ników niezbędnych do połączenia autofagosomu z lizoso­mem. Ponadto, endosomy obniżają pH wewnątrz pęche­rzyka, stwarzając tym samym sprzyjające środowisko dla działania hydrolaz lizosomalnych [26].
Do prawidłowego przebiegu procesu dojrzewania niezbęd­na jest obecność białka LAMP-2 [88], monomerycznych GTPaz (Rab22, Rab24), ssaczych ortologów białek należą­cych do rodziny SNARE oraz białka NSF [99], przy czym białko Rab7 jest głównym elementem w regulacji procesu dojrzewania autofagosomów. Nadekspresja dominujących negatywnych mutantów białka Rab7 powoduje zahamowa­nie fuzji między autofagosomami a późnymi endosoma­mi/lizosomami [28].
W procesie fuzji z endosomami, a następnie z lizosomami biorą również udział elementy cytoszkieletu. Inkubowanie komórek ze związkami powodującymi destabilizację mi­krotubul powoduje zahamowanie dojrzewania autofagoso­mu. W komórkach traktowanych cytochalazyną D (zwią­zek hamujący polimeryzację aktyny) zaobserwowano znaczne obniżenie liczby tworzących się autofagosomów. Nokodazol (inhibitor dynamiki mikrotubul, hamuje poli­meryzację tubuliny) blokuje fuzję autofagosomów z lizo­somami, co wskazuje na udział mikrotubul w formowaniu autofagolizosomów [51]. Natomiast taksol (związek sta­bilizujący mikrotubule) zwiększa wydajność fuzji amfiso­mów z lizosomami [65,99].
Pochodzenie błon tworzących autofagosom
Pierwszą rozpoznawalną w komórkach ssaków strukturą uczestniczącą w procesie autofagii jest błona izolująca, na­zywana również fagoforem. Jak dotąd nie do końca wia­domo skąd pochodzą składniki budujące błonę fagoforu, a następnie autofagosomu w komórkach ssaków. Przyjmuje się, że w jego biogenezie uczestniczą składniki pochodzą­ce z przynajmniej czterech źródeł: retikulum endoplazma­tycznego [4,32], aparatu Golgiego [76], błony komórkowej [80] oraz zewnętrznej błony mitochondrium [29].
Szlaki sygnalizacyjne regulujące autofagię w komórkach nowotworowych
Regulacja autofagii w komórkach prawidłowych i zmie­nionych nowotworowo przebiega na podobnych zasadach, z tą jednak różnicą, iż w komórkach nowotworowych jest ona znacznie bardziej skomplikowana. Wynika to czę­sto ze zwiększonej aktywności kinazy fosfatydyloinozy­tolu, PI3K, w komórkach nowotworowych oraz z wielu różnorodnych interakcji pomiędzy szlakiem PI3K-Akt-mTOR a innymi wewnątrzkomórkowymi szlakami sygna­łowymi, które równie często ulegają rozregulowaniu w ko­mórkach nowotworowych.
Inhibicja autofagii na drodze PI3K-PKB/Akt-mTOR
W przypadku komórek nowotworowych często obserwu­je się konstytutywną aktywację szlaku sygnalizacyjnego PI3K-Akt-mTOR (ryc. 5), co przyczynia się do zwięk­szenia przeżywalności tych komórek. Nieprawidłowa ak­tywacja tego szlaku może być wynikiem utraty supreso­ra transformacji nowotworowej PTEN oraz kompleksu TSC1/TSC2, amplifikacji lub mutacji genów kodujących kinazy PI3K klasy I, nadekspresji PKB/Akt, ekspozycji na kancerogenny, czy też zwiększonej aktywności receptoro­wych kinaz tyrozynowych. W konsekwencji prowadzi to do supresji autofagii, a także do indukcji translacji białek, wzrostu komórek i ich proliferacji, co jest ważną siłą na­pędową w procesie nowotworzenia [16].
Ryc. 5. Szlaki regulujące autofagię (na podstawie [100] zmodyfikowano)

Aktywność kinazy serynowo-treoninowej mTOR jest od­powiedzią na sygnały pochodzące z aktywowanych re­ceptorów błonowych i sygnałów związanych ze zmiana­mi stężenia składników odżywczych (aminokwasy) czy też czynników wzrostu (insulina, IGF). Szlak, który m.in. prowadzi do aktywacji kinazy mTOR, a tym samym do inhibicji autofagii, należy do szlaków sygnałowych zwią­zanych z aktywnością receptorowych kinaz tyrozynowych (RKT) w kaskadzie transdukcji sygnału - kinaza fosfaty­dyloinozytolowa 3 (PI3K)-PKB/Akt (ryc. 5).
W wyniku przyłączenia liganda (np. czynnika wzrostu) do receptora o aktywności kinazy tyrozynowej - RKT, następu­je jego dimeryzacja, co umożliwia zajście autofosforylacji tyrozyn w obrębie domen cytoplazmatycznych dimeru. Następnie do ufosforylowanego receptora przyłączają się białka adaptorowe, mające domenę SH-2 oraz małe białko GTP-azowe - Ras, co w efekcie aktywuje kinazę 3-fosfa­tydyloinozytolu klasy I (I PI3K). Kinaza PI3K katalizuje reakcję fosforylacji PI(3,4)P2 do PI(3,4,5)P3, zwiększając powinowactwo do błony komórkowej białek cytoplazma­tycznych, w tym PDK1 i kinazy B (PKB/Akt) oraz ak­tywację tej ostatniej przez PDK1. Ufosforylowana kina­za PKB/Akt hamuje aktywność kompleksu utworzonego przez hemartynę (TSC1) i tuberynę (TSC2), przez bezpo­średnią fosforylację TSC2. W konsekwencji TSC1/TSC2 przestaje stymulować aktywność GTP-azową białka Rheb (białko wiążące GTP), które po przejściu ze stanu związa­nego z GDP (nieaktywnego) do stanu związanego z GTP (aktywnego), może bezpośrednio aktywować kompleks mTORC1. Białko Ras spełnia dwie przeciwstawne role: może hamować autofagię, aktywując szlak PI3K-PKB/Akt-mTOR lub indukować ten proces na drodze Raf-1-MEK1/2-ERK1/2 [86,98,100].
Indukcja autofagii na drodzeLKB1/CaMKKβ-AMPK-mTOR
W komórkach tkanek prowadzących aktywny metabolizm (wątroba, mięśnie) szlak LKB1-AMPK-mTOR (ryc. 5) jest głównym czujnikiem regulującym przemiany tłuszczów i węglowodanów. Szlak ten uczestniczy również w regu­lacji metabolizmu w komórkach nowotworowych i bierze udział w procesie nowotworzenia.
Stres metaboliczny, jakim jest brak składników odżywczych, powoduje zmniejszenie stosunku poziomu ATP do AMP w komórce. W odpowiedzi serynowo-treoninowa kinaza LKB1 aktywuje białko AMPK poprzez fosforylację Thr172 w podjednostce a. Aktywne białko AMPK powoduje fos­forylację i aktywację kompleksu TSC1/TSC2 oraz nieza­leżnie fosforyluje białko raptor (wchodzące w skład kom­pleksu mTORC1). Skutkuje to zahamowaniem aktywności mTORC1, co umożliwia indukcję autofagii w odpowiedzi na stres metaboliczny. Kinaza AMPK, inaktywując kom­pleks 1 mTOR, umożliwia rozpoczęcie procesu autofagii również w odpowiedzi na wzrost stężenia w cytosolu jo­nów wapnia Ca2+, w czym pośredniczy kinaza CaMKKβ. Ponadto aktywność białka AMPK przyczynia się do za­inicjowania procesu autofagii w komórkach znajdujących się w stanie hipoksji [15,100].
Rola p53 w regulacji autofagii w komórkach nowotworowych
Białko p53 kodowane jest przez gen TP53, który jest umiej­scowiony na chromosomie 17. Jako czynnik transkryp­cyjny, który ma właściwości supresora transformacji no­wotworowej, białko to wiąże się do swoistych sekwencji DNA, przez co wpływa na ekspresję różnych białek. Tym samym jest ono zaangażowane w regulację wielu proce­sów komórkowych, a zwłaszcza w regulację przebiegu cy­klu komórkowego, metabolizmu oraz indukcję apoptozy. Jednocześnie inaktywacja tego białka, w wyniku wzmożo­nej degradacji proteosomalnej, czy też w wyniku mutacji genu lub nadmiernego wytwarzania jego inhibitorów, ob­serwowana jest w przeszło połowie ludzkich nowotworów. Białko p53 uczestniczy również w regulacji procesu auto­fagii, przy czym jego rola jest dwoista, co wiąże się z lo­kalizacją tego białka w komórce. W zależności od tego, czy białko p53 występuje w jądrze komórkowym czy cy­toplazmie, może inicjować bądź hamować autofagię [81].
Indukcja autofagii przez białko p53
Indukcja autofagii, w której uczestniczy frakcja jądrowa białka p53, wiąże się z jego funkcją regulatorową trans­krypcji genów kodujących białka AMPK, DAPK-1, DRAM, proapoptotyczne białka z rodziny Bcl-2 (Bad, Bax, BNIP3, PUMA) oraz Sestrin1/2 (Sestryny) [74]. Białko DRAM bezpośrednio uczestniczy w indukcji autofagii niezależ­nej od kompleksu mTOR, w odpowiedzi na działanie sub­stancji uszkadzających DNA. Z kolei białka Sestrin 1 i 2, których ekspresja przeważnie indukowana jest w wyniku uszkodzenia DNA bądź stresu oksydacyjnego, uczestniczą w indukcji autofagii poprzez aktywację białka AMPK [31].
Inhibicja autofagii przez białko p53
W odróżnieniu od puli jądrowej, cytoplazmatyczna frak­cja białka p53 uczestniczy w hamowaniu procesu autofa­gii przez aktywację mTORC1, niezależnie od jego roli jako czynnika transkrypcyjnego. Tasdemir i wsp. jako pierwsi wykazali, że zahamowanie aktywności cytosolowego biał­ka p53, przez inaktywację jego genu (knockout), zastoso­wanie siRNA oraz związków chemicznych, indukuje auto­fagię w komórkach ludzkich, mysich i nicienia C. elegans [91]. Jednocześnie wspomniani naukowcy zaobserwowa­li, że wiele pro-autofagicznych czynników, takich jak: stan głodzenia, hamowanie kompleksu mTOR przez rapamy­cynę, czy też stres retikuloendoplazmatyczny (stres ER), przyczynia się do proteosomalnej degradacji białka p53 z udziałem białka HDM2, co promuje autofagię.
Kolejne mocne przesłanki potwierdzające rolę białka p53 jako inhibitora w procesie autofagii wynikają z dalszych badań zespołu Tasdemira wykonanych na ludzkich ko­mórkach raka jelita grubego pozbawionych białka p53, HCT116 p53-/-, które charakteryzują się podwyższonym podstawowym poziomem autofagii. Zaobserwowano, że poziom autofagii obniża się w komórkach HCT116 p53-/-, gdy przywrócona zostanie synteza białka p53 po wprowa­dzeniu genu typu dzikiego białka p53 (wt p53). Co cieka­we, białko p53 powoduje zahamowanie autofagii głównie w fazie G0/G1 i w mniejszym stopniu w fazie S cyklu ko­mórkowego [92].
Autofagiai apoptoza- powiązanie na poziomie molekularnym
Apoptoza i autofagia są procesami istotnymi dla prawidło­wego rozwoju organizmu, które mają decydujący wpływ na losy komórek. Liczne badania wskazują, że różne bodźce zdolne są do aktywacji zarówno autofagii, jak i apoptozy i mimo wyraźnych różnic pomiędzy tymi dwoma procesami, ich regulacja na poziomie molekularnym jest powiązana.
Białka należące to rodziny Bcl-2 pełnią główną rolę w regu­lacji śmierci komórki za pośrednictwem apoptozy. Obecnie wiadomo również, że wpływają one na przebieg procesu autofagii. W komórkach zarówno mysich jak i ludzkich, białkiem uczestniczącym w procesie autofagii, które od­działuje z rodziną białek Bcl-2 jest Beklina 1 [79]. Beklina 1 ma na swoim N-końcu domenę BH3, za pośrednictwem której łączy się z domeną receptorową BH3 białek anty­apoptotycznych Bcl-2, Bcl-XL, Mcl-1 oraz proapoptotycz­nych Bax, Bad, Bak, Bik, Nox, Puma i BimEL.
Białka Bcl-2 oraz Bcl-XL działają jako inhibitory autofagii [105]. W niektórych rodzajach komórek, białka te po przy­łączeniu do Bekliny 1, obniżają powinowactwo Bekliny 1 do białka PI3K III. Wydaje się, że rola, jaką pełnią wspo­mniane białka w inhibicji autofagii związana jest z tym, iż kompleks złożony z Bcl-2/Bcl-XL-Beklina 1-PI3K (w po­równaniu z kompleksem bez dołączonego białka Bcl-2 lub Bcl-XL) ma zmniejszoną aktywność kinazową [33,58]. Oddziaływanie między Bekliną 1 a białkami Bcl-2 oraz Bcl-XL regulowane jest przez ich stan ufosforylowania. Pod wpływem działania kinazy DAPK-1 Beklina 1 ulega fosforylacji (Thr 119), natomiast białko Bcl-2 fosforylowa­ne jest przez kinazę JNK1 [96,103]. Prowadzi to do rozłą­czenia się tych białek, czego rezultatem jest indukcja au­tofagii. Jednocześnie ufosforylowane białko Bcl-2 łączy się z proapoptotycznym białkiem Bax, co hamuje apopto­zę. Białko JNK1 może również powodować hiperfosforyla­cję Bcl-2, które w takiej postaci odłącza się od białka Bax i w konsekwencji prowadzi to do śmierci komórki w wy­niku apoptozy. Wspomniane białko DAPK-1 uczestniczy również w etapie „pączkowania" (blebbing) błony komór­kowej poprzez oddziaływanie ze składnikami cytoszkiele­tu w czasie apoptozy [36,64].
Białka proapoptotyczne Bad, BNIP3 oraz mimetyki bia­łek BH3 (np. ABT737), kompetytywnie hamują oddzia­ływanie pomiędzy Bekliną 1, a Bcl-2/Bcl-xL i stymulują autofagię [16,64]. W taki sposób białko BNIP3 induku­je degradację mitochondriów za pośrednictwem autofagii (mitofagia) w odpowiedzi na hipoksję. Podobnie białko Puma pośredniczy w indukcji mitofagii w odpowiedzi na zmiany w potencjale mitochondrialnym zależnie od bia­łek Bax/Bak [14].
Innym przykładem wzajemnego powiązania apopto­zy oraz autofagii jest spostrzeżenie, że białko Atg5 (od­grywające ważną rolę w formowaniu autofagosomów) po przecięciu przez kalpainę ulega translokacji do mi­tochondrium i ma właściwości proapoptotyczne. W mi­tochondriach fragment ten łączy się z białkiem Bcl-XL, przez co uczestniczy w indukcji apoptozy zależnej od mitochondriów. Przy czym, gdy nie dochodzi do trans­lokacji Atg5 do mitochondrium, w komórkach inicjowa­ny jest proces autofagii [72,102].
Uczestniczące w procesie apoptozy proteazy cysteino­we (kaspazy) biorą również udział w degradacji białek istotnych dla autofagii. Kaspazy 3, 7 i 8 poprzez proteoli­zę i inaktywację Bekliny 1 oraz kinazy PI3K III (główne komponenty kompleksu inicjującego autofagię) hamują autofagię, promując progresję apoptozy [21]. E. Wirawan i wsp. wykazali, że w wyniku przecięcia Bekliny 1 przez kaspazy powstają dwa produkty: N-końcowy (Beklina 1-N, aa 1-133) oraz C-końcowy (Beklina 1-C, aa 150-450), któ­re tracą zdolność do indukcji autofagii [97]. Analiza roz­mieszczenia obu fragmentów w komórce wykazała, że fragment N-końcowy przemieszcza się z cytoplazmy do jądra, a C-końcowy do mitochondrium. Co więcej, frag­ment C-końcowy Bekliny 1 po translokacji do mitochon­drium, powoduje uwolnienie proapoptotycznych czynników, takich jak cytochrom c oraz białko HtrA2/Omi, przez co może wzmacniać sygnał indukujący apoptozę, jakim jest np. brak czynników wzrostu w pożywce [97].
Białko FLIP, które blokuje inicjację apoptozy na pozio­mie receptorów śmierci (szlak receptorowy, zewnętrz­ny), kontroluje również proces autofagii. Poprzez dome­ny DED białko FLIP rozpoznaje i przyłącza się do białka Atg3. W konsekwencji uniemożliwia to koniugację biał­ka Atg3 z białkiem LC3 i blokuje autofagię na etapie two­rzenia autofagosomu [56].
Apoptozę i autofagię łączą również podobne ścieżki ak­tywacji i inhibicji zależne od Akt/PKB [73] i mTOR [12].
Autofagia i apoptoza - interakcje w kontekście śmierci komórki
Różne bodźce są zdolne do aktywacji zarówno autofagii jak i apoptozy, a regulacja obu szlaków na poziomie mo­lekularnym często zachodzi z udziałem tych samych bia­łek. W kontekście śmierci komórki można wyróżnić trzy typy interakcji między autofagią i apoptozą.
Autofagia i apoptoza - partnerzy działający w skoordynowany lub kooperatywny sposób
W tym przypadku autofagia i apoptoza wspólnie bądź jako dwa niezależne szlaki mogą prowadzić do eliminacji komórki (ryc. 6). Wynika z tego, że jeśli oba procesy za­chodzą jednocześnie i jeden z nich zostanie zablokowany (w wyniku mutacji lub inhibicji farmakologicznej) wów­czas drugi może przejąć główną rolę w procesie śmierci komórki (ryc. 6A). Alternatywnie, drugi proces może za­stać uruchomiony tylko wtedy, gdy pierwszy z jakichkol­wiek przyczyn zawiedzie (ryc. 6B). Możliwy jest również scenariusz, w którym do prawidłowego przebiegu śmier­ci komórki w wyniku apoptozy wymagana jest uprzednia aktywacji autofagii (rys. 6C) [23].
Ryc. 6. Schemat interakcji między autofagią a apoptozą, prowadzące do śmierci komórki (na podstawie [23] zmodyfikowano)

W tym przypadku, autofagia hamuje proces apoptozy, dzia­łając jako proces przeżyciowy (ryc. 7). Poprzez usuwanie uszkodzonych organelli, będących źródłem wolnych rod­ników i agregatów białkowych oraz przez degradację wiel­kocząsteczkowych substratów, będących źródłem składni­ków odżywczych i energii, autofagia stwarza sprzyjające warunki do przeżycia. W ten sposób autofagia zapobie­ga powstaniu bodźców, które są niezbędne do indukcji apoptozy [23].
Ryc. 7. Schemat antagonistycznej interakcji między autofagią, a apoptozą (na podstawie [23] zmodyfikowano)

Autofagia umożliwia przebieg apoptozy
W tym przypadku, autofagia nie prowadzi do śmierci ko­mórki per se, ale pośredniczy w indukcji śmierci w proce­sie apoptozy (ryc. 8). W czasie głodu, autofagia uczestni­czy m.in. w zmianach morfologicznych zależnych od ATP, tj. translokacji fosfatydyloseryny (PS) czy też pączkowaniu błony i tworzeniu ciałek apoptotycznych [23].
Ryc. 8. Schemat roli autofagii w indukcji śmierci komórkowej w wyniku apoptozy (na podstawie [23] zmodyfikowano)

Autofagia w procesach patologicznych
Autofagia zaangażowana jest m.in. w takie procesy jak biosynteza, regulacja metabolizmu (poprzez eliminację ściśle określonych enzymów), morfogeneza, różnicowa­nie komórkowe, przebudowanie tkanek, starzenie czy też ochrona komórki (np. przed patogenami). Proces ten jest również zaangażowany w usuwanie potencjalnie szkodli­wych, uszkodzonych bądź funkcjonujących wadliwie or­ganelli (mitochondria, retikulum endoplazmatyczne, li­zosomy) oraz cytotoksycznych agregatów białkowych. Zaburzenia w tym procesie mogą więc prowadzić do sta­nów patologicznych. Zakłócenie autofagii na którymkol­wiek z etapów jej przebiegu może prowadzić do rozwoju nowotworów, chorób immunologicznych, schorzeń wątroby, miopatii oraz chorób neurodegeneracyjnych, takich jak cho­roba Parkinsona, Huntingtona oraz Alzheimera [10,57,80].
Rozważając znaczenie autofagii w procesach patologicz­nych, niezależnie od swoistych czynników każdej choro­by, wspólnym wyzwaniem jest rozróżnienie, czy w danym przypadku autofagia chroni komórkę, czy też prowadzi do jej śmierci. Nie jest to proste, gdyż w zależności od rodza­ju komórek oraz czynników zewnętrznych działających na komórkę, autofagia może spełniać odmienną rolę.
Autofagia - supresor transformacji nowotworowej
Na podstawie dotychczasowych doniesień literaturowych nie można jednoznacznie określić roli, jaką pełni autofagia w kancerogenezie. Jednak większość uzyskanych wyników badań ukazuje autofagię jako mechanizm, który zapobiega rozwojowi nowotworu. Większość białek uczestniczących w indukcji autofagii blokuje transformację nowotworową. Ponadto wiele genów związanych z autofagią jest nieczyn­nych w różnych typach nowotworów, bądź ich aktywność ulega obniżeniu [7].
Funkcja autofagii jako supresora transformacji nowotwo­rowej, została po raz pierwszy zaobserwowana dzięki ba­daniom genetycznym prowadzonym nad genem BECN1, kodującym Beklinę 1. Ekspresja tego genu (ectopic expres­sion) zmniejsza zarówno proliferację komórek nowotwo­rowych in vitro, jak i potencjał nowotworzenia in vivo. Badania prowadzone na mysim modelu z monoalleliczną delecją genu kodującego Beklinę 1 (Beklina 1+/-) wykaza­ły znaczący wzrost częstości występowania u tych zwie­rząt spontanicznych nowotworów płuc i wątroby oraz chło­niaków i białaczek w porównaniu do myszy mających oba allele dzikiego typu (Beklina 1+/+) [93]. Całkowita utrata genu BECN1 przyczyniła się zaś do rozwoju nowotworu u myszy, chociaż następował on po długim okresie utaje­nia [14,20].
U ludzi delecję jednego z alleli genu BECN1, zlokalizowa­nego na chromosomie 17 (17q21), zaobserwowano w rakach piersi, prostaty, jajnika i mózgu. Zmniejszona ekspresja genu BECN1 występuje natomiast w wielu innych typach komó­rek nowotworowych, w tym ludzkim nowotworze jelita gru­bego, nowotworach mózgu i wątroby oraz w raku szyjki ma­cicy. Jednoczesne zmniejszenie ekspresji genów Bekliny 1 i białka LC3 występuje w ludzkich glejakach [35]. Ding i wsp. wykazali natomiast, że zmniejszenie ekspresji genu BECN1 związane jest również ze złą prognozą u pacjentów ze zdiagnozowanym nowotworem złośliwym wątroby [20]. Podsumowując, heterozygotyczna utrata genu BECN1 promu­je, zaś nadekspresja tego genu hamuje proces nowotworzenia.
W komórkach nowotworowych zidentyfikowano również zmia­ny w innych genach, których produkty są istotne w procesie autofagii. W komórkach nowotworów żołądka oraz jelita gru­bego znaleziono mutację nonsensową w genie UVRAG, ko­dującym białko oddziałujące z Bekliną 1. Nadekspresja tego genu w ludzkich komórkach rakach jelita przeszczepionych do myszy bezgrasiczych (nude mice) zmniejsza ich proliferację i powoduje wolniejszy wzrost guza, co przemawia za supreso­rową rolą tego genu [60]. Gen MAP1-LC3 zlokalizowany na długim ramieniu chromosomu 16 w pozycji 24.1 ulega czę­stym delecjom w rakach wątroby, piersi, prostaty oraz jajnika [38] Natomiast myszy z inaktywowanym genem Atg4 wyka­zują znaczną podatność na rozwój fibrosarkomy indukowanej przez chemiczne kancerogeny [14]. Zauważono również szyb­szy wzrost komórek nowotworowych niezdolnych do indukcji autofagii, przeszczepionych ortotopowo myszom bezgrasiczym. Wzrost ten był jeszcze bardziej przyspieszony, gdy komórki niezdolne były również do indukcji procesu apoptozy [67].
Powyższe przykłady stanowią ważną przesłankę przema­wiającą za supresorową rolą autofagii w rozwoju nowotwo­rów. Jednocześnie wskazują, że zahamowanie tego procesu, zarówno częściowe, jak i całkowite może promować roz­wój nowotworu. Dodatkowo za taką rolą autofagii przema­wia to, iż jest ona regulowana negatywnie poprzez szlak PI3K-Akt-mTOR, a zmiany nowotworowe są często wyni­kiem mutacji, które zwiększają aktywność tego szlaku [57].
Autofagia - proces promujący rozwój nowotworu
Autofagia jest procesem, którego fizjologiczna funkcja pole­ga na zapewnieniu dostępności wymaganych składników od­żywczych i energetycznych niezbędnych do utrzymania me­tabolizmu na poziomie umożliwiającym przeżycie komórki w niekorzystnych warunkach. W czasie rozwoju guza komór­ki nowotworowe, ze względu na brak unaczynienia, znajdują się w stanie hipoksji (niedotlenienia) oraz stresu oksydacyj­nego [44]. W panujących wewnątrz guza warunkach niedo­tlenienia autofagia przyczynia się do powstawania komórek nowotworowych o dużym potencjale przerzutowania, opor­nych na terapie przeciwnowotworowe. Białkiem, które jest odpowiedzialne za indukcję autofagii w warunkach hipoksji jest czynnik indukowany przez hipoksję, HIF-1α. Czynnik HIF-1α indukuje transkrypcję genu proapoptotycznego biał­ka BNIP3, biorącego udział w przekazywaniu wewnątrz ko­mórki zróżnicowanych sygnałów wskazujących na wystąpie­nie czynników stresowych. Białko to ma również zdolność wiązania się do białek antyapoptotycznych, takich jak białko Bcl-2 czy też Bcl-XL, które poprzez interakcję z Bekliną 1 regulują autofagię. Na skutek konkurencji o wiązanie Bcl-2 i Bcl-XL, za pośrednictwem domen BH3, białko BNIP3, po­woduje osłabienie tej interakcji, a oddysocjowana Beklina 1 uczestniczy w indukcji procesu autofagii [6,62].
Autofagia - przykład programowanej śmierci typu II
Autofagia umożliwia komórkom przeżycie w sytuacjach stresowych, przez co postrzegana jest głównie jako mechanizm chroniący komórkę. Jednak, gdy intensyw­ność lub czas trwania autofagii jest zbyt długi, proces ten może prowadzić do degradacji komórki. Wówczas auto­fagia określana jest mianem programowanej śmierci typu II - PCD II lub autofagiczną śmiercią komórki [46]. Na poziomie komórkowym, śmierć w wyniku autofagii jest niezależna od kaspaz i charakteryzuje się częściową kon­densacją chromatyny i brakiem międzynukleosomalnej fragmentacji DNA oraz degradacją retikulum endoplazma­tycznego i aparatu Golgiego. Ponadto, w przeciwieństwie do apoptozy, autofagia jest procesem, który można odwró­cić, gdy na komórkę przestanie działać induktor tego pro­cesu. Rola autofagii w śmierci komórkowej została zapro­ponowana na podstawie obserwacji obecności dużej liczby autofagosomów w umierających komórkach wielu gatun­ków zwierząt. Ten rodzaj śmierci powszechnie występuje w czasie rozwoju organizmu, m.in. podczas metamorfo­zy owadów, w rozwoju ślinianek u Drosophila, morfoge­nezie zawiązków kończyn u ptaków, czy też w czasie za­mknięcia podniebienia u ssaków [27].
Autofagia - alternatywny do apoptozy sposób eliminacji komórki nowotworowej
Główną przyczyną niepowodzenia wielu stosowanych te­rapii jest oporność komórek nowotworowych na apoptozę. W komórkach, w których apoptoza jest zahamowana, auto­fagia może być alternatywnym procesem prowadzącym do eliminacji zmienionej nowotworowo komórki z organizmu.
Intensywne nagromadzenie autofagosomów, charaktery­zujące śmierć za pośrednictwem autofagii, zostało udoku­mentowane w różnych komórkach nowotworowych trakto­wanych m.in. związkami alkilującymi (np. aktynomycyna D, As2O3), związkami stosowanymi w terapii hormonalnej (np. tamoksyfen, analogii witaminy D), związkami natu­ralnymi (resweratrol, cytokiny, IFNγ), czy też po zastoso­waniu terapii genowej.
W wyniku działania tamoksyfenu na komórki ludzkiego raka sutka MCF-7 zaobserwowano znaczną akumulację au­tofagosomów, która częściowo hamowana była przez inhi­bitor autofagii, 3-metyloadeninę. Jednocześnie tamoksy­fen nasilał ekspresję Bekliny 1, a tym samym indukował proces autofagii [9].
Trójtlenek arsenu (As2O3) jest powszechnie stosowanym w klinice chemioterapeutykiem w leczeniu białaczek. Cytotoksyczny mechanizm działania As2O3 polega na in­dukcji apoptozy w wyniku uwolnienia cytochromu c z mi­tochondriów i aktywacji kaspaz. Obecnie dowiedziono rów­nież, że cytotoksyczny mechanizm działania tego związku związany jest też z indukcją autofagii w komórkach ludzkiej białaczki wywodzącej się z limfocytów T. As2O3 wykazuje również działanie wobec opornego na inne chemioterapeu­tyki glejaka złośliwego. Związek ten zastosowany w daw­ce klinicznej (2 µM) powodował zahamowanie wzrostu ko­mórek glejaka, a ponadto indukował ich śmierć w wyniku wzmożonej autofagii. Co ciekawe, gdy zahamowano prze­bieg autofagii przez zastosowanie bafilomycyny A w ko­mórkach glejowych, indukowana była apoptoza [42,43].
Śmierć w wyniku autofagii została zaobserwowana rów­nież w komórkach, w których zablokowana była aktywność kaspaz lub ekspresja genów białek z rodziny Bcl-2 uległa modyfikacji. Wykazano, że inhibicja kaspaz chroni ko­mórki białaczki limfoblastycznej Jurkat T przed śmiercią w wyniku apoptozy indukowanej przez białko Bax, ale po­woduje ich śmierć w wyniku autofagii. Obniżenie aktyw­ności białka Bcl-2 w komórkach HL-60 indukuje autofa­gię, prowadząc do ich śmierci. W tym przypadku proces ten najprawdopodobniej zależy od aktywności Bekliny 1, która kontroluje autofagię poprzez klasę III kinaz PI3 i od­działuje z białkiem Bcl-2 [78,101].
W wielu przypadkach do końca nie jest pewne, czy auto­fagia pełni aktywną rolę w śmierci komórki czy jest tylko przejawem próby jak najdłuższego utrzymania funkcji ży­ciowych umierającej komórki. Dlatego też rozpatrując au­tofagię w kontekście śmierci, należy rozważyć dwa istotne aspekty, a mianowicie czy mamy do czynienia ze śmiercią komórki w wyniku autofagii czy też ze śmiercią komórki, której towarzyszy autofagia [53].
Autofagia - rola w rozwoju oporności na terapie przeciwnowotworowe
Wyjątkowo dużą przeszkodą w skuteczności leczenia no­wotworów z wykorzystaniem leczenia chemicznego jest oporność komórek nowotworowych na stosowane leki. Komórki nowotworowe nabywają oporność na chemote­rapię poprzez wiele różnorodnych mechanizmów, których działanie obejmuje:
• zmniejszenie lub zahamowanie przedostawania się le­ków do wnętrza komórki;
• zwiększenie efektywności usuwania leków z wnętrza komórki;
• aktywację systemów neutralizacji substancji toksycznych;
• zmiany w białkach, z którymi docelowo wiążą się leki;
• zaburzenia procesów związanych ze zmianami struktu­ry DNA;
okowanie apoptozy [54].
Autofagia jest kolejnym z mechanizmów, który może być odpowiedzialny za nabywanie oporności przez komórki nowotworowe w odpowiedzi na terapię. Zaobserwowano, że zarówno radioterapia, jak i stosowane chemoterapeu­tyki, np. doksorubicyna, temozolamid, etopozyd, imati­nib, rapamycyna, leki antyestrogenowe indukują autofagię w wielu ludzkich komórkach nowotworowych, co przyczy­nia się do wzrostu ich oporności na stosowaną terapię i do ich przeżycia, m.in. przez wpływanie na proces apoptozy. W takim przypadku inhibicja autofagii w wyniku wycisze­nia ekspresji genów Atg5, BECN1, Atg10, Atg12 poprzez zastosowanie siRNA bądź użycie inhibitorów farmakolo­gicznych (3-metyloadenina, chlorochinon, hydroksychlo­rochinon, bafilomycyna A1) może zwiększyć efektywność stosowanej terapii [20].
Efekt inhibicji autofagii w połączeniu z obecnie stosowa­nymi lekami w terapii przeciwnowotworowej został prze­badany na komórkach wielu rodzajów nowotworów, takich jak: glejak [63,84,85], szpiczak mnogi [83] rak piersi [1,94], rak jelita grubego [2,11] oraz rak prostaty [47].
Samaddar i wsp. inkubowali komórki ludzkiego raka pier­si MCF-7 z tamoksyfenem we wzrastającym stężeniu aż do czasu uzyskania komórek zdolnych do proliferacji w obecności leku. W porównaniu z wyjściowymi komórka­mi MCF-7, uzyskane komórki oporne wykazywały zwięk­szony poziom autofagii, który dodatkowo zwiększał się, gdy komórki poddawano ponownej inkubacji z tamoksyfenem. Zastosowanie 3-metyloadeniny bądź wyciszenie ekspresji genu Becliny 1 powodowało śmierć tych komórek w wyni­ku apoptozy po działania tamoksyfenu [82]. Podobne re­zultaty uzyskano w komórkach raka piersi SKBR3 z nade­kspresją receptora HER2, w których wywołano oporność na trastuzumab. Z badań tych wynika, że w opornych ko­mórkach SKBR3 proces autofagii zachodzi na zwiększo­nym poziomie w porównaniu z komórkami wyjściowy­mi. Zahamowanie autofagii, poprzez wyciszenie ekspresji genu kodującego białko LC3, przywróciło wrażliwość ba­danych komórek opornych na działanie trastuzumabu [94].
Związki hamujące autofagię na poziomie lizosomów, ba­filomycyna A1 oraz chlorochinon, zwiększały odsetek komórek ludzkiego glejaka U251, szczurzego glejaka C6 oraz mysiej fibrosarkomy L929 umierających w procesie apoptozy indukowanej przez cisplatynę, czemu towarzy­szył wzrost poziomu zarówno mRNA Bax i Bcl-2, jak i sto­sunek obu białek (Bax/Bcl-2). Zastosowanie wortmaniny, hamującej aktywność kinazy PI3K, jako inhibitora auto­fagii również prowadziło do apoptozy komórek powyż­szych linii nowotworowych [67]. Wzmożoną apoptozę za­obserwowano także w estrogenozależnych komórkach raka piersi linii MCF-7 oraz T47D traktowanych kamptotecy­ną (inhibitor topoizomerazy I DNA), w których autofagia została zablokowana 3-metyloadeniną [1]. Inne badania wskazują, że inhibicja autofagii powoduje śmierć komórek raka jelita grubego opornego na działanie 5-fluorouracy­lu (5-FU). W komórkach różnych nowotworów jelita gru­bego inkubowanych z 5-FU, które poddano jednocześnie działaniu 3-metyloadeniny lub wyciszono ekspresję genu Atg7 zaobserwowano cechy charakterystyczne dla apop­tozy. Ponadto zaobserwowano synergistyczne działanie 3-metyloadeniny oraz 5-FU in vivo, które przejawiało się zmniejszeniem rozmiarów guza jelita grubego zbudowa­nego z komórek DLD-1 przeszczepionych myszom [59].
Jednym z kolejnych przykładów potwierdzających sku­teczność takiego podejścia terapeutycznego są wyniki uzy­skane w badaniach prowadzonych na komórkach przewle­kłej białaczki szpikowej CML. Powszechnie stosowanym lekiem w leczeniu chorych z przewlekłą białaczką szpi­kową jest imatinib (Glivec), będący inhibitorem kinazy Bcr-Abl. Obecnie wiadomo, że jednym z mechanizmów działania tego leku jest indukcja autofagii [24]. Bellodi i wsp. w swoich badaniach wykazali, że jednoczesne za­stosowanie imatinibu i chlorochinonu (CQ) lub wycisze­nie ekspresji genów Atg5 czy też Atg7 w sposób znaczą­cy zwiększa odsetek umierających komórek CML [5,41].
Podobny rezultat zaobserwowano, gdy posługując się od­powiednim siRNA wyciszono ekspresję genów Atg5 oraz Atg7 w komórkach pobranych od pacjentów. Co ważniej­sze jednoczesne zastosowanie imatinibu i CQ powodowa­ło śmierć komórek uzyskanych od pacjentów, znajdujących się w trzech różnych stadiach rozwoju choroby: od pacjen­ta z dopiero zdiagnozowana chorobą, pacjenta leczonego imatinibem oraz pacjenta z nawrotem choroby, zawiera­jącego mutację powodująca występowanie u niego opor­ności na ten lek [14].
Imatinib indukuje również autofagię w ludzkich komórkach nowotworowych gleju U87-MG i U737-MG. Co ważniejsze, zablokowanie autofagii w tych komórkach na etapie tworze­nia autofagosomów (przez 3-metyloadeninę lub wycisze­nie ekspresji genu Atg5) powodowało zmniejszenie odsetka umierających komórek. Natomiast zahamowanie autofagii na etapie łączenia się autofagosomów z lizosomami (przez bafilomycynę A1 lub RTA203) powodowało wzrost ilości komórek umierających, czemu towarzyszył spadek poten­cjału mitochondrialnego. Tym samym uzyskane wyniki wy­kazują, że blokowanie autofagii na różnym jej etapie może wywołać różne i niekiedy przeciwstawne efekty [84,85].
Podsumowanie
Liczne wyniki badań wskazują, że zarówno indukcja jak i inhibicja autofagii może mieć wymierne korzyści z punk­tu widzenia terapii przeciwnowotworowej. Poszukiwanie związków, które wpływają na proces autofagii, tzw. modu­latorów autofagii, może dostarczyć nie tylko nowych na­rzędzi ułatwiających walkę z chorobami nowotworowy­mi, ale również może się przyczynić do rozwoju lepszych strategii terapeutycznych. Dla powodzenia terapii przeciw­nowotworowej ważne jest również, aby określić typ ko­mórek nowotworowych podatnych na autofagię w odpo­wiedzi na podjęty rodzaj leczenia oraz aby określić, czy w danym przypadku autofagia prowadzi do śmierci tych komórek, czy też przyczynia się do ich oporności na za­stosowaną terapię [17].
Podziękowania
Serdeczne podziękowania składam panu prof. dr hab. inż. Jerzemu Konopie za inspirację do napisania tej publikacji oraz pani dr Ewie Augustin za pomoc redakcyjną i nada­nie pracy ostatecznego kształtu.
PIŚMIENNICTWO
[1] Abedin M.J., Wang D., McDonnell M.A., Lehmann U., Kelekar A.: Autophagy delays apoptotic death in breast cancer cells following DNA damage. Cell Death Differ., 2007; 14: 500-510
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[2] Apel A., Herr I., Schwarz H., Rodemann H.P., Mayer A.: Blocked autophagy sensitizes resistant carcinoma cells to radiation therapy. Cancer Res., 2008; 68: 1485-1494
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[3] Arias E., Cuervo A.M.: Chaperone-mediated autophagy in protein quality control. Curr. Opin. Cell Biol., 2011; 23: 184-189
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[4] Axe E.L., Walker S.A., Manifava M., Chanda P., Roderick H.L., Habermann A., Griffiths G., Ktistakis N.T.: Autophagosome formation from membrane compartments enriched in phosphatidylinositol 3-phosphate and dynamically connected to the endoplasmic reticulum. J. Cell Biol., 2008; 182: 685-701
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[5] Bellodi C., Lidonnici M.R., Hamilton A., Helgason G.V., Soliera A.R., Ronchetti M., Galavotti S., Young K.W., Selmi T., Yacobi R., Van Etten R.A., Donato N., Hunter A., Dinsdale D., Tirro E., Vigneri P., Nicotera P., Dyer M.J., Holyoake T., Salomoni P., Calabretta B.: Targeting autophagy potentiates tyrosine kinase inhibitor-induced cell death in Philadelphia chromosome-positive cells, including primary CML stem cells. J. Clin. Invest., 2009; 119: 1109-1123
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[6] Bellot G., Garcia-Medina R., Gounon P., Chiche J., Roux D., Pouysségur J., Mazure N.M.: Hypoxia-induced autophagy is mediated through hypoxia inducible factor induction of BNIP3 and BNIP3L via their BH3 domains. Mol. Cell Biol., 2009; 29: 2570-2581
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[7] Brech A., Ahlquist T., Lothe R.A., Stenmark H.: Autophagy in tumour suppression and promotion. Mol. Oncol., 2009; 3: 366-375
[PubMed]  
[8] Burman C., Ktistakis N.T.: Regulation of autophagy by phosphatidylinositol 3-phosphate. FEBS Lett., 2010; 584: 1302-1312
[PubMed]  
[9] Bursch W., Ellinger A., Kienzl H., Török L., Pandey S., Sikorska M., Walker R., Hermann R.S.: Active cell death induced by the anti-estrogens tamoxifen and ICI 164 384 in human mammary carcinoma cells (MCF-7) in culture: the role of autophagy. Carcinogenesis, 1996; 17: 1595-607
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[10] Bursch W., Karwan A., Mayer M., Dornetshuber J., Fröhwein U., Schulte-Hermann R., Fazi B., Di Sano F., Piredda L., Piacentini M., Petrovski G., Fésüs L., Gerner C.: Cell death and autophagy: cytokines, drugs, and nutritional factors. Toxicology, 2008; 254: 147-157
[PubMed]  
[11] Carew J.S., Medina E.C., Esquivel J.A.2nd, Mahalingam D., Swords R., Kellym K., Zhang H., Huang P., Mita A.C., Mita M.M., Giles F.J., Nawrocki S.T.: Autophagy inhibition enhances vorinostat-induced apoptosis via ubiquitinated protein accumulation. J. Cell Mol. Med., 2009; 14: 2448-2459
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[12] Castedo M., Ferri K.F., Kroemer G.: Mammalian target of rapamycin (mTOR): pro- and anti-apoptotic. Cell Death Differ., 2002; 9: 99-100
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[13] Cecconi F., Levine B.: The role of autophagy in mammalian development: cell makeover rather than cell death. Dev. Cell, 2008; 15: 344-357
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[14] Chen N., Debnath J.: Autophagy and tumorigenesis. FEBS Lett., 2010; 584: 1427-1435
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[15] Chen N., Karantza V.: Autophagy as a therapeutic target in cancer. Cancer Biol. Ther., 2011; 11: 157-168
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[16] Chen N., Karantza-Wadsworth V.: Role and regulation of autophagy in cancer. Biochim. Biophis. Acta, 2009; 1739: 1516-1523
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[17] Codogno P., Meijer A.J.: Autophagy and signaling: their role in cell survival and cell death. Cell Death Differ., 2005; 12, Suppl. 2: 1509-1518
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[18] Cuervo A.M.: Autophagy: Many paths to the same end. Mol. Cell Biochem., 2004; 263: 55-72
[PubMed]  
[19] Cuervo A.M.: Chaperone-mediated autophagy: selectivity pays off. Trends Endocrinol. Metab., 2010; 21: 142-150
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[20] Dalby K.N., Tekedereli I., Lopez-Berestein G., Ozpolat B.: Targeting the prodeath and prosurvival functions of autophagy as novel therapeutic strategies in cancer. Autophagy, 2010; 6: 322-329
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[21] Djavaheri-Mergny M., Maiuri M.C., Kroemer G.: Cross talk between apoptosis and autophagy by caspase-mediated cleavage of Beclin 1. Oncogene, 2010; 29: 1717-1719
[PubMed]  
[22] Efeyan A., Sabatini D.M.: mTOR and cancer: many loop in one pathway. Curr. Opin. Cell Biol., 2010; 22: 169-176
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[23] Eisenberg-Lerner A., Bialik S., Simon H.U., Kimchi A.: Life and death partners: apoptosis, autophagy and the cross-talk between them. Cell Death Differ., 2009; 16: 966-975
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[24] Ertmer A., Huber V., Gilch S., Yoshimori T., Erfle V., Duyster J., Elsässer H.P., Schätzl H.M.: The anticancer drug imatinib induces cellular autophagy. Leukemia, 2007; 21: 936-942
[PubMed]  
[25] Fimia G.M., Stoykova A., Romagnoli A., Giunta L., Di Bartolomeo S., Nardacci R., Corazzari M., Fuoco C., Ucar A., Schwartz P., Gruss P., Piacentini M., Chowdhury K., Cecconi F.: Ambra1 regulates autophagy and development of nervous system. Nature, 2007; 447: 1121-1125
[PubMed]  
[26] Glick D., Barth S., Macleod K.F.: Autophagy: cellular and molecular mechanism. J. Pathol., 2010; 221: 3-12
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[27] Gozuacik D., Kimchi A.: Autophagy and cell death. Curr. Topics Dev. Biol., 2007; 78: 217-245
[PubMed]  
[28] Gutierrez M.G., Munafo D.B., Beron W., Colombo M.I.: Rab7 is required for the normal progression of the autophagic pathway in mammalian cells. J. Cell Sci., 2004; 117: 2687-2697
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[29] Hailey D.W., Rambold A.S., Satpute-Krishnan P., Mitra K., Sougrat R., Kim P.K., Lippincott-Schwartz J.: Mitochondria supply membranes for autophagosome biogenesis during starvation. Cell, 2010; 141: 656-667
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[30] Hara T., Takamura A., Kishi C., Iemura S., Natsume T., Guan J.L., Mizushima N.: FIP200, a ULK1 interacting protein, is required for autophagosome formation in mammalian cells. J. Cell Biol., 2008; 181: 497-510
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[31] Hay N., Sonenberg N.: Upstream and downstream of mTOR. Genes Dev., 2004; 18: 1926-1945
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[32] Hayashi-Nishino M., Fujita N., Noda T., Yamaguchi A., Yoshimori T., Yamamoto A.: A subdomain of the endoplasmic reticulum forms a cradle for autophagosome formation. Nat. Cell Biol., 2009; 11: 1433-1437
[PubMed]  
[33] He C., Levine B.: The Beclin 1 interactome. Curr. Opin. Cell Biol., 2010; 22: 140-149
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[34] Hosokawa N., Sasaki T., Iemura S.I., Natsume T., Hara T., Mizushima N.: Atg101, a novel mammalian autophagy protein interacting with Atg13. Autophagy, 2009; 5: 973-979
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[35] Huang X., Bai H.M., Chen L., Li B., Lu Y.C.: Reduced expression of LC3B and Beclin 1 in glioblastoma multiforme indicates a down-regulated autophagy capacity that relates to the progression of astrocytic tumors. J. Clin. Neurosci., 2010; 17: 1515-1519
[PubMed]  
[36] Inbal B., Bialik S., Sabanay I., Shani G., Kimchi A.: DAP kinase and DRP-1 mediate membrane blebbing and the formation of autophagic vesicles during programmed cell death. J. Cell Sci., 2002; 157: 455-468
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[37] Itakura E., Kishi C., Inoue K., Mizushima N.: Beclin 1 forms two distinct phosphatidylinositol 3-kinase complexes with mammalian Atg14 and UVRAG. Mol. Biol. Cell, 2008; 19: 5360-5372
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[38] Jin S.: Autophagy, mitochondrial quality control and oncogenesis. Autophagy, 2006; 2: 80-84
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[39] Jung C.H., Ro S.H., Chao J., Otto N.M., Kim D.H.: mTOR regulation of autophagy. FEBS Lett., 2010; 584: 1287-1295
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[40] Kabeya Y., Mizushima N., Yamamoto A., Oshitani-Okamoto S., Ohsumi Y., Yoshimori T.: LC3, GABARAP and GATE16 localize to autophagosomal membrane depending on form-II formation. J. Cell Sci., 2004; 117: 2805-2812
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[41] Kamitsuji Y., Kuroda J., Kimura S., Toyokuni S., Watanabe K., Ashihara E., Tanaka H., Yui Y., Watanabe M., Matsubara H., Mizushima Y., Hiraumi Y., Kawata E., Yoshikawa T., Maekawa T., Nakahata T., Adachi S.: The Bcr-Abl kinase inhibitor INNO-406 induces autophagy and different modes of cell death execution in Bcr-Abl-positive leukemias. Cell Death Differ., 2008; 15: 1712-1722
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[42] Kanzawa T., Kondo Y., Ito H., Kondo S., Germano I.: Induction of autophagic cell death in malignant glioma cells by arsenic trioxide. Cancer Res., 2003; 63: 2103-2108
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[43] Kanzawa T., Zhang L., Xiao L., Germano I.M., Kondo Y., Kondo S.: Arsenic trioxide induces autophagic cell death in malignant glioma cells by upregulation of mitochondrial cell death protein BNIP3. Oncogene, 2005; 24: 980-991
[PubMed]  
[44] Karantza-Wadsworth V., Patel S., Kravchuk O., Chen G., Mathew R., Jin S., White E: Autophagy mitigates metabolic stress and genome damage in mammary tumorigenesis. Genes Dev., 2007; 21: 1621-1635
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[45] Kaushik S., Bandyopadhyay U., Sridhar S., Kiffin R., Martinez-Vicente M., Kon M., Orenstein S.J., Wong E., Cuervo A.M.: Chaperon-mediated autophagy at a glance. J. Cell Sci., 2011; 124: 495-499
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[46] Kim R.: Recent advances in understanding the cell death pathways activated by anticancer therapy. Cancer, 2005; 103: 1551-1560
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[47] Kim R.H., Coates J.M., Bowles T.L., McNerney G.P., Sutcliffe J., Jung J.U., Gandour-Edwards R., Chuang F.Y., Bold R.J., Kung H.J.: Arginine deiminase as a novel therapy for prostate cancer induces autophagy and caspase-independent apoptosis. Cancer Res., 2009; 69: 700-708
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[48] Kirisako T., Ichimura Y., Okada H., Kabeya Y., Mizushima N., Yoshimori T., Ohsumi M., Takao T., Noda T., Ohsumi Y.: The reversible modification regulates the membrane-binding state of Apg8/Aut7 essential for autophagy and the cytoplasm to vacuole targeting pathway. J. Cell Biol., 2000; 151: 263-276
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[49] Klionsky D.J.: The molecular machinery of autophagy: unanswered questions. J. Cell Sci., 2005; 118: 7-18
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[50] Klionsky D.J., Abeliovich H., Agostinis P., Agrawal D.K., Aliev G., Askew D.S., Baba M., Baehrecke E.H., Bahr B.A., Ballabio A., Bamber B.A., Bassham D.C., Bergamini E., Bi X., Biard-Piechaczyk M., Blum J.S., Bredesen D.E., Brodsky J.L., Brumell J.H., Brunk U.T., Bursch W., Camougrand N., Cebollero E., Cecconi F., Chen Y., Chin L.S., Choi A., Chu C.T., Chung J., Clarke P.G., Clark R.S., Clarke S.G., Clavé C., Cleveland J.L., Codogno P., Colombo M.I., Coto-Montes A., Crehh J.M., Cuervo A.M., Debnath J., Demaechi P., Dennis P.B., Dennis P.A., Deretic V., Devenish R.J., Di Sano F., Dice J.F., Difiglia M., Dinesh-Kumar S., Distelhorst C.W., Djavaheri-Mergny M., Dorsey F.C., Dröge W., Dron M., Dunn W.A. Jr., Duszenko M., Eissa N.T., Elazar Z., Esclatine A., Eskelinen E.L., Fésüs L., Finley K.D., Fuentes J.M., Fueyo J., Fujisaki K., Galliot B., Gao F.B., Gewirtz D.A., Gibson S.B., Gohla A., Goldberg A.L., Gonzalez R., González-Estévez C., Gorski S., Gottlieb R.A., Häussinger D., He Y.W., Heidenreich K., Hill J.A., Hoyer-Hansen M., Hu M., Huang W.P., Iwasaki A. Jäättelä M., Jackson W.T., Jiang X., Jin S., Johansen T., Jung J.U., Kadowaki M., Kang C., Kelekar A., Kessel D.H., Kiel J.A., Kim H.P., Kimchi A., Kinsella T.J., Kiselyov K., Kitamoto K., Knecht E., Komatsu M., Kominami E., Kondo S., Kovács A.L., Kroemer G., Kuan C.Y., Kumar R., Kundu M., Landry J., Laporte M., Le W., Lei H.Y., Lenardo M.J., Levine B., Lieberman A., Lim K.L., Lin F.C., Liou W., Liu L.F., Lopez-Berestein G., López-Otín C., Lu B., Macleod K.F., Malorni W., Martinet W., Matsuoka K., Mautner J., Meijer A.J., Melédez A., Michels P., Miotto G., Mistiaen W.P., Mizushima N., Mograbi B., Monastyrska I., Moore M.N., Moreira P.I., Moriyasu Y., Motyl T., Münz C., Murphy L.O., Naqvi N.I., Neufeld T.P., Nishino I., Nixon R.A., Noda T., Nürnberg B., Ogawa M., Oleinick N.L., Olsen L.J., Ozpolat B., Paglin S., Palmer G.E., Papssideri I., Parkes M., Perlmutter D.H., Perry G., Piacentini M., Pinkas-Kramski R., Prescott M., Proikas-Cezanne T., Raben N., Rami A., Reggiori F., Rohrer B., Rubinsztein D.C., Ryan K.M., Sadoshima J., Sakagami H., Sakai Y., Sandri M., Sasakawa C., Sass M., Schneider C., Seglen P.O., Seleverstov O., Settleman J., Shacka J.J., Shapiro I.M., Sibirny A., Silva-Zacarin E.C. Simon H.U., Simone C., Simonsen A., Smith M.A., Spanel-Borowski K., Srinivas V., Steeves M., Stenmark H., Stromhaug P.E., Subauste C.S., Sugimoto S., Sulzer D., Suzuki T., Swanson M.S., Tabas I., Takeshita F., Tallbot N.J., Tallóczy Z., Tanaka K., Tanida I., Taylor G.S., Taylor J.P., Terman A., Tettamanti G., Thompson C.B., Thumm M., Tolkovsky A.M., Tooze S.A., Truant R., Tumanovska L.V., Uchiyama Y., Ueno T., Uzcátegui N.L., van der Klei I., Vaquero E.. Vellai T., Vogel M.W., Wang H.G., Webster P., Wiley J.W., Xi Z., Xiao G., Yahalom J., Yang J.M., Yap G., Yin X.M., Yoshimori T., Yu L., Yue Z., Yuzaki M., Zabirnyk O., Zheng X., Zhu X., Deter R.L.: Guidelines for the use and interpretation of assays for monitoring autophagy in higher eukaryotes. Autophagy, 2008; 4: 151-175
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[51] Kochl R., Hu X.W., Chan E.Y., Tooze S.A.: Microtubules facilitate autophagosome formation and fusion of autophagosomes with endosomes. Traffic, 2006; 7: 129-145
[PubMed]  
[52] Kondo Y., Kanzawa T., Sawaya R., Kondo S.: The role of autophagy in cancer development and response to therapy. Nat. Rev. Cancer, 2005; 5: 726-734
[PubMed]  
[53] Kroemer G., Levine B.: Autophagic cell death: the story of a misnomer. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2008; 9: 1004-1010
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[54] Kulbacka J., Saczko J., Chwiłkowska A.: Rak jelita grubego - charakterystyka i oporność na leczenie. Onkol. Prakt. Klin., 2008; 4: 135-140
[Full Text PDF]  
[55] Lamparska-Przybysz M., Motyl T.: Autofagia - narzędzie przeżycia czy śmierci komórki nowotworowej? Post. Biol. Komórki, 2005; 32: 13-22
[Abstract]  
[56] Lee J.S., Li Q., Lee J.Y., Lee S.H., Jeong J.H., Lee H.R., Chang H., Zhou F.C., Gao S.J., Liang C., Jung J.U.: FLIP-mediated autophagy regulation in cell death control. Nat. Cell Biol., 2009; 11: 1355-1362
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[57] Levine B., Kroemer G.: Autophagy in the pathogenesis of disease. Cell, 2008; 132: 27-42
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[58] Levine B., Sinha S., Kroemer G.: Bcl-2 family members. Dual role of apoptosis and autophagy. Autophagy, 2008; 4: 600-606
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[59] Li J., Hou N., Faried A., Tsutsumi S., Kuwano H.: Inhibition of autophagy augments 5-fluorouracil chemotherapy in human colon cancer in vitro and in vivo model. Eur. J. Cancer, 2010; 46: 1900-1909
[PubMed]  
[60] Liang C., Feng P., Ku B., Dotan I., Canaani D., Oh B.H., Jung J.U.: Autophagy and tumor suppressor activity of a novel Beclin 1-binding protein UVRAG. Nat. Cell Biol., 2006; 8: 688-699
[PubMed]  
[61] Liang C., Jung J.U.: Autophagy genes as tumor suppressors. Curr. Opin. Cell Biol., 2010; 22: 226-233
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[62] Liu X.W., Su Y., Zhu H., Cao J., Ding W.J., Zhao Y.C., He Q.J., Yang B.: HIF-1α-dependent autophagy protects HeLa cells from fenretinide (4-HPR)-induced apoptosis in hypoxia. Pharmacol. Res., 2010; 62: 416-425
[PubMed]  
[63] Lomonaco S.L., Finniss S., Xiang C., Decarvalho A., Umansky F., Kalkanis S.N., Mikkelsen T., Brodie C.: The induction of autophagy by γ-radiation contributes to the radioresistance of glioma stem cells. Int. J. Cancer, 2009; 125: 717-722
[PubMed]  
[64] Maiuri M.C., Zalckvar E., Kimchi A., Kroemer G.: Self-eating and self-killing: crosstalk between autophagy and apoptosis. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2007; 8: 741-752
[PubMed]  
[65] Mariňo G. i López-Otin C.: Autophagy: molecular mechanism, physiological functions and relevance in human pathology. Cell Mol. Life Sci., 2004; 61: 1439-1454
[PubMed]  
[66] Matsunaga K., Saitoh T., Tabata K., Omori H., Satoh T., Kurotori N., Maejima I., Shirahama-Noda K., Ichimura T., Isobe T., Akira S., Noda T., Yoshimori T.: Two Beclin 1-binding proteins, Atg14L and Rubicon, reciprocally regulate autophagy at different stages. Nat. Cell Biol., 2009; 11: 385-396
[PubMed]  
[67] Maycotte P., Thorburm A.: Autophagy and cancer therapy. Cancer Biol. Ther., 2011; 11: 127-137
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[68] Mehrpour M., Esclatine A., Beau I., Codogno P.: Overview of macroautophagy regulation in mammalian cells. Cell Res., 2010; 20: 748-762
[PubMed]  
[69] Mercer C.A., Kaliappan A., Dennis P.B.: A novel, human Atg13 binding protein, Atg101, interacts with ULK1 and is essential for macroautophagy. Autophagy, 2009; 5: 649-662
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[70] Mijaljica D., Prescott M., Devenish R.J.: Microautophagy in mammalian cells: revisiting a 40-year-old conundrum. Autophagy, 2011; 7: 673-682
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[71] Mizushima N.: The role of the Atg1/ULK1 complex in autophagy regulation. Curr. Opin. Cell Biol., 2010; 22: 132-139
[PubMed]  
[72] Mizushima N., Levine B., Cuervo A., Klionsky D.J.: Autophagy fights disease through cellular self-digestion. Nature, 2008; 451: 1069-1075
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[73] Mochizuki T., Asai A., Saito N., Tanaka S., Katagiri H., Asano T., Nakane M., Tamura A., Kuchino Y., Kitanaka C., Kirino T.: Akt protein kinase inhibitors non-apoptotic programmed cell death induced by ceramide. J. Biol. Chem., 2001: 277: 2790-2797
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[74] Morselli E., Galluzzi L., Kepp O., Vicencio J.M., Criollo A., Maiuri M.C., Kroemer G.: Anti- and pro-tumor functions of autophagy. Bioch. Biophys. Acta, 2009; 1793: 1524-1532
[PubMed]  
[75] Nakatogawa H., Suzuki K., Kamada Y., Ohsumi Y.: Dynamics and diversity in autophagy mechanism: lessons from yeast. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2009; 10: 458-467
[PubMed]  
[76] Nishida Y., Arakawa S., Fujitani K., Yamaguchi H., Mizuta T., Kanaseki T., Komatsu M., Otsu K., Tsujimoto Y., Shimizu S.: Discovery of Atg5/Atg7-independent alternative macroautophagy. Nature, 2009; 461: 654-658
[PubMed]  
[77] Pattingre S., Espert L., Biard-Piechaczyk M., Codogno P.: Regulation of macroautophagy by mTOR and Beclin 1 complex. Biochimie, 2008; 90: 313-323
[PubMed]  
[78] Pattingre S., Levine B.: Bcl-2 inhibition of autophagy: A new route to cancer? Cancer Res., 2006; 66: 2885-2888
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[79] Pattingre S., Tassa A., Qu X., Garuti R., Liang X.H., Mizushima N., Packer M., Schneider M.D., Levine B.: Bcl-2 antiapoptotic proteins inhibit Beclin 1 dependent autophagy. Cell, 2005; 122: 927-939
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[80] Ravikumar B., Moreau K., Jahreiss L., Puri C., Rubinsztein D.C.: Plasma membrane contributes to the formation of pre-autophagosomal structures. Nat. Cell Biol., 2010; 12: 747-757
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[81] Ryan K.M.: p53 and autophagy in cancer: guardian of the genome meets guardian of the proteome. Eur. J. Cancer, 2011; 47: 44-50
[PubMed]  
[82] Samaddar J.S., Gaddy V.T., Duplantier J., Thandavan S.P., Shah M., Smith M.J., Barett J.T., Scoenlein P.V.: A role for macroautophagy in protection against 4-hydroxytamoxifen-induced cell death and the development of antiestrogen resistance. Mol. Cancer Ther., 2008; 7: 2977-2987
[PubMed]  
[83] Shanmugam M., McBrayer S.K., Qian J., Raikoff K., Avram M.J., Singhal S., Gandhi V., Schumacker P.T., Krett N.L., Rosen S.T.: Targeting glucose consumption and autophagy in myeloma with the novel nucleoside analogue 8-aminoadenosine. J. Biol. Chem., 2009; 284: 26816-26830
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[84] Shingu T., Fujiwara K., Bogler O., Akiyama Y., Moritake K., Shinojima N., Tamada Y., Yokoyama T., Kondo S.: Stage-specific effect of inhibition of autophagy on chemotherapy-induced cytotoxicity. Autophagy, 2009; 5: 537-539
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[85] Shingu T., Fujiwara K., Bogler O., Akiyama Y., Moritake K., Shinojima N., Tamada Y., Yokoyama T., Kondo S.: Inhibition of autophagy at a late stage enhances imatinib-induced cytotoxicity in human malignant glioma cells. Int. J. Cancer, 2009; 124: 1060-1071
[PubMed]  
[86] Shinojima N., Yokoyama T., Kondo Y., Kondo S.: Roles of the Akt/mTOR/p70S6K and ERK1/2 signaling pathways in curcumin-induced autophagy. Autophagy, 2007; 3: 635-637
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[87] Sun Q., Fan W., Chen K., Ding X., Chen S., Zhong Q.: Identification of Barkor as a mammalian autophagy-specific factor for Beclin1 and class III phosphatidyl-inositol 3-kinase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2008; 105: 19211-19216
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[88] Tanaka Y., Guhde G., Suter A., Eskelinen E.L., Hartmann D., Lüllmann-Rauch R., Janssen P.M.L., Blanz J., von Figura K., Saftig P.: Accumulation of autophagic vacuoles and cardiomyopathy in LAMP-2-deficient mice. Nature, 2000; 406: 902-906
[PubMed]  
[89] Tanida I.: Autophagy basics. Microbiol. Immunol., 2011; 55: 1-11
[PubMed]  
[90] Tanida I., Minematsu-Ikeguchi N., Ueno T., Kominami E.: Lysosomal turnover, but not a cellular level of endogenous LC3 is a marker for autophagy. Autophagy, 2005; 1: 84-91
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[91] Tasdemir E., Maiuri M.C., Galluzzi L., Vitale I., Djavaheri-Mergny M., D'Amelio M., Criollo A., Morselli E., Zhu C., Harper F., Nannmark U., Samara C., Pinton P., Vicencio J.M., Carnuccio R., Moll U.M., Madeo F., Paterlini-Brechot P., Rizzuto R., Szabadkai G., Pierron G., Blomgren K., Tavernarakis N., Codogno P., Cecconi F., Kroemer G.: Regulation of autophagy by cytoplasmic p53. Nat. Cell Biol., 2008; 10: 676-687
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[92] Tasdemir E., Maiuri M.C., Orhon I., Kepp O., Morselli E., Criollo A., Kroemer G.: p53 represses autophagy in a cell cycle-dependent fashion. Cell Cycle, 2008; 7: 3006-3011
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[93] Turcotte S., Giaccia A.J.: Targeting cancer cells through autophagy for anticancer therapy. Curr. Opin. Cell Biol., 2010; 22: 246-251
[PubMed]  
[94] Vazquez-Martin A., Oliveras-Ferraros C., Menendez J.A.: Autophagy facilitates the development of breast cancer resistance to the anti-HER2 monoclonal antibody trastuzumab. PloS One, 2009; 4: e6251
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[95] Wang C., Wang Y., McNutt M.A., Zhu W.G.: Autophagy process is associated with anti-neoplastic function. Acta Biochim. Biophys. Sin., 2011; 43: 425-432
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[96] Wei Y., Sinha S., Levine B.: Dual role of JNK1-mediated phospohorylation of Bcl-2 in autophagy and apoptosis regultion. Autophagy, 2008; 4: 949-951
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[97] Wirawan E., Vande Walle L., Kersse K., Cornelis S., Claerhout S., Vanoverberghe I., Roelandt R., De Rycke R., Verspurten J., Declercq W., Agostinis P., Vanden Berghe T., Lippens S., Vandenabeele P.: Caspase-mediated cleavage of Beclin-1 inactivates Beclin-1-induced autophagy and enhances apoptosis by promoting the release of proapoptotic factors from mitochondria. Cell Death Dis., 2010; 1: e18.
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[98] Wong C.H., Iskandar K.B., Yadav S.K., Hirpara J.L., Loh T., Pervaiz S.: Simultaneous induction of non-canonical autophagy and apoptosis in cancer cells by ROS-dependent ERK and JNK activation. PLoS One, 2010; 5: e9996
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[99] Yang Y.P., Liang Z.Q., Gu Z.L., Qin Z.H.: Molecular mechanism and regulation of autophagy. Acta Pharmacol. Sin., 2005; 26: 1421-1434
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[100] Yang Z., Klionsky D.J.: Mammalian autophagy: core molecular machinery and signaling regulation. Curr. Opin. Cell Biol., 2010; 22: 124-131
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[101] Yip K.W., Reed J.C.: Bcl-2 family proteins and cancer. Oncogene, 2008; 27: 6398-6406
[PubMed]  
[102] Yousefi S., Perozzo R., Schmid I., Ziemiecki A., Schaffner T., Scapozza L., Brunner T., Simon H.U.: Calpain-mediated cleavage of Atg5 switches autophagy to apoptosis. Nat. Cell Biol., 2006; 8: 1124-1132
[PubMed]  
[103] Zalckvar E., Berissi H., Mizrachy L., Idelchuk Y., Koren I., Eisenstein M., Sabanay H., Pinkas-Kramarski R., Kimchi A.: DAP-kinase mediated phosphorylation on the BH3 domain of Beclin 1 promotes dissociation of beclin 1 from Bcl-XL and induction of autophagy. EMBO, 2009; 10: 285-292
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[104] Zhong Y., Wang Q.J., Li X., Yan Y., Backer J.M., Chait B.T., Heintz N., Yue Z.: Distinct regulation of autophagic activity by Atg 14L and Rubicon associated with Beclin 1-phosphatidylinositol-3-kinase complex. Nat. Cell Biol., 2009; 11: 468-476
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[105] Zhou F., Yang Y., Xing D.: Bcl-2 and Bcl-XL play important roles in the crosstalk between autophagy and apoptosis. FEBS J., 2011; 278: 403-413
[PubMed]  
Autorka deklaruje brak potencjalnych konfliktów interesów.