Postepy Hig Med Dosw. (online), 2012; 66: 492-500
Review
Full Text PDF  

Fosfodiesterazy rodziny 3 sprzęgają szlaki sygnałowe zależne od kinaz białkowych i cyklicznego GMP z metabolizmem cyklicznego AMP
Phosphodiesterase 3 mediates cross-talk between the protein kinase- and cGMP- dependent pathways and cyclic AMP metabolism
Edyta Makuch, Janusz Matuszyk
Laboratorium Białek Sygnałowych, Instytut Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN im. L. Hirszfelda we Wrocławiu
Adres do korespondencji
dr hab. Janusz Matuszyk, prof. PAN, Instytut Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN im. L. Hirszfelda, ul. Weigla 12, 53-114 Wrocław; e-mail: matuszyk@iitd.pan.wroc.pl

Źródło finansowania
Praca finansowana z grantu MNiSW numer N N401 063636

Otrzymano:  2012.05.20
Zaakceptowano:  2012.07.01
Opublikowano:  2012.07.20

Streszczenie
PDE3 są fosfodiesterazami dwusubstratowymi, hydrolizującymi cAMP i cGMP. Jednocześnie ich aktywność katalityczna jest hamowana kompetycyjnie przez cGMP. Jest to związane z obec­nością 44-aminokwasowego insertu w domenie katalitycznej, który warunkuje różny mechanizm wprowadzania cyklicznych nukleotydów do miejsca katalitycznego enzymu. Podczas gdy wią­zanie cGMP do miejsca hydrolizy ma charakter bezpośredni, cAMP wprowadzane jest przez in­sert. cGMP związane z enzymem stanowi zawadę steryczną dla cAMP.
Natomiast domena regulatorowa, za pośrednictwem hydrofobowych regionów NHR1 i NHR2, determinuje subkomórkowe umiejscowienie PDE3, a przez to udział w ściśle określonych kaska­dach sygnałowych. Właściwości PDE3 warunkują szczególną rolę w łączeniu metabolizmu cy­klicznego AMP z innymi kaskadami sygnałowymi. Opisano dwa odmienne mechanizmy dzia­łania PDE3 w szlakach sygnałowych komórki. W wielu kaskadach sygnałowych niezbędne jest utworzenie makromolekularnego kompleksu PDE3 z białkami sygnałowymi, w którym docho­dzi do aktywacji PDE3 przez fosforylację. W szlakach indukowanych niektórymi hormonami lub czynnikami wzrostu PDE3 łączy metabolizm cAMP z kaskadami sygnałowymi zależnymi od ki­naz białkowych. Z kolei w przypadku stymulacji peptydami natriuretycznymi PDE3 reguluje stę­żenie cAMP w odpowiedzi na zmieniające się stężenie cGMP.
Słowa kluczowe: fosfodiesteraza • PDE • fosfodiesterazy rodziny 3 • PDE3 • PDE3A • PDE3B • budowa i regulacja aktywności PDE3 • szlaki sygnałowe zależne od kinaz białkowych • sprzęganie szlaków sygnałowych cAMP i cGMP • szlaki sygnałowe peptydów natriuretycznych


Summary
PDE3 is a dual-substrate phosphodiesterase responsible for hydrolyzing both cAMP and cGMP whilst being simultaneously inhibited by cGMP. This feature is related to presence of the 44 ami­no acid insert in the catalytic domain, which determines the mechanism of introduction of the cyclic nucleotide into the catalytic pocket of the enzyme. Once bound in the catalytic site cGMP results in steric hindrance for cAMP to enter the site. The regulatory domain of PDE3 consists of two hydrophobic regions: NHR1 and NHR2. Their presence defines the enzyme's intracel­lular localization, thus determining its participation in particular signaling cascades. Due to the properties of PDE3 this enzyme has exceptional importance for the cross-talk between cAMP­-dependent signaling and other cascades. There are two different mechanisms of action of PDE3 enzymes in cell signaling pathways. In many signaling cascades assembly of a signalosome is ne­cessary for phosphorylation and activation of the PDE3 proteins. In response to certain hormo­nes and growth factors, PDE3 merges the metabolism of cAMP with protein kinase-dependent signaling pathways. PDE3 also controls the level of cAMP with regard to the alternating concen­tration of cGMP. This effect occurs in signaling cascades activated by natriuretic peptide.
Key words: phosphodiesterase • PDE • phosphodiesterase 3 family • PDE3 • PDE3A • PDE3B • structure and regulation of the activity of PDE3 • protein kinase-dependent pathways • cAMP and cGMP signaling cross-talk • natriuretic peptide signaling




Wykaz skrótów:
cAMP - cykliczny 3',5'-adenozynomonofosforan; cGMP - cykliczny 3',5'-guanozynomonofosforan; CREB - czynnik transkrypcyjny wiążący element odpowiedzi na cAMP; EGF - naskórkowy czynnik wzrostu; EPAC - wymieniacze cGMP zależne od cAMP; ERK1/2 - kinazy białkowe aktywowane przez sygnały zewnątrzkomórkowe; ICER - wczesny represor indukowany cAMP; KM - stała Michaelisa- Mentena; NGF - nerwowy czynnik wzrostu; NHR1, NHR2 - regiony hydrofobowe znajdujące się w domenie regulatorowej PDE3; NPR-A, NPR-B - receptory peptydów natriuretycznych sprzężone z cyklazą guanylanową; PC12 - linia komórkowa wyprowadzona z guza chromochłonnego rdzenia nadnerczy szczura; PDE - fosfodiesterazy; PDE3 - fosfodiesterazy rodziny 3; PI3K - kinaza-3- fosfatydyloinozytolu; PKA - kinaza białkowa A; PKB - kinaza białkowa B; PKC - kinaza białkowa C; PKG - kinaza białkowa G; Raf-1 - kinazy serynowo-treoninowe rodziny Raf; Vmax - maksymalna szybkość reakcji.
Wstęp
Cykliczny 3',5'-adenozynomonofosforan (cAMP) oraz cy­kliczny 3',5'-guanozynomonofosforan (cGMP) pełnią ważne funkcje w procesach biologicznych. Jako tzw. drugorzędowe przekaźniki uczestniczą w transdukcji sygnału wewnątrz ko­mórki. Za regulację ich poziomu odpowiedzialne są fosfodie­sterazy cyklicznych nukleotydów (PDE), które katalizują re­akcję hydrolizy wiązania 3'-fosfodiestrowego w cyklicznych nukleotydach, w wyniku czego powstaje nukleozydo-5'-fosfo­ran [31]. Enzymy te są szeroko rozpowszechnione w różnych tkankach ssaczych. Wiąże się to z ich funkcją, gdyż przez modulację wewnątrzkomórkowych stężeń cAMP i cGMP wpływają na regulację różnych kaskad sygnałowych [59].
Niezwykle znaczącymi, ze względu na dwusubstratowość oraz mechanizm regulacji aktywności katalitycznej, są fos­fodiesterazy cAMP i cGMP regulowane przez cGMP, które pełnią główną rolę w sprzęganiu (cross-talk) szlaków sygna­łowych cyklicznych nukleotydów. Do tej grupy należą m.in. PDE3, które są kompetycyjnie hamowane przez cGMP, co skutkuje zahamowaniem hydrolizy cAMP. Cechę tę oraz inne własności PDE3, związane z uczestnictwem w ściśle określonych kaskadach sygnałowych, warunkuje swoista budowa domen białkowych. W przeciwieństwie do fosfo­diesteraz rodziny 2, również należących do tej grupy, PDE3 w większości przypadków funkcjonują jako fosfodiestera­zy, które po aktywacji przez swoistą kinazę białkową są od­powiedzialne za hydrolizę cAMP bez udziału cGMP. Tak dzieje się na przykład w odpowiedzi na niektóre hormo­ny. Zdecydowanie rzadziej obserwuje się funkcjonowanie PDE3 jako łącznika między szlakami cyklicznych nukle­otydów, jak to się zdarza w kaskadach sygnałowych akty­wowanych przez peptydy natriuretyczne. Stąd PDE3 może pełnić dwie odmienne funkcje w komórce, takie jak sprzę­ganie szlaków sygnałowych cyklicznych nukleotydów, bądź łączenie kaskad sygnałowych kinaz białkowych z metabo­lizmem cAMP. Warunkuje to uczestnictwo PDE3 w trans­dukcji sygnału w różnorodnych procesach komórkowych.
Warianty PDE3 i stopień podobieństwa izoform między gatunkami
Fosfodiesterazy rodziny 3 pierwotnie nazywane były fos­fodiesterazami hamowanymi przez cGMP. Po raz pierwszy wyizolowane zostały z ludzkich płytek krwi [18]. Badania wykazały, iż są to fosfodiesterazy dwusubstratowe o dużym powinowactwie względem obu cyklicznych nukleotydów. Zidentyfikowano dwa geny kodujące fosfodiesterazy rodziny 3: PDE3A i PDB3B [56]. Z transkryptu genu ludzkiej PDE3A, w wyniku alternatywnego składania mRNA powstają dwa mRNA i trzy izoformy białkowe, PDE3A1/2/3. PDE3A1 po­wstaje z pełnej długości mRNA, stąd jest najdłuższą z izo­form. PDE3A2 powstaje dzięki obecności w sekwencji kodu­jącej alternatywnego miejsca startu transkrypcji. Natomiast izoforma PDE3A3 powstaje z mRNA PDE3A2 przez roz­poczęcie translacji poniżej pierwszego kodonu startu AUG (ryc. 1) [56]. W sekwencji genu PDE3B nie znaleziono al­ternatywnych miejsc startu transkrypcji ani translacji, stąd uważa się, że różnice w długości sekwencji aminokwasowej białka PDE3B są raczej wynikiem częściowej proteolizy za­chodzącej podczas izolacji tej izoformy (ryc. 1). Dlatego też przyjęto, iż gen PDE3B koduje tylko jedną izoformę białkową.
Ryc. 1. Struktura genów kodujących ludzką PDE3 oraz budowa izoform białkowych z zaznaczeniem wariantów wynikających z alternatywnego składania mRNA (na podstawie [38,39], zmodyfikowano)

Najnowsze badania donoszą o istnieniu polimorfizmów w obrębie genów kodujących obie izoformy PDE3. Polimorfizm PDE3B wynika z pojedynczej lub podwój­nej substytucji w eksonie 4 lub w obrębie intronów 5 i 12 [37,51]. Natomiast w przypadku genu PDE3A obserwuje się insercję zasady w pozycji -1200 w promotorze genu PDE3A, co prawdopodobnie tłumaczy lekooporność niektórych pa­cjentów wobec leków zawierających inhibitory PDE3 [4].
Sekwencje nukleotydowe i aminokwasowe tych samych izo­form PDE3 u różnych gatunków ssaków charakteryzują się wysokim stopniem podobieństwa. Dla szczura, myszy i czło­wieka obserwuje się zgodność powyżej 80% (tabela 1, war­tości zaznaczone na zielono), przy czym sekwencje szczurze i mysie wykazują podobieństwo na poziomie prawie 95%, co tłumaczyć można pokrewieństwem filogenetycznym tych ga­tunków (tabela 1, wartości zaznaczone na żółto). Nie obser­wuje się natomiast tej zależności między izoformami PDE3A i PDE3B w obrębie jednego gatunku. Stopień podobieństwa sekwencji wynosi prawie 60% (tabela 1). Mimo tych różnic, dane doświadczalne wykazują, że PDE3A i PDE3B cechują się bardzo podobnymi właściwościami kinetycznymi, choć na podstawie wartości Vmax uznaje się, że PDE3A wolniej hydrolizuje cGMP niż PDE3B (tabela 2).
Tabela 1. Porównanie sekwencji nukleotydowej i aminokwasowej izoform PDE3 u myszy, szczura i człowieka. Porównanie sekwencji wykonano w programie ClustalW, natomiast stopień podobieństwa obliczono wykorzystując jedną z funkcji programu JalView

Tabela 2. Wartości kinetyczne dla poszczególnych izoform PDE3
* [18]; ** [10].

Wzór ekspresji tkankowej poszczególnych izoform PDE3
Wysoka ekspresja PDE3A charakterystyczna jest dla tka­nek układu krwionośnego, np. płytek krwi oraz miocytów sercowych [29,54]. Obserwuje się prawie 15-krotnie wyż­szy poziom ekspresji tej fosfodiesterazy w sercu w po­równaniu do innych tkanek oraz około 10-krotnie wyż­szy poziom w porównaniu z innymi fosfodiesterazami. Pokazuje to niezwykłą swoistość umiejscowienia w tkan­ce organizmu, a co za tym idzie selektywną funkcję PDE3A. Ponadto obecność tej fosfodiesterazy stwierdzo­no w tkankach trzustki, pęcherza moczowego, żołądka oraz w oocytach [19,29]. Natomiast izoforma PDE3B wystę­puje w płucach, hepatocytach, spermatocytach, limfocy­tach T i makrofagach [29,58]. Wysoką ekspresję PDE3B obserwuje się w ludzkich i szczurzych tkankach tłuszczo­wych oraz w wątrobie [29]. W dużych ilościach transkrypt PDE3B obecny jest także w zarodkowym nabłonku czu­ciowym [48]. W rozwiniętym ośrodkowym układzie ner­wowym względnie wysokim poziomem ekspresji obu ge­nów PDE3 cechuje się móżdżek oraz ciało prążkowane, w innych częściach mózgu ekspresja utrzymuje się na ni­skim poziomie [29,60]. Ta mnogość występowania PDE3 w różnych tkankach możliwa jest dzięki istnieniu licznych izoform, które mimo znacznych różnic w sekwencji mają podobne właściwości.
Unikalna budowa domeny katalitycznej PDE3
Selektywność działania PDE3 jest ściśle związana ze swo­istą budową domeny katalitycznej. Cechą charakterystycz­ną PDE3 jest 44-aminokwasowy insert znajdujący się w tej domenie, niespotykany w fosfodiesterazach należących do innych rodzin. Umiejscowiony jest między helisami 6 i 7, lecz nie przyjmuje żadnej uporządkowanej struktury dru­gorzędowej (ryc. 2) [25]. Podobieństwo sekwencji ami­nokwasowej insertów w PDE3A i PDE3B wynosi tylko 38,6%, mimo to na obu końcach i w środku insertów znaj­dują się silnie konserwowane trójaminokwasowe sekwen­cje. Substytucje aminokwasów w ich obrębie prowadzą do znaczącego obniżenia aktywności PDE3, natomiast usu­nięcie insertu całkowicie znosi aktywność katalityczną, co wskazuje na ważną rolę insertu w aktywacji enzymu [55].
Ryc. 2. Molekularny model ludzkiej PDE3A z zaznaczonym insertem. Analog cAMP, Sp-cAMPS-BDB wskazuje na umiejscowienie kieszeni wiążącej cAMP (na podstawie [25], zmodyfikowano)

Późniejsze badania zespołu Hunga z 2006 r. dowodzą, iż insert odpowiedzialny jest za wiązanie cAMP w domenie katalitycznej PDE3, gdzie odbywa się hydroliza wiązania fosfodiestrowego w cyklicznym nukleotydzie. Przypuszcza się, że oddziaływanie cAMP z resztami aminokwasowy­mi insertu skutkuje przyjęciem przez insert konformacji ułatwiającej wprowadzenie cAMP do miejsca aktywnego w fosfodiesterazie [25]. PDE3 są fosfodiesterazami dwu­substratowymi o wysokim powinowactwie względem obu cyklicznych nukleotydów, jednak mechanizm ułatwiają­cy wprowadzenie cAMP do miejsca aktywnego sprawia, że Vmax dla cAMP jest 4-18 razy wyższe niż dla cGMP (tabela 2). W związku z tym uważa się, iż cGMP jest in­hibitorem kompetycyjnym hydrolizy cAMP [3]. Stałą inhi­bicji (Ki) wyznaczono w warunkach in vitro i wynosi ona 0,06 µM [21], potwierdzono także, że inhibicja ta zacho­dzi w układzie in vivo [35].
W przeciwieństwie do cAMP mechanizm wiązania cGMP do miejsca aktywnego enzymu nie jest wyjaśniony. Nie stwierdzono oddziaływania cGMP z insertem, co w po­łączeniu z wysokim powinowactwem tego nukleotydu do miejsca aktywnego PDE3 [24] i niewielkim tempem jego hydrolizy sugerować może mechanizm inhibicji kompe­tycyjnej, w którym związanie cGMP uniemożliwia wpro­wadzenie do miejsca katalitycznego cAMP związanego z insertem. Opisany mechanizm inhibicji kompetycyjnej wskazuje na ważną funkcję PDE3 w sprzęganiu szlaków sygnałowych cyklicznych nukleotydów.
Regulacja aktywności fosfodiesteraz rodziny 3
Domena regulatorowa determinuje umiejscowienie PDE3 w komórce
Domena regulatorowa znajdująca sie na N-końcu PDE3 zapewnia, podobnie jak i domena katalityczna, swoiste własności PDE3 m.in. determinując wewnątrzkomórko­we umiejscowienie białka, za co odpowiedzialne są dwa regiony hydrofobowe. Większy region, NHR1, znajdują­cy się bliżej końca N białka tworzy sześć hydrofobowych helis pozwalających na zakotwiczenie PDE3 w błonach. Natomiast mniejszy region, NHR2, odpowiedzialny jest za kierowanie enzymu w odpowiednią lokalizację komórkową [52] oraz uczestniczy w oddziaływaniach z białkami błono­wymi [56]. Badania wykazują, że usunięcie regionu NHR1 skutkuje pojawieniem się PDE3 we frakcji cytosolowej, na­tomiast brak obu hydrofobowych regionów powoduje cał­kowitą rozpuszczalność izoform [27]. Izoformy PDE3, ze względu na alternatywne składanie mRNA, charakteryzują się różnymi długościami domeny N-końcowej (ryc. 1), co warunkuje zróżnicowaną lokalizację subkomórkową [56]. Izoformy PDE3A1 i PDE3B, mające oba regiony NHR, występują w komórce głównie w postaci nierozpuszczal­nej. Związane są nie tylko z błoną komórkową, ale również z siateczką śródplazmatyczną [52], aparatem Golgiego, en­dosomami [16] oraz z błoną jądrową [32]. Natomiast dwie pozostałe izoformy PDE3A spotyka się zarówno w po­staci związanej z błonami, jak i w postaci rozpuszczalnej w cytosolu, co związane jest z częściowym lub całkowitym brakiem regionów NHR1 i NHR2 [56]. Domena regulato­rowa determinując subkomórkowe umiejscowienie PDE3 zawęża jej funkcjonowanie do konkretnego przedziału ko­mórkowego. Warunkuje to działalność PDE3 na skalę lo­kalną, w ściśle określonym miejscu w komórce, a przez to uczestnictwo w konkretnych kaskadach sygnałowych. Na przykład zarówno PDE3B, jak i receptor insuliny związa­ne są z błoną komórkową w obrębie kaweoli, niewielkich wklęśnięć błony komórkowej, nie dziwi więc uczestnictwo PDE3B w szlakach sygnałowych insuliny [40].
Fosforylacje PDE3 w domenach regulatorowych wzmagają aktywność katalityczną enzymu
PDE3 mimo unikalnego mechanizmu wprowadzania cAMP do miejsca katalitycznego wykazują małą aktywność kata­lityczną w porównaniu z fosfodiesterazami m.in. rodziny 1 i 2. Stąd też aktywność PDE3 wzmagana jest w wyni­ku modyfikacji białka przez swoiste kinazy. Jednocześnie taki mechanizm aktywacji determinuje udział PDE3 w ka­skadach sygnałowych, gdzie niezbędne jest połączenie sy­gnału przekazywanego przez kinazy białkowe z metabo­lizmem cAMP. Aktywacja PDE3 przez swoiste kinazy białkowe wiąże się z fosforylacją określonych reszt sery­ny znajdujących się w domenie regulatorowej PDE3 mię­dzy domenami hydrofobowymi [41]. In vivo PDE3 fosfo­rylowana jest głównie w odpowiedzi na insulinę, glukagon, trombinę oraz hormony wzrostu [16,42], jednak nie każ­da fosforylacja w odpowiedzi na te czynniki prowadzi do aktywacji fosfodiesterazy [30]. W zależności od izoformy PDE3 i gatunku organizmu, z którego pochodzi, fosfory­lacji ulegają różne reszty seryny [28,47]. Ponadto, zależ­nie od pozycji reszty seryny, reakcję fosforylacji katalizu­je kinaza białkowa A (PKA), kinaza białkowa B (PKB) [19,42] lub kinaza białkowa C (PKC) [26]. Niedawne do­niesienie opublikowane przez zespół Rybalkina sugeruje także zaangażowanie kinazy białkowej G (PKG) w fosfo­rylację PDE3A [50].
Aktywacja PDE3 w wyniku fosforylacji, ze względu na działalność fosfataz, przynosi jedynie krótkotrwały efekt. Może on zostać przedłużony przez wiązanie się białka 14-3-3 do niektórych fosforylowanych reszt seryny. Pełni ono funkcję ochronną, zapobiegając szybkiej defosforylacji PDE3, przez co przedłuża aktywność enzymu. Związanie białka 14-3-3 do obu izoform PDE3 zależne jest, podob­nie jak i sama fosforylacja PDE3, od wielu czynników, m.in. fosforylowania odpowiedniej reszty seryny, typu ki­nazy katalizującej reakcję fosforylacji oraz czynnika ze­wnętrznego wywołującego fosforylację PDE3 [26,42,45]. Na przykład w odpowiedzi na trombinę i prostaglandynę E1 dochodzi do fosforylacji tych samych reszt serynowych, jednakże tylko w odpowiedzi na trombinę obserwuje się wiązania białka 14-3-3 do PDE3A [26].
Transdukcja sygnału zależy od utworzenia makromolekularnego kompleksu PDE3 z białkami sygnałowymi
Fosforylacja określonych reszt serynowych znajdujących się w domenie regulatorowej PDE3 wpływa nie tylko na aktywację enzymu, ale także sprzyja tworzeniu oddziały­wań z innymi białkami. Obserwuje się asocjację fosfory­lowanej PDE3 z aktywowanymi receptorami insuliny [49] oraz leptyny [14]. Natomiast izoformy PDE3 zakotwiczone w błonie komórkowej, w raftach lipidowych mogą asocjo­wać z kaweoliną 1 [40]. Oddziaływania te spełniają ważną rolę zarówno w aktywacji PDE3, jak i w transdukcji od­powiedniego sygnału, zwłaszcza w przypadku sprzęgania przez PDE3 szlaków sygnałowych z udziałem kinaz biał­kowych i cAMP.
W wielu przypadkach aktywacja swoistej kinazy białko­wej nie jest wystarczająca do aktywacji PDE3, wymagane jest natomiast utworzenie makromolekularnego komplek­su z udziałem PDE3. Na przykład w adipocytach aktywa­cja PDE3B w odpowiedzi na insulinę wymaga utworze­nia makromolekuły, w skład której wchodzą m.in. receptor insuliny oraz PKB. Kinaza białkowa B jest niezbędnym elementem kompleksu, gdyż prawdopodobnie rekrutu­je PDE3B do makromolekuły, a następnie ją fosforylu­je [1]. Podobną zależność obserwuje się w kardiomiocy­tach mysich, gdzie w skład makromolekuły wchodzi m.in. PI3K odpowiedzialna za aktywację kinazy fosforylującej PDE3B oraz za rekrutację PDE3B do kompleksu makro­molekularnego [43].
Podkreślić należy, że makrokompleksy, w skład których wchodzi PDE3, są ważnym elementem wielu kaskad sy­gnałowych. W komórkach śródbłonka kompleks tworzony przez PDE3B, EPAC1 oraz PI3K uczestniczy w szlakach sygnałowych prowadzących do angiogenezy. Udowodniono, że PDE3B zabezpiecza przed niepożądaną aktywacją EPAC1 przez chwilowe fluktuacje w podstawowej puli cAMP. Dzięki temu tylko silny wzrost stężenia cAMP, prze­wyższający wydajność PDE3B, doprowadza do aktywacji EPAC1, co z kolei wpływa na aktywację PI3K i prowadzi do aktywacji dalszej kaskady sygnałowej [57].
Złożone mechanizmy regulacji aktywności PDE3
O ile aktywacja PDE3 jest głównie związana z jej fosfory­lacją w odpowiedzi na różne czynniki zewnątrzkomórkowe, o tyle regulacja aktywności PDE3 jest procesem o wiele bardziej skomplikowanym, w którym istotną rolę odgrywa cGMP jako inhibitor kompetycyjny hydrolizy cAMP, ale także mechanizmy zwane sprzężeniami zwrotnymi. Na przykładzie komórek PC12 zasugerowano, że aktywność PDE3 może być regulowana przez negatywne sprzężenie zwrotne. W komórkach tych PDE3 wchodzi w skład zło­żonej makromolekuły. Wzrost stężenia cAMP wpływa na aktywację PKA (także należącej do kompleksu), która fos­foryluje i aktywuje PDE3, co objawia się wzmożoną hy­drolizą cAMP. Lokalne obniżenie stężenia cAMP powodu­je osłabienie, a w końcu całkowite zatrzymanie aktywacji PKA. W konsekwencji dochodzi do defosforylacji PDE3 i zahamowania aktywności enzymu. Podsumowując, jeśli wysoki poziom cAMP nie jest stale utrzymywany, docho­dzi do szybkiej dezaktywacji PDE3 (ryc. 3a) [17].
Ryc. 3. Regulacja aktywności PDE3 przez sprzężenia zwrotne: (a) negatywne (na podstawie [17], zmodyfikowano) oraz (b) pozytywne (na podstawie [13], zmodyfikowano); szczegółowy opis w tekście

Opisany został również proces nieprawidłowego zmniej­szania aktywności PDE3 oparty na mechanizmie pozy­tywnego sprzężenia zwrotnego. U ludzi z niewydolno­ścią serca obserwuje się obniżoną ekspresję PDE3B oraz zmniejszenie ilości funkcjonalnego białka, a jednocze­śnie podniesienie ekspresji wczesnego represora induko­wanego cAMP (ICER - inducible cAMP early repressor) [12]. Za aktywację genu kodującego ICER odpowiedzial­ny jest czynnik transkrypcyjny CREB, jednocześnie repre­sor ICER powoduje wyciszenie ekspresji genów aktywo­wanych przez CREB. Badania wykazały, że ICER hamuje również ekspresję genu PDE3B prowadząc do wzmożonej aktywacji szlaku cAMP/PKA, który bezpośrednio (PKA stabilizuje strukturę białka ICER) lub pośrednio przez fos­forylację i aktywację CREB wpływa na zwiększenie eks­presji ICER (ryc. 3b). W ten sposób następuje zapętlenie, niski poziom PDE3B wpływa na podwyższenie ekspresji ICER, który z kolei hamuje ekspresję PDE3B [13]. W re­zultacie długotrwały, wysoki poziom represora ICER po­woduje wyciszenie ekspresji genów antyapoptotycznych i prowadzi do apoptozy kardiomiocytów.
Rola fosfodiesteraz typu 3 w transdukcji sygnału wewnątrz komórki
Rola PDE3 jako fosfodiesterazy hydrolizującej cAMP
Komercyjna dostępność i mnogość selektywnych inhibi­torów PDE3 sprzyja ich powszechnemu wykorzystaniu w badaniach. Pozwoliło to na poznanie roli PDE3 w wie­lu procesach fizjologicznych, w których fosfodiestera­za, aktywowana przez swoistą kinazę białkową, odpowie­dzialna jest głównie za hydrolizę cAMP w nieobecności cGMP. PDE3 pełni taką funkcję w agregacji płytek krwi [15], powstawaniu stanów zapalnych wywołanych endotok­syną [8] lub niedotlenieniem mięśnia sercowego [11] oraz prawdopodobnie w procesach związanych z uczeniem się i zapamiętywaniem [62]. Izoforma PDE3A jest niezwykle istotna w prawidłowym rozwoju, dojrzewaniu i owulacji oocytów. Nokaut genu PDE3A skutkuje wzmocnieniem sygnału przekazywanego przez szlak cAMP/PKA i zaha­mowaniem Cdc25B, fosfatazy aktywującej Cdc2, białka wymaganego do przejścia cyklu komórkowego z fazy G2 do fazy M. Prowadzi to do całkowitej bezpłodności my­szy płci żeńskiej [2,34]. Podobna sytuacja zdarza się w ko­mórkach mięśni gładkich naczyń, gdzie brak funkcjonal­nego białka PDE3A rozregulowuje szlak cAMP/PKA oraz szlak kinaz białkowych ERK1/2, powodując zatrzymanie cyklu komórkowego w fazie G0/G1 [2].
Ponadto PDE3 uczestniczy w regulacji kurczliwości mię­śnia sercowego, w którym aktywowana jest w odpowiedzi na związanie agonisty do receptora β-adrenergicznego za­leżnie od PI3Kγ [33] oraz w regulacji kurczliwości naczy­niowych mięśni gładkich, gdzie ekspresja tej fosfodieste­razy jest zmienna i zależna od stadium rozwoju komórki [36]. Również w kaskadach sygnałowych aktywowanych przez insulinę PDE3 pełni ważną rolę. Zaangażowana jest mianowicie w regulację transportu glukozy z krwi do ko­mórek, co związane jest z efektem antylipolitycznym in­suliny [63].
Jednak fosfodiesteraza ta, modulując stężenie cAMP, od­powiedzialna jest za kontrolę uwalniania insuliny. Badania wykazują, że już niewielka nadekspresja izoformy PDE3B w komórkach β znacznie osłabia sekrecję insuliny w od­powiedzi na wzrost stężenia glukozy we krwi oraz pro­wadzi do zaburzeń w szkielecie komórkowym wysepek Langerhansa, co objawia się nietolerancją glukozy i skut­kować może rozwojem cukrzycy typu 2 [9,20].
Badania na komórkach PC12 potwierdzają także zaanga­żowanie PDE3 w regulację odpowiedzi na nerwowy czyn­nik wzrostu (NGF) i naskórkowy czynnik wzrostu (EGF). Wzrost stężenia cAMP w wyniku zahamowania aktywno­ści tej fosfodiesterazy skutkuje aktywacją PKA i zwięk­szeniem fosforylacji kinaz białkowych ERK1/2, w konse­kwencji prowadząc do różnicowania komórek PC12 [17,22]. Natomiast w komórkach mezangium (tkanki łącznej umiej­scowionej między naczyniami w ciałkach nerkowych) za­hamowanie aktywności PDE3 i w konsekwencji wzrost stężenia cAMP prowadzi do zależnej od PKA fosforyla­cji swoistych reszt serynowych w kinazie białkowej Raf-1 uniemożliwiając aktywację tego białka, co prowadzi do zahamowania aktywacji szlaku kinaz białkowych ERK1/2 i objawia się zatrzymaniem proliferacji tych komórek [7].
Rola PDE3 w łączeniu szlaków sygnałowych cyklicznych nukleotydów w odpowiedzi na peptydy natriuretycznye
Dwusubstratowość PDE3, a zarazem hamowanie ich ak­tywności przez cGMP, umożliwia połączenie szlaków sygnałowych cyklicznych nukleotydów. Jest to druga, oprócz sprzęgania sygnału przekazywanego przez kinazy białkowe ze szlakami zależnymi od cAMP, funkcja PDE3 w transdukcji sygnału. Łączenie kaskad sygnałowych cy­klicznych nukleotydów przez PDE3 jest dobrze scharak­teryzowane w szlakach sygnałowych peptydów natriure­tycznych. Zarówno receptory peptydów natriuretycznych [6], jak i izoforma PDE3B zakotwiczone są w błonie ko­mórkowej w obrębie raft lipidowych zwanych kaweolami [40]. Ponieważ struktury te wprowadzają przedziałowość wewnątrz komórki, PDE3 uczestniczyć może także w od­powiedzi na inne czynniki zewnątrzkomórkowe, których receptory znajdują się w obrębie kaweoli [40].
Rola PDE3 w szlakach sygnałowych peptydów natriure­tycznych związana jest z kontrolą poziomu cAMP w od­powiedzi na zmieniające się stężenie cGMP. Peptydy na­triuretyczne aktywując receptory sprzężone z cyklazami guanylanowymi, NPR-A i NPR-B, wpływają na wzrost wewnątrzkomórkowego stężenia cGMP. Powoduje to kom­petycyjne hamowanie aktywności PDE3 [53] i w następ­stwie wzrost stężenia cAMP oraz aktywację PKA [46]. W miocytach sercowych kaskada ta prowadzi do fosfory­lacji przez PKA kanałów wapniowych typu L [61], co skut­kuje zwiększonym napływem jonów wapnia do wnętrza komórki [53]. Fizjologicznym efektem tej kaskady sygna­łowej jest zwiększenie częstości skurczu mięśnia sercowe­go w sposób bezpośredni [53] lub pośredni przez wzmoc­nienie sygnału pochodzącego z aktywowanych receptorów β-adrenergicznych [46].
Jednakże do niedawna powszechnie uważano, iż hamowa­nie aktywności PDE3 przez peptydy natriuretyczne skut­kuje zmniejszeniem częstości skurczu mięśnia sercowego, a więc efektem odwrotnym. Przekonanie to potwierdzają badania wykonane na komórkach prawego nerwu błędne­go, w którym peptydy natriuretyczne wpływają na podwyż­szenie stężenia cGMP i zahamowanie aktywności PDE3. To skutkuje aktywacją szlaku cAMP/PKA i fosforylacją kanałów wapniowych typu L i N powodując napływ jo­nów wapniowych z przestrzeni synaptycznej do komórki. W konsekwencji prowadzi to do uwolnienia acetylocholi­ny do przestrzeni synaptycznej i objawia się zwolnieniem częstości akcji serca oraz zmniejszeniem siły skurczu mię­śnia sercowego [23]. Jak można zaobserwować, w następ­stwie aktywacji receptorów natriuretycznych i kaskady sy­gnałowej: wzrost stężenia cGMP-> hamowanie aktywności PDE3-> wzrost stężenia cAMP, w różnych typach komó­rek obserwuje się odmienny efekt biologiczny.
Najnowsze badania wykazują, że zahamowanie aktywno­ści PDE3 w odpowiedzi na peptydy natriuretyczne pobu­dza uwalnianie katecholamin zarówno z zakończeń ner­wów współczulnych, jak i z komórek PC12 różnicowanych NGF. Sugeruje się także, że PDE3 nie jest bezpośrednio hamowana przez cGMP, lecz przez kinazę białkową G, ak­tywowaną podwyższonym stężeniem tego cyklicznego nu­kleotydu. Obniżenie aktywności PDE3 skutkuje, tak jak opisano wyżej, aktywacją szlaku cAMP/PKA i w konse­kwencji wzrostem wewnątrzkomórkowego stężenia jo­nów wapnia, co przekłada się na uwalnianie katecholamin z komórki [5]. W warunkach fizjologicznych zahamowa­nie uwalniania katecholamin w odpowiedzi na peptyd na­triuretyczny, poprzez oddziaływanie na aktywność PDE3, stwarzałoby nowe możliwości w terapii pacjentów z gu­zem chromochłonnym rdzenia nadnerczy [44].
Podsumowanie
Fosfodiesterazy rodziny 3 są fosfodiesterazami dwusubstra­towymi hydrolizującymi oba cykliczne nukleotydy, mimo to badania wykazują, że ich główną funkcją w komórce jest hydroliza cAMP. Swoiste właściwości PDE3 wynika­jące z budowy i złożonych sposobów regulacji decydują o szczególnej roli w łączeniu szlaków cyklicznego AMP z innymi kaskadami sygnałowymi. Opisano dwa odmien­ne mechanizmy działania PDE3. Niespotykany w innych fosfodiesterazach sposób wprowadzania cAMP do miej­sca katalitycznego enzymu oraz wyjątkowa regulacja ak­tywności PDE3 przez cGMP, który kompetycyjnie hamu­je hydrolizę cAMP, powoduje że PDE3 odpowiedzialne są za sprzęganie szlaków sygnałowych tych cyklicznych nukleotydów. Natomiast fosforylacja określonych reszt serynowych, powodująca wzrost aktywności katalitycz­nej PDE3, pozwala na zaangażowanie tej fosfodiesterazy w łączenie kaskad sygnałowych kinaz białkowych z me­tabolizmem cAMP. Te dwie odmienne funkcje PDE3 de­terminują jej udział w różnorodnych procesach komórko­wych m.in. w odpowiedzi na peptydy natriuretyczne oraz niektóre hormony i czynniki wzrostu.
PIŚMIENNICTWO
[1] Ahmad F., Lindh R., Tang Y., Weston M., Degerman E., Manganiello V.C.: Insulin-induced formation of macromolecular complexes involved in activation of cyclic nucleotide phosphodiesterase 3B (PDE3B) and its interaction with PKB. Biochem. J., 2007; 404: 257-268
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[2] Begum N., Shen W., Manganiello V.: Role of PDE3A in regulation of cell cycle progression in mouse vascular smooth muscle cells and oocytes: implications in cardiovascular diseases and infertility. Curr. Opin. Pharmacol., 2011; 11: 725-729
[PubMed]  
[3] Bender A.T., Beavo J.A.: Cyclic nucleotide phosphodiesterases: molecular regulation to clinical use. Pharmacol. Rev., 2006; 58: 488-520
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[4] Bristow M.R., Taylor M.R., Slavov D., Blain-Nelson P.L., Nunley K.R., Medway A.M., Sucharov C.C.: A polymorphism in the Pde3a gene promoter that prevents cAMP-induced increases in transcriptional activity, and may protect against Pde3a inhibitor drug tolerance. J. Am. Coll. Cardiol., 2010; 55: A10-A13
[5] Chan N.Y., Seyedi N., Takano K., Levi R.: An unsuspected property of natriuretic peptides: promotion of calcium-dependent catecholamine release via protein kinase G-mediated phosphodiesterase type 3 inhibition. Circulation, 2012; 125: 298-307
[PubMed]  
[6] Chen W., Gaßner B., Börner S., Kuhn M.: Atrial natriuretic peptide increases the albumin permeability of mouse skeletal muscle microcirculation by the caveolae-mediated transcellular pathway. BMC Pharmacology, 2011; 11 (Suppl. 1): P16
[Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[7] Cheng J., Thompson M.A., Walker H.J., Gray C.E., Diaz Encarnacion M.M., Warner G.M., Grande J.P.: Differential regulation of mesangial cell mitogenesis by cAMP phosphodiesterase isozymes 3 and 4. Am. J. Physiol. Renal Physiol., 2004; 287: F940-F953
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[8] Choi W.I., Kwon K.Y., Seo J.W., Beagle J., Quinn D.A., Hales C.A.: The role of phosphodiesterase 3 in endotoxin-induced acute kidney injury. BMC Infect. Dis., 2009; 9: 80
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[9] Degerman E., Ahmad F., Chung Y.W., Guirguis E., Omar B., Stenson L., Manganiello V.: From PDE3B to the regulation of energy homeostasis. Curr. Opin. Pharmacol., 2011; 11: 676-682
[PubMed]  
[10] Degerman E., Belfrage P., Newman A.H., Rice K.C., Manganiello V.C.: Purification of the putative hormone-sensitive cyclic AMP phosphodiesterase from rat adipose tissue using a derivative of cilostamide as a novel affinity ligand. J. Biol. Chem., 1987; 262: 5797-5807
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[11] Di Paola R., Mazzon E., Paterniti I., Impellizzeri D., Bramanti P., Cuzzocrea S.: Olprinone, a PDE3 inhibitor, modulates the inflammation associated with myocardial ischemia-reperfusion injury in rats. Eur. J. Pharmacol., 2011; 650: 612-620
[PubMed]  
[12] Ding B., Abe J., Wei H., Huang Q., Walsh R.A., Molina C.A., Zhao A., Sadoshima J., Blaxall B.C., Berk B.C., Yan C.: Functional role of phosphodiesterase 3 in cardiomyocyte apoptosis: implication in heart failure. Circulation, 2005; 111: 2469-2476
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[13] Ding B., Abe J., Wei H., Xu H., Che W., Aizawa T., Liu W., Molina C.A., Sadoshima J., Blaxall B.C., Berk B.C., Yan C.: A positive feedback loop of phosphodiesterase 3 (PDE3) and inducible cAMP early repressor (ICER) leads to cardiomyocyte apoptosis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2005; 102: 14771-14776
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[14] Elbatarny H.S., Maurice D.H.: Leptin-mediated activation of human platelets: involvement of a leptin receptor and phosphodiesterase 3A-containing cellular signaling complex. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab., 2005; 289: E695-E702
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[15] Feijge M.A., Ansink K., Vanschoonbeek K., Heemskerk J.W.: Control of platelet activation by cyclic AMP turnover and cyclic nucleotide phosphodiesterase type-3. Biochem. Pharmacol., 2004; 67: 1559-1567
[PubMed]  
[16] Geoffroy V., Fouque F., Lugnier C., Desbuquois B., Benelli C.: Characterization of an in vivo hormonally regulated phosphodiesterase 3 (PDE3) associated with a liver Golgi-endosomal fraction. Arch. Biochem. Biophys., 2001; 387: 154-162
[PubMed]  
[17] Gormand A.: The crosstalk between the ERK and the cAMP signaling pathways in PC12 cells. PhD thesis, University of Glasgow, 2008
[18] Grant P.G., Colman R.W.: Purification and characterization of a human platelet cyclic nucleotide phosphodiesterase. Biochemistry, 1984; 23: 1801-1807
[PubMed]  
[19] Han S.J., Vaccari S., Nedachi T., Andersen C.B., Kovacina K.S., Roth R.A., Conti M.: Protein kinase B/Akt phosphorylation of PDE3A and its role in mammalian oocyte maturation. EMBO J., 2006; 25: 5716-5725
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[20] Härndahl L., Wierup N., Enerbäck S., Mulder H., Manganiello V.C., Sundler F., Degerman E., Ahrén B., Holst L.S.: β-cell-targeted overexpression of phosphodiesterase 3B in mice causes impaired insulin secretion, glucose intolerance, and deranged islet morphology. J. Biol. Chem., 2004; 279: 15214-15222
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[21] Harrison S.A., Reifsnyder D.H., Gallis B., Cadd G.G., Beavo J.A.: Isolation and characterization of bovine cardiac muscle cGMP-inhibited phosphodiesterase: a receptor for new cardiotonic drugs. Mol. Pharmacol., 1986; 29: 506-514
[PubMed]  
[22] Herbst K.J., Allen M.D., Zhang J.: Spatiotemporally regulated protein kinase A activity is a critical regulator of growth factor-stimulated extracellular signal-regulated kinase signaling in PC12 cells. Mol. Cell. Biol., 2011; 31: 4063-4075
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[23] Herring N., Zaman J.A., Paterson D.J.: Natriuretic peptides like NO facilitate cardiac vagal neurotransmission and bradycardia via a cGMP pathway. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 2001; 281: H2318-H2327
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[24] Hung S.H., Liu A.H., Pixley R.A., Francis P., Williams L.D., Matsko C.M., Barnes K.D., Sivendran S., Colman R.F., Colman R.W.: A new nonhydrolyzable reactive cGMP analogue, (Rp)-guanosine-3',5'-cyclic-S-(4-bromo-2,3-dioxobutyl)monophosphorothioate, which targets the cGMP binding site of human platelet PDE3A. Bioorg. Chem., 2008; 36: 141-147
[PubMed]  
[25] Hung S.H., Zhang W., Pixley R.A., Jameson B.A., Huang Y.C., Colman R.F., Colman R.W.: New insights from the structure-function analysis of the catalytic region of human platelet phosphodiesterase 3A: a role for the unique 44-amino acid insert. J. Biol. Chem., 2006; 281: 29236-29244
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[26] Hunter R.W., Mackintosh C., Hers I.: Protein kinase C-mediated phosphorylation and activation of PDE3A regulate cAMP levels in human platelets. J. Biol. Chem., 2009; 284: 12339-12348
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[27] Kenan Y., Murata T., Shakur Y., Degerman E., Manganiello V.C.: Functions of the N-terminal region of cyclic nucleotide phosphodiesterase 3 (PDE 3) isoforms. J. Biol. Chem., 2000; 275: 12331-12338
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[28] Kitamura T., Kitamura Y., Kuroda S., Hino Y., Ando M., Kotani K., Konishi H., Matsuzaki H., Kikkawa U., Ogawa W., Kasuga M.: Insulin-induced phosphorylation and activation of cyclic nucleotide phosphodiesterase 3B by the serine-threonine kinase Akt. Mol. Cell. Biol., 1999; 19: 6286-6296
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[29] Lakics V., Karran E.H., Boess F.G.: Quantitative comparison of phosphodiesterase mRNA distribution in human brain and peripheral tissues. Neuropharmacology, 2010; 59: 367-374
[PubMed]  
[30] Lindh R., Ahmad F., Resjö S., James P., Yang J.S., Fales H.M., Manganiello V., Degerman E.: Multisite phosphorylation of adipocyte and hepatocyte phosphodiesterase 3B. Biochim. Biophys. Acta, 2007; 1773: 584-592
[PubMed]  
[31] Lugnier C.: Cyclic nucleotide phosphodiesterase (PDE) superfamily: a new target for the development of specific therapeutic agents. Pharmacol. Ther., 2006; 109: 366-398
[PubMed]  
[32] Lugnier C., Keravis T., Le Bec A., Pauvert O., Proteau S., Rousseau E.: Characterization of cyclic nucleotide phosphodiesterase isoforms associated to isolated cardiac nuclei. Biochim. Biophys. Acta, 1999; 1472: 431-446
[PubMed]  
[33] Marcantoni A., Levi R.C., Gallo M.P., Hirsch E., Alloatti G.: Phosphoinositide 3-kinase γ (PI3Kγ) controls L-type calcium current (ICa,L) through its positive modulation of type-3 phosphodiesterase (PDE3). J. Cell. Physiol., 2006; 206: 329-336
[PubMed]  
[34] Masciarelli S., Horner K., Liu C., Park S.H., Hinckley M., Hockman S., Nedachi T., Jin C., Conti M., Manganiello V.: Cyclic nucleotide phosphodiesterase 3A-deficient mice as a model of female infertility. J. Clin. Invest., 2004; 114: 196-205
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[35] Maurice D.H., Haslam R.J.: Molecular basis of the synergistic inhibition of platelet function by nitrovasodilators and activators of adenylate cyclase: inhibition of cyclic AMP breakdown by cyclic GMP. Mol. Pharmacol., 1990; 37: 671-681
[PubMed]  
[36] Maurice D.H., Palmer D., Tilley D.G., Dunkerley H.A., Netherton S.J., Raymond D.R., Elbatarny H.S., Jimmo S.L.: Cyclic nucleotide phosphodiesterase activity, expression, and targeting in cells of the cardiovascular system. Mol. Pharmacol., 2003; 64: 533-546
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[37] Miki T., Taira M., Hockman S., Shimada F., Lieman J., Napolitano M., Ward D., Makino H., Manganiello V.C.: Characterization of the cDNA and gene encoding human PDE3B, the cGIP1 isoform of the human cyclic GMP-inhibited cyclic nucleotide phosphodiesterase family. Genomics, 1996; 36: 476-485
[PubMed]  
[38] Movsesian M., Stehlik J., Vandeput F., Bristow M.R.: Phosphodiesterase inhibition in heart failure. Heart Fail. Rev., 2009; 14: 255-263
[PubMed]  
[39] Movsesian M., Wever-Pinzon O., Vandeput F.: PDE3 inhibition in dilated cardiomyopathy. Curr. Opin. Pharmacol., 2011; 11: 707-713
[PubMed]  
[40] Nilsson R., Ahmad F., Swärd K., Andersson U., Weston M., Manganiello V., Degerman E.: Plasma membrane cyclic nucleotide phosphodiesterase 3B (PDE3B) is associated with caveolae in primary adipocytes. Cell. Signal., 2006; 18: 1713-1721
[PubMed]  
[41] Omori K., Kotera J.: Overview of PDEs and their regulation. Circ. Res., 2007; 100: 309-327
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[42] Palmer D., Jimmo S.L., Raymond D.R., Wilson L.S., Carter R.L., Maurice D.H.: Protein kinase A phosphorylation of human phosphodiesterase 3B promotes 14-3-3 protein binding and inhibits phosphatase-catalyzed inactivation. J. Biol. Chem., 2007; 282: 9411-9419
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[43] Patrucco E., Notte A., Barberis L., Selvetella G., Maffei A., Brancaccio M., Marengo S., Russo G., Azzolino O., Rybalkin S.D., Silengo L., Altruda F., Wetzker R., Wymann M.P., Lembo G., Hirsch E.: PI3Kγ modulates the cardiac response to chronic pressure overload by distinct kinase-dependent and -independent effects. Cell, 2004; 118: 375-387
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[44] Porzionato A., Macchi V., Rucinski M., Malendowicz L.K., De Caro R.: Natriuretic peptides in the regulation of the hypothalamic-pituitary-adrenal axis. Int. Rev. Cell Mol. Biol., 2010; 280: 1-39
[PubMed]  
[45] Pozuelo Rubio M., Campbell D.G., Morrice N.A., Mackintosh C.: Phosphodiesterase 3A binds to 14-3-3 proteins in response to PMA-induced phosphorylation of Ser428. Biochem. J., 2005; 392: 163-172
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[46] Qvigstad E., Moltzau L.R., Aronsen J.M., Nguyen C.H., Hougen K., Sjaastad I., Levy F.O., Skomedal T., Osnes J.B.: Natriuretic peptides increase β1-adrenoceptor signalling in failing hearts through phosphodiesterase 3 inhibition. Cardiovasc. Res., 2010; 85: 763-772
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[47] Rahn T., Rönnstrand L., Leroy M.J., Wernstedt C., Tornqvist H., Manganiello V.C., Belfrage P., Degerman E.: Identification of the site in the cGMP-inhibited phosphodiesterase phosphorylated in adipocytes in response to insulin and isoproterenol. J. Biol. Chem., 1996; 271: 11575-11580
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[48] Reinhardt R.R., Chin E., Zhou J., Taira M., Murata T., Manganiello V.C., Bondy C.A.: Distinctive anatomical patterns of gene expression for cGMP-inhibited cyclic nucleotide phosphodiesterases. J. Clin. Invest., 1995; 95: 1528-1538
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[49] Rondinone C.M., Carvalho E., Rahn T., Manganiello V.C., Degerman E., Smith U.P.: Phosphorylation of PDE3B by phosphatidylinositol 3-kinase associated with the insulin receptor. J. Biol. Chem., 2000; 275: 10093-10098
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[50] Rybalkin S.D., Rybalkina I.G., Beavo J.A.: Phosphorylation of cAMP hydrolyzing PDE (PDE3A) by cGMP-dependent protein kinase (PKG) in human platelets. BMC Pharmacology, 2007; 7 (Suppl. 1): S29
[Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[51] Sano R., Miki T., Suzuki Y., Shimada F., Taira M., Kanatsuka A., Makino H., Hashimoto N., Saito Y.: Analysis of the insulin-sensitive phosphodiesterase 3B gene in type 2 diabetes. Diabetes Res. Clin. Pract., 2001; 54: 79-88
[PubMed]  
[52] Shakur Y., Takeda K., Kenan Y., Yu Z.X., Rena G., Brandt D., Houslay M.D., Degerman E., Ferrans V.J., Manganiello V.C.: Membrane localization of cyclic nucleotide phosphodiesterase 3 (PDE3). Two N-terminal domains are required for the efficient targeting to, and association of, PDE3 with endoplasmic reticulum. J. Biol. Chem., 2000; 275: 38749-38761
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[53] Springer J., Azer J., Hua R., Robbins C., Adamczyk A., McBoyle S., Bissell M.B., Rose R.A.: The natriuretic peptides BNP and CNP increase heart rate and electrical conduction by stimulating ionic currents in the sinoatrial node and atrial myocardium following activation of guanylyl cyclase-linked natriuretic peptide receptors. J. Mol. Cell. Cardiol., 2012; 52: 1122-1134
[PubMed]  
[54] Sun B., Li H., Shakur Y., Hensley J., Hockman S., Kambayashi J., Manganiello V.C., Liu Y.: Role of phosphodiesterase type 3A and 3B in regulating platelet and cardiac function using subtype-selective knockout mice. Cell. Signal., 2007; 19: 1765-1771
[PubMed]  
[55] Tang K.M., Jang E.K., Haslam R.J.: Expression and mutagenesis of the catalytic domain of cGMP-inhibited phosphodiesterase (PDE3) cloned from human platelets. Biochem. J., 1997; 323: 217-224
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[56] Wechsler J., Choi Y.H., Krall J., Ahmad F., Manganiello V.C., Movsesian M.A.: Isoforms of cyclic nucleotide phosphodiesterase PDE3A in cardiac myocytes. J. Biol. Chem., 2002; 277: 38072-38078
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[57] Wilson L.S., Baillie G.S., Pritchard L.M., Umana B., Terrin A., Zaccolo M., Houslay M.D., Maurice D.H.: A phosphodiesterase 3B-based signaling complex integrates exchange protein activated by cAMP 1 and phosphatidylinositol 3-kinase signals in human arterial endothelial cells. J. Biol. Chem., 2011; 286: 16285-16296
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[58] Witwicka H., Kobiałka M., Siednienko J., Mitkiewicz M., Gorczyca W.A.: Expression and activity of cGMP-dependent phosphodiesterases is up-regulated by lipopolysaccharide (LPS) in rat peritoneal macrophages. Biochim. Biophys. Acta, 2007; 1773: 209-218
[PubMed]  
[59] Wróblewska H., Gorczyca W.A.: Fosfodiesterazy cyklicznego cGMP. Postępy Hig. Med. Dośw., 2001; 55: 611-627
[PubMed]  
[60] Xu Y., Zhang H.T., O'Donnell J.M.: Phosphodiesterases in the central nervous system: implications in mood and cognitive disorders. Handb. Exp. Pharmacol., 2011; 204: 447-485
[PubMed]  
[61] Yan X., Gao S., Tang M., Xi J., Gao L., Zhu M., Luo H., Hu X., Zheng Y., Hescheler J., Liang H.: Adenylyl cyclase/cAMP-PKA-mediated phosphorylation of basal L-type Ca2+ channels in mouse embryonic ventricular myocytes. Cell Calcium, 2011; 50: 433-443
[PubMed]  
[62] Zhao J., Harada N., Kurihara H., Nakagata N., Okajima K.: Cilostazol improves cognitive function in mice by increasing the production of insulin-like growth factor-I in the hippocampus. Neuropharmacology, 2010; 58: 774-783
[PubMed]  
[63] Zmuda-Trzebiatowska E., Oknianska A., Manganiello V., Degerman E.: Role of PDE3B in insulin-induced glucose uptake, GLUT-4 translocation and lipogenesis in primary rat adipocytes. Cell. Signal., 2006; 18: 382-390
[PubMed]  
Autorzy deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.