Postepy Hig Med Dosw. (online), 2012; 66: 372-384
Review
Full Text PDF  

Inhibitory polimerazy poli(ADP-rybozy) (PARP) w terapii nowotworów z mutacjami BRCA1/2
Poly(ADP-ribose) polymerase (PARP) inhibitors in BRCA1/2 cancer therapy
Katarzyna Kluzek, Aneta Białkowska, Aleksandra Koczorowska, Małgorzata Z. Zdzienicka
Katedra i Zakład Genetyki Molekularnej Komórki, Uniwersytet Mikołaja Kopernika w Toruniu, Collegium Medicum im. Ludwika Rydygiera w Bydgoszczy
Adres do korespondencji
dr n. med. Katarzyna Kluzek, Katedra i Zakład Genetyki Molekularnej Komórki, Collegium Medicum, UMK, ul. M. Skłodowskiej-Curie 9, 85-094 Bydgoszcz; e-mail: kluzek@cm.umk.pl

Źródło finansowania
Praca finansowana z grantu MNiSW nr N N401 017640

Otrzymano:  2011.12.22
Zaakceptowano:  2012.05.20
Opublikowano:  2012.06.15

Streszczenie
W obecnie stosowanych terapiach przeciwnowotworowych wykorzystywane są przede wszystkim związki wprowadzające uszkodzenia do DNA. Skuteczność leczenia nowotworów uzależniona jest więc od wydajności mechanizmów związanych z ich usuwaniem. Wiele substancji używa­nych w chemioterapii wykazuje silną toksyczność ogólnoustrojową, dlatego też wciąż poszuki­wane są nowe leki charakteryzujące się mniejszą szkodliwością oraz przede wszystkim ograni­czające swoje działanie do ogniska nowotworowego. Jednym z ostatnich obiecujących osiągnięć jest uzyskanie nowej generacji niskocząsteczkowych inhibitorów polimeraz poli(ADP-rybozy) (PARP), enzymów związanych z naprawą pęknięć DNA. Związki te wykazują ogromną toksycz­ność i specyficzność szczególnie względem komórek z mutacjami genów BRCA1 oraz BRCA2, co wskazuje na możliwość wykorzystania tych inhibitorów w terapii nowotworów o określonym podłożu genetycznym. Geny BRCA1 i BRCA2 związane są z rekombinacją homologiczną, sys­temem naprawy usuwającym podwójne pęknięcia DNA, a ich uszkodzenia prowadzą do zacho­rowań na raka piersi/jajnika. W artykule przedstawiono rolę białek BRCA1, BRCA2 i polime­raz poli(ADP-rybozy) w procesach naprawy DNA, ze szczególnym uwzględnieniem ich udziału w rekombinacji homologicznej. Opisano również krótko historię badań, które doprowadziły do opracowania niskocząsteczkowych inhibitorów PARP o wysokiej specyficzności oraz wyniki te­stów klinicznych najbardziej efektywnych inhibitorów PARP w perspektywie ich potencjalnego zastosowania w leczeniu onkologicznym, przede wszystkim nowotworów piersi BRCA1 i BRCA2.
Słowa kluczowe: geny BRCA1/2 • rekombinacja homologiczna • inhibitory PARP • terapia przeciwnowotworowa


Summary
A majority of currently used anticancer drugs belong to a group of chemical agents that dama­ge DNA. The efficiency of the treatment is limited by effective DNA repair systems functioning in cancer cells. Many chemotherapeutic compounds cause strong systemic toxicity. Therefore, there is still a need for new anticancer agents which are less toxic for nontransformed cells and selectively kill cancer cells. One of the most promising molecular targets in cancer therapy is poly(ADP-ribose) polymerases (PARP). PARP play an essential role in repairing DNA strand breaks. Small molecule inhibitors of these enzymes have been developed and have proved to be extremely toxic for cancer cells that lack the functional BRCA1 and BRCA2 proteins that are in­volved in homologous recombination, a complex repair mechanism of DNA double strand breaks. Mutations in BRCA1/2 genes are associated with genetically inherited breast and ovarian can­cers. Therefore PARP inhibitors may prove to be very effective and selective in the treatment of these cancer types. This review is focused on the function of BRCA1/2 proteins and poly(ADP­-ribose) polymerases in DNA repair systems, especially in the homologous recombination pro­cess. A short history of the studies that led to synthesis of high specificity small molecule PARP inhibitors is also presented, as well as the results of clinical trials concerning the most effective PARP inhibitors in view of their potential application in oncological treatment, particularly bre­ast cancers.
Key words: BRCA1/2 • homologous recombination • PARP inhibitors • anticancer therapy




Pamięci Prof. dr hab. Małgorzaty Z. Zdzienickiej, prawdziwego pasjonata nauki, nieodżałowanego nauczyciela i opiekuna.
Wykaz skrótów:
BER - naprawa przez wycinanie zasad (base excision repair); BRCA1 i BRCA2 - białka predysponujące do zachorowania na raka piersi 1 i 2 (breast cancer susceptibility 1 and 2); DSBs - podwójne pęknięcia DNA (double strand breaks); HR - rekombinacja homologiczna (homologous recombination); PARP - polimeraza poli(ADP-rybozy); PIR - klony oporne na inhibitory PARP (PARP-inhibitor-resistant).
Wprowadzenie
Białka kodowane przez geny BRCA1 i BRCA2 (breast cancer susceptibility 1 and 2) uczestniczą w licznych, podstawo­wych procesach komórkowych. Biorą udział między inny­mi w naprawie DNA związanej z replikacją, w której od­powiadają za usuwanie podwójnych pęknięć DNA (double strand breaks - DSBs) przez rekombinację homologiczną (homologous recombination - HR) [38,113]. Uszkodzenie tych genów może zaburzyć proces naprawy DSBs, co z ko­lei prowadzi do niestabilności genomu i procesu nowotwo­rzenia. Występowanie mutacji w genach BRCA1 i BRCA2 wiąże się także ze szczególnie wysokim ryzykiem zacho­rowania na uwarunkowane genetycznie nowotwory piersi i jajnika. W obecnie stosowanych terapiach onkologicznych tych nowotworów wykorzystywane są czynniki wprowa­dzające różnego typu uszkodzenia do DNA (w tym DSBs), np. promieniowanie jonizujące, inhibitory topoizomera­zy II (doksorubicyna), związki sieciujące DNA (mitomy­cyna C, karboplatyna) i antymetabolity (5-fluorouracyl). Niestety, leki te są bardzo toksyczne dla organizmu, a ich skuteczność jest ograniczona, dlatego wciąż poszukiwane są nowe, bardziej efektywne chemioterapeutyki. Badane są między innymi związki blokujące różne szlaki naprawy DNA, takie jak przeciwciała czy inhibitory swoiste wzglę­dem wybranych białek naprawczych [23,60]. Ogromne zainteresowanie w ostatnich latach wzbudziła duża efek­tywność działania nowej generacji inhibitorów polimeraz poli(ADP-rybozy) (PARP), enzymów związanych z napra­wą pęknięć DNA. W porównaniu do dotychczas stosowa­nych chemioterapeutyków, inhibitory PARP charakteryzu­ją się bardzo dużą toksycznością względem nowotworów z mutacjami BRCA1-/- i BRCA2-/- oraz brakiem toksycz­ności w komórkach heterozygotycznych. Może to świad­czyć o ich dużym potencjale leczniczym i możliwości za­stosowania w monoterapii.
Funkcja białek BRCA1/2 wprocesie rekombinacji homologicznej
Jedną z pierwszych obserwacji sugerujących potencjalny udział białek BRCA1/2 w procesach naprawy DNA była ich kolokalizacja w jądrowych kompleksach z RAD51, głównym białkiem rekombinacji homologicznej [13,92]. Obecnie wiadomo, że BRCA1/2 odgrywają strategicz­ną rolę w tym systemie naprawy DNA, który oprócz łą­czenia niehomologicznych końców (non homologous end joining - NHEJ) jest jednym z dwóch głównych szlaków naprawy podwójnych pęknięć DNA w komórkach ssaków [74]. DSBs należą do najbardziej toksycznych dla komórki uszkodzeń DNA powstających pod wpływem licznych eg­zogennych czynników genotoksycznych, np. promieniowa­nia jonizującego, czynników alkilujących DNA, inhibitorów topoizomerazy I i II, a także są indukowane w warunkach fizjologicznych, np. po napotkaniu nienaprawionych poje­dynczych pęknięć DNA przez widełki replikacyjne [43]. Naprawa DSBs i wznowienie replikacji uwarunkowane są między innymi prawidłowym przebiegiem procesu rekom­binacji homologicznej.
HR uważana jest za bezbłędny mechanizm usuwania DSBs, ponieważ do naprawy tych uszkodzeń wykorzystywana jest chromatyda siostrzana, na bazie której następuje re­peracyjna resynteza sekwencji znajdujących się w pobliżu podwójnego pęknięcia DNA [71]. Po rozpoznaniu DSBs przez kompleks MRN (składający się z białek MRE11, RAD50 i NBS1) następuje rekrutacja i aktywacja kinazy ATM, która fosforyluje wiele białek, między innymi histo­ny H2AX oraz białko BRCA1 (ryc. 1A) [27]. Kompleks MRN pełni w HR podwójną rolę, ponieważ nie tylko akty­wuje ATM, ale także utrzymuje końce DNA blisko siebie i dzięki egzonukleazowej aktywności białka MRE11 ge­neruje 3'-jednoniciowy fragment DNA (ssDNA), niezbęd­ny w dalszych etapach naprawy DSBs [86]. Formowanie ssDNA jest również uzależnione od bezpośredniej inte­rakcji MRN z kompleksem białek CtIP/BRCA1. CtIP wią­że się z białkiem NBS1 (ryc. 1B) i wzmacnia aktywność białka MRE11 [89,115]. Fosforylacja seryny 327 białka CtIP przez CDK2 (cyclin dependent kinase 2) promuje jego wiązanie do BRCA1 i kompleksu MRN, a dodatko­wo wydaje się odgrywać znaczącą rolę w wyborze ścież­ki naprawy DSBs w czasie cyklu komórkowego [115,116].
Ryc. 1. Mechanizm i ścieżki rekombinacji homologicznej (HR). Przebieg procesu i udział białek w poszczególnych etapach naprawy opisano w tekście; (A) - rozpoznanie uszkodzenia, (B) - tworzenie wolnych 3'końców DNA, (C) - budowa nukleofilamentu białek RAD51, (D) - transfer nici DNA z wytworzeniem pętli D. Podtypy HR: SDSA (E-G) i DSBR (H-K); (E) Synteza DNA, (F) - powrotna migracja nici i wydłużanie nici DNA, (G) - reparacyjna synteza DNA, (H) - wydłużanie nici z tworzeniem podwójnej struktury Hollidaya, (I oraz J) - rozdzielenie struktur Hollidaya bez wymiany fragmentów DNA, (K) - rozdzielenie struktur Hollidaya z wymianą fragmentów DNA

Do utworzonego 3'-ssDNA przyłącza się następnie białko replikacyjne A (RPA), chroniące jednoniciowe fragmen­ty przed degradacją (ryc. 1B). Kolejnym etapem HR jest tworzenie nukleoproteinowych filamentów przez RAD51, które wiążąc się do ssDNA zastępuje RPA, katalizuje po­szukiwanie homologicznych sekwencji oraz wymianę nici DNA [41]. Za wewnątrzkomórkowy transport RAD51 z cy­toplazmy do jądra komórkowego i miejsc występowania DSBs odpowiedzialne jest białko BRCA2, które współ­działa w tym procesie z FANCN/PALB2 oraz BRCA1 (ryc. 1C) [76,102]. Transport RAD51 jest możliwy dzięki wią­zaniu tego białka do domeny zawierającej powtarzające się motywy BRC, znajdującej się w centralnej części BRCA2 oraz do umiejscowionego na C-końcu białka dodatkowego miejsca wiązania RAD51 [19,102]. Motywy BRC są klu­czowe dla funkcji BRCA2 w naprawie DNA, ponieważ do transportu RAD51 i utrzymania stabilności chromosomal­nej wystarczający jest fragment BRCA2 zawierający wy­łącznie te motywy [87]. BRCA1, w przeciwieństwie do BRCA2, nie wiąże się bezpośrednio z RAD51, ale bierze udział w HR dzięki współdziałaniu z BRCA2 za pośred­nictwem białka FANCN/PALB2 [98,118].
W budowę nukleofilamentów RAD51 zaangażowanych jest także wiele innych białek, do których należą między innymi paralogi RAD51 - RAD51B, FANCO/RAD51C, RAD51D, XRCC2, XRCC3, a także RAD54 (ryc. 1C) [56,71,74]. W wyniku poszukiwania homologicznych se­kwencji i inwazji nici DNA, uwarunkowanej między in­nymi aktywnością RAD51, powstaje pętla D (displace­ment loop; ryc. 1D). W obecnie obowiązującym modelu przebiegu rekombinacji homologicznej jest ona wyjścio­wą strukturą kilku niezależnych podtypów HR, między innymi ścieżki związanej z wydłużaniem nici zależnym od syntezy DNA (synthesis-dependent strand annealing - SDSA) oraz naprawą podwójnych pęknięć DNA (double­-strand break repair - DSBR).
W SDSA przemieszczona nić ulega wydłużeniu, a po syn­tezie DNA jest uwalniana przy udziale helikazy RTEL1 (ryc. 1E, F) [109]. Na bazie powstałej matrycy następu­je reperacyjna synteza DNA drugiej nici. W tej ścieżce HR w wyniku naprawy podwójnego pęknięcia DNA nie dochodzi do wymiany fragmentów DNA (non-crossover, ryc. 1G). W odróżnieniu od SDSA, w drugim podtypie rekombinacji homologicznej - DSBR, obydwa końce po­dwójnego pęknięcia DNA są zaangażowane w naprawę uszkodzenia. Niezależna inwazja nici lub chwytanie dru­giego końca DNA (second end capture) w pętli D prowa­dzi do formowania podwójnych struktur Holidaya (ryc. 1H) [46,56]. Ich rozdzielenie może następować z udziałem he­likazy BLM i topoizomerazy IIIα, w wyniku czego nie do­chodzi do wymian fragmentów DNA (ryc. 1I). Struktury Holidaya mogą być także rozdzielone za pomocą resol­waz DNA, do których zalicza się między innymi biał­ko GEN1 oraz kompleksy MUS81/EME1 i SLX4/SLX1. Aktywność tych enzymów prowadzi do formowania pro­duktów naprawy z wymianą fragmentów DNA (ryc. 1J), jak również bez ich wymiany (ryc. 1K) [91,97]. Ciągłość nici w trakcie przebiegu HR jest przywracana z udziałem DNA ligazy I [69].
W przypadku niewłaściwego funkcjonowania BRCA2 do­chodzi do obniżenia wydajności HR, natomiast uszkodze­nie BRCA1 prowadzi do zaburzeń nie tylko w tym mecha­nizmie naprawy DNA, ale także w wielu innych procesach komórkowych [58]. Białko BRCA1 zaangażowane jest w wielokierunkową odpowiedź komórki na uszkodzenia DNA, między innymi poprzez regulację ekspresji i funk­cji innych białek naprawczych oraz czynników związanych z działaniem punktów kontrolnych [58,106]. Na podstawo­we znaczenie białek HR, w tym BRCA1/2, w prawidłowym funkcjonowaniu pojedynczych komórek oraz całego orga­nizmu wskazuje na to, że eliminacja (knockout) genów HR u ssaków jest letalna już we wczesnych stadiach embrio­genezy [32]. Ponieważ HR jest procesem warunkującym prawidłowy przebieg replikacji DNA, jej zaburzenia pro­wadzą do niestabilności genomu, cechy charakteryzującej prawie wszystkie ludzkie nowotwory [71,73].
Nowotwory piersi uwarunkowane mutacjami genów rekombinacji homologicznej
BRCA1 i BRCA2 zaliczane są do genów supresorowych. Cechą charakterystyczną heterozygotycznych nosicieli dzie­dzicznych mutacji tych genów jest częsta utrata allelu typu dzikiego (loss of heterozygosity - LOH), co w konsekwen­cji prowadzi do biallelicznej inaktywacji genów BRCA1/2 i nowotworzenia [93,108]. Mutacje BRCA1 i BRCA2 mogą być odpowiedzialne nie tylko za rozwój nowotworów piersi/jajnika, ale także prostaty oraz trzustki [59]. Rak piersi jest najpowszechniej występującym nowotworem wśród kobiet i charakteryzuje się znaczną śmiertelnością. Każdego roku na świecie odnotowuje się powyżej miliona nowych zacho­rowań [14]. Podłoże genetyczne tej choroby zidentyfikowa­ne zostało jedynie na poziomie 5-9% wszystkich przypad­ków zachorowań, wśród których przeważająca większość związana jest z mutacjami BRCA1/2 [20]. Geny związane z zachorowaniami na raka piersi dzieli się na geny wyso­kiej oraz średniej i niskiej penetracji, których klasyfikacja uzależniona jest od poziomu ryzyka rozwoju określonego typu nowotworu w przypadku dziedzicznych predyspozycji.
BRCA1 i BRCA2 należą do grupy genów wysokiej penetra­cji i związane są z dużym prawdopodobieństwem rozwo­ju nowotworów. U nosicieli mutacji w tych genach ryzy­ko zachorowania na raka piersi wynosi ponad 80% [105]. Prawdopodobieństwo rozwoju raka jajnika stanowi nato­miast 30-50% w przypadku mutacji BRCA1, a dla nosi­cieli mutacji BRCA2, 15-30% [5].
Uwarunkowane dziedzicznie zachorowania na raka piersi związane są także z mutacjami innych genów kodujących białka rekombinacji homologicznej, np. ATM i RAD50. Zwiększona predyspozycja do występowania tych nowotwo­rów wiąże się również z mutacjami FANCO/RAD51C oraz FANCN/PALB2, które jednocześnie są genami rekombina­cji homologicznej (zob. rozdz. Funkcja białek BRCA1/2 w HR) i szlaku anemii Fanconiego (FA). Kolejnym genem FA związanym z nowotworami piersi o podłożu genetycz­nym jest FANCJ/BACH1/BRIP1, który współdziała z re­kombinacją homologiczną poprzez bezpośrednie oddzia­ływanie białka FANCJ z BRCA1 [55,84]. FA jest chorobą charakteryzującą się na poziomie komórkowym niestabil­nością chromosomalną oraz nadwrażliwością na związki wprowadzające wiązania krzyżowe do DNA, a szlak ane­mii Fanconiego wraz z HR uczestniczy w naprawie tych uszkodzeń [44].
Do zachorowań na raka piersi predysponują również mu­tacje innych genów, np.: TP53, CHEK2 czy MAP3K1, co wskazuje, że procesy obejmujące szeroką odpowiedź ko­mórki na uszkodzenia DNA są ściśle związane z kance­rogenezą. Białka kodowane przez te geny odpowiedzialne są za przekazywanie sygnałów w wielu biologicznych pro­cesach, między innymi w apoptozie, aktywacji punktów kontrolnych w obecności uszkodzeń DNA oraz we wzro­ście i proliferacji komórek [10,84].
Wrażliwość mutantów BRCA1/2 na nowe inhibitory PARP
Obecnie duże nadzieje w leczeniu chorych z nowotwora­mi wiąże się z nowymi terapiami, których działanie oparte jest na blokowaniu mechanizmów naprawy DNA. Do jed­nych z najbardziej intensywnie badanych w ostatnich la­tach procesów należy blokowanie aktywności polimeraz poli(ADP-rybozy) poprzez swoiste inhibitory. Ostatnio zainteresowanie wzbudziły doniesienia o ogromnej wraż­liwości homozygot BRCA1/2 na inhibitory PARP trzeciej generacji, AG14361 i KU0058684 (tab.1). W badaniach tych wykorzystane zostały różne modele komórkowe: ko­mórki ludzkie MCF7 i MDA-MB-231 z wyciszoną przez siRNA ekspresją BRCA2, mutant komórkowy chomika chińskiego V-C8 Brca2-/-, a także mysie komórki embrio­nalne Brca1-/- oraz Brca2-/-. Wszystkie analizowane linie komórkowe były 50-1000 razy bardziej wrażliwe na stoso­wane inhibitory od komórek typu dzikiego [8,29]. Wyniki te potwierdziły badania in vivo przeprowadzone z wy­korzystaniem mysich modeli zwierzęcych, którym prze­szczepiano komórki z uszkodzonym Brca2 (V-C8 chomika chińskiego lub mysie komórki embrionalne) w celu indu­kowania rozwoju nowotworów. Podanie myszom inhibito­rów PARP (AG14361 i KU0058684) prowadziło do zaha­mowania wzrostu guzów [8,29].
Tabela 1. Efektywność wybranych inhibitorów PARP szacowana na podstawie wartości IC50 lub Ki

Zwiększoną wrażliwość na inhibitory PARP trzeciej ge­neracji (np.: KU0058684 i KU0058948) zaobserwowano także w komórkach chomika chińskiego z uszkodzonymi innymi genami rekombinacji homologicznej, np. XRCC2 i XRCC3. Wyniki te sugerowały, że podatność na toksycz­ne działanie inhibitorów PARP związana jest raczej z za­burzeniami tego procesu naprawy DNA, a nie mutacja­mi genów BRCA1 lub BRCA2 [8]. Teorię tę potwierdziły dalsze badania, które wykazały niezmiernie dużą wrażli­wość na inhibitory PARP komórek z uszkodzonymi ko­lejnymi genami związanymi z naprawą podwójnych pęk­nięć DNA przez HR, np.: ATM, RAD51, NBS1, ATR [64]. Spośród mutantów z niesprawnymi innymi systemami na­prawy DNA, jedynie komórki z uszkodzonym szlakiem anemii Fanconiego (z mutacjami genów FANCA, FANCC i FANCD2) charakteryzowała zwiększona wrażliwość na te związki, jednak w znacznie mniejszym stopniu niż mutanty komórkowe HR [64]. Powodem obserwowanej u mutantów FA nadwrażliwości na inhibicję PARP jest prawdopodob­nie ścisłe współdziałanie HR ze szlakiem FA w procesie usuwania wiązań krzyżowych, w którym podwójne pęk­nięcia DNA powstają jako struktury pośrednie.
Rola PARP-1 w komórce
Pierwsze białka PARP zostały opisane już w latach 80. ub.w., jednak dopiero odkrycie potencjalnego znacze­nia terapeutycznego inhibitorów PARP zapoczątkowa­ło intensywne badania nad rolą komórkową tych białek. Obecnie znanych jest 18 polimeraz PARP, których charak­terystyczną cechą wspólną jest obecność domeny katali­tycznej z silnie konserwowanym ewolucyjnie motywem, tzw. „sygnaturą PARP", umożliwiającą przeprowadza­nie reakcji poli(ADP-rybozyl)acji, będącej jedną z po­translacyjnych modyfikacji białek [77]. Wiadomo, że poli(ADP-rybozyl)acja jest procesem związanym z od­powiedzią komórek na uszkodzenia DNA, ale dotychcza­sowe badania wykazały aktywność enzymatyczną jedy­nie u 6 polimeraz PARP. Najwyższy poziom aktywności mają PARP-1 oraz PARP-2 i najprawdopodobniej tyl­ko one biorą udział w procesach naprawczych DNA [4]. Białka te mogą tworzyć heterodimery, mają wspólne do­celowe białka jądrowe, a ich funkcje częściowo się na­kładają, o czym świadczy letalność myszy na etapie em­brionalnym wywołana ich jednoczesnym uszkodzeniem [67]. Wyniki badań myszy z nokautem Parp1 wykazały, że pomimo zaburzenia naprawy pęknięć DNA w ich ko­mórkach, poli(ADP-rybozylacja) była utrzymywana na poziomie ok. 10% [3]. Wskazuje to, że najistotniejszą rolę komórkową pełni PARP-1, natomiast PARP-2 praw­dopodobnie działa pomocniczo, częściowo kompensu­jąc funkcje PARP-1.
Udział PARP-1 w naprawie DNA
Zaangażowanie PARP-1 w procesy naprawy DNA zwią­zane jest przede wszystkim z wykrywaniem oraz sygna­lizacją pojedynczych i podwójnych pęknięć DNA. Białko to w postaci dimeru wiąże się z uszkodzonym DNA po­przez domeny typu palca cynkowego znajdujące się na N-końcu, co prowadzi do aktywacji domeny katalitycz­nej zlokalizowanej na C-końcu. Aktywny PARP-1 kata­lizuje rozpad NAD+ (nicotinamide adenine dinucleoti­de) do nikotynamidu i ADP-rybozy (ryc. 2), a następnie przyłącza cząsteczki ADP-rybozy do białek akceptoro­wych w formie liniowych lub rozgałęzionych łańcuchów polimeru poli ADP-rybozy (PAR), osiągających w bada­niach in vitro długość nawet 200-400 jednostek [65,78]. Aktywność PARP-1 wzrasta bardzo gwałtownie (prawie 500-krotnie) po związaniu z uszkodzonym DNA, a two­rzenie PAR jest procesem niezmiernie dynamicznym. Polimery te powstają w ciągu zaledwie paru sekund i już po kilku minutach ulegają degradacji przez glikohydro­lazę poli(ADP-rybozy) (poly(ADP)ribose glycohydrola­se - PARG) [2,18]. W przypadku dużej ilości uszkodzeń DNA, silna aktywacja PARP-1 prowadzi do uszczuplenia puli NAD+ i ATP, co w konsekwencji może prowadzić do nieprawidłowego funkcjonowania komórki, a nawet jej śmierci przez nekrozę [62].
Ryc. 2. Aktywacja PARP w odpowiedzi na pęknięcia DNA. Opis w tekście

Poli(ADP-rybozylacji) ulega przede wszystkim sam PARP-1 (ok. 90%) oraz wiele innych białek jądrowych. Przyłączenie PAR zmniejsza powinowactwo PARP-1 do DNA, a badania in vitro wskazują, że usunięcie PARP-1 z miejsca uszkodze­nia umożliwia dostęp białek naprawczych do DNA i jed­nocześnie hamuje dalszą syntezę PAR [90,103,104,117]. PARP-1 poza detekcją uszkodzeń, przekazuje także za pośrednictwem PAR informację o obecności uszkodzenia DNA do białek efektorowych [1]. Poli(ADP-rybozyl)acji ulegają białka biorące udział w metabolizmie DNA oraz w odpowiedzi komórki na uszkodzenia DNA, m.in. histo­ny, topoizomeraza I i II, helikazy DNA, czynniki transkryp­cyjne i białka naprawy DNA np. XRCC1 [16,51,53,57,94]. Białka modyfikowane przez PARP-1 zawierają motyw kon­sensusowy wiążący PAR (PAR-binding consensus motif), który często leży w obrębie ich domen funkcjonalnych, od­powiedzialnych np. za wiązanie do DNA lub innych bia­łek [80]. Przyłączenie PAR może zatem modulować ak­tywność białek docelowych, ze względu na silnie ujemny ładunek i duży rozmiar polimeru. PAR może też stanowić miejsce wiązania innych białek [6,51,80].
Ważną rolą PARP-1 związaną z naprawą DNA jest regu­lacja struktury chromatyny. Histony i inne białka związa­ne z chromatyną ulegają poli(ADP-rybozylacji), ponad­to PAR w postaci wolnej lub połączonej z PARP-1 może również niekowalencyjnie oddziaływać z tymi białkami. Prowadzi to do destabilizacji nukleosomów lub do lokalnej relaksacji chromatyny, co umożliwia rekrutację oraz wią­zanie białek naprawczych do miejsca uszkodzenia DNA [16,50,52,57,80,81,83,85].
Po związaniu z uszkodzonym DNA, PARP-1 nie tylko prze­prowadza reakcję poli(ADP-rybozyl)acji, ale wchodzi rów­nież w bezpośrednie interakcje z białkami naprawczymi DNA. Najlepiej zbadane jest powiązanie PARP-1 z enzy­mami systemu naprawy DNA przez wycinanie zasad (base excision repair - BER), np. ligazą III czy XRCC1, z który­mi tworzy kompleks w odpowiedzi na oksydacyjne uszko­dzenia DNA [21,54,79]. W komórkach z nieaktywnym PARP-1 wydajność BER jest obniżona, co wskazuje na znaczącą rolę PARP-1 w tym systemie naprawy DNA [17].
Aktywacja PARP-1 zachodzi również w odpowiedzi na podwójne pęknięcia DNA, sugerując związek tego biał­ka z procesami ich naprawy, między innymi z rekombina­cją homologiczną. Wykazano, że PARP-1 promuje akty­wację MRE11, NBS1 oraz ATM w odpowiedzi na DSBs [39,40]. Ponadto PARP-1 zaangażowana jest w kontro­lę postępu widełek replikacyjnych związanego z napra­wą DSBs przez rekombinację homologiczną, najprawdo­podobniej poprzez regulację rekrutacji białka MRE11, co umożliwia ponowny start widełek replikacyjnych [45,96]. Dotychczasowe dane dotyczące udziału PARP-1 w tym sys­temie naprawy DNA są jednak niejednoznaczne i wska­zują zarówno na hamowanie, jak i promowanie przebiegu HR przez ten enzym [25].
Proponowany mechanizm molekularny odpowiadający za niezwykłą wrażliwość mutantów HR na inhibitory PARP zakłada, że inhibicja PARP prowadzi do zaburzenia efek­tywnej naprawy pojedynczych pęknięć DNA przez BER, czego skutkiem jest ich nagromadzenie w komórkach. Napotkanie SSB przez widełki replikacyjne może spowo­dować ich pęknięcie, ponieważ polimeraza replikacyjna trafia na przerwę w matrycy, co w konsekwencji prowadzi do utworzenia DSBs z jednym wolnym końcem. W prawi­dłowych komórkach DSBs są usuwane przez HR, jednak w komórkach z defektywnymi genami rekombinacji ho­mologicznej uszkodzenia te nie są wydajnie naprawiane, co skutkuje fragmentacją DNA i śmiercą komórki przez apoptozę. Inhibicja PARP w komórkach z uszkodzoną HR jest więc przykładem możliwości wykorzystania w terapii przeciwnowotworowej, zjawiska tzw. „sprzężonej letalno­ści" (synthetic lethality), w którym uszkodzenie pojedyn­czego szlaku naprawy DNA jest tolerowane przez komórki, natomiast zahamowanie kolejnego, współdziałającego z nim mechanizmu naprawczego, wywołuje efekt letalny [49].
Inhibitory PARP
Pierwszymi inhibitorami PARP stosowanymi w badaniach laboratoryjnych były strukturalne analogi nikotynamidu, m.in. 3-aminobenzamid (3-AB) i inne pochodne benzami­du, o działaniu kompetycyjnym względem substratu reakcji poli(ADP-rybozylacji), NAD+ (tab. 1) [82]. Pomimo nie­wielkiej toksyczności dla komórek in vitro oraz dobrej to­lerancji in vivo, charakteryzowała je mała swoistość, ponie­waż były aktywne względem wszystkich białek z rodziny PARP [110]. Wynikało to z bardzo podobnej budowy do­meny katalitycznej i sposobu wiązania NAD+ przez wszyst­kie białka z rodziny PARP. Dzięki badaniom molekularnym wykazano, że aby zatrzymać naprawę DNA przez BER, wystarczy zablokować aktywność PARP-1 i PARP-2, dla­tego przy projektowaniu nowych inhibitorów PARP kła­dzie się duży nacisk na to, aby były swoiste tylko wzglę­dem tych dwóch enzymów i jednocześnie nietoksyczne dla komórek w stężeniach wywołujących ich inhibicję (tab. 1).
Uzyskanie pożądanej skuteczności terapeutycznej inhibi­torów PARP jest ściśle związane z ich swoistością, na co wskazują między innymi badania komórek raka trzustki CAPAN-1 z uszkodzonym genem BRCA2. Komórki te są wrażliwe jedynie na bardzo specyficzny inhibitor PARP KU0058948, a nie na słabsze związki, takie jak 3-AB czy NU1025 [33,63]. Wieloletnie poszukiwania prowadzone przez liczne grupy badaczy doprowadziły do identyfikacji nowych inhibitorów PARP charakteryzujących się znacz­nie wyższą selektywnością i efektywnością wykazywaną in vitro, a tym samym bardziej odpowiednich do prób ich zastosowania w badaniach przedklinicznych i klinicznych [15]. W latach 90. ub. w. opracowane zostały inhibitory drugiej generacji, dwu- i trójcykliczne laktamy, imidazo­le oraz karboksyamidy benzoksazolu [30]. Zdecydowana większość stosowanych obecnie niskocząsteczkowych in­hibitorów PARP trzeciej generacji to pochodne tych związ­ków, nawet 1000-krotnie efektywniejsze od pierwszego dostępnego inhibitora 3-AB (tab. 1). Wszystkie te związ­ki są inhibitorami kompetycyjnymi, z wyjątkiem inipari­bu (BSI-201), który oddziałuje z domeną wiążącą DNA, a nie miejscem aktywnym PARP-1 [30].
Pomimo różnego mechanizmu blokowania aktywności PARP przez inhibitory trzeciej generacji, ich skuteczność w stosunku do komórek z mutacjami BRCA1/2 jest podob­na oraz porównywalna z efektem zniesienia aktywności PARP-1 w komórkach poprzez wyciszenie jego ekspresji przy pomocy siRNA (siParp-1). Zastosowanie siParp-1 in vitro w komórkach mysich z uszkodzonym Brca1 lub Brca2 prowadzi tak samo jak w przypadku inhibitorów PARP do obniżenia ich przeżywalności [8,29]. Skuteczność siParp-1 została także potwierdzona w badaniach in vivo, w których podawanie nanocząsteczek zawierających siParp-1 myszom z nowotworami jajnika o podłożu Brca1 istotnie wydłużało czas ich życia, a w wyizolowanych komórkach guzów tych zwierząt poziom apoptozy był dwukrotnie wyższy niż w ko­mórkach kontrolnych [35]. Wydaje się natomiast, że róż­ne metody eliminacji obecności PARP w komórkach mają odmienny wpływ na poziom indukcji pojedynczych pęk­nięć DNA i efektywność ich naprawy. Hamowanie aktyw­ności PARP-1 za pomocą inhibitorów prowadzi do obniże­nia wydajności naprawy SSBs wnioskowanej na podstawie ilości pojedynczych pęknięć DNA, czego przyczyną jest prawdopodobnie pozostawanie tego enzymu po inhibicji w formie związanej do DNA, co z kolei blokuje przyłącza­nie się innych białek naprawczych do miejsca uszkodzenia DNA. Natomiast w komórkach, w których do wyciszenia ekspresji PARP-1 zastosowano siPARP-1 naprawa SSBs jest wydajniejsza, co sugeruje, że brak ekspresji PARP-1 może być kompensowany przez aktywację innej ścieżki naprawy uszkodzenia DNA, którą z dużym prawdopodo­bieństwem jest HR [34,95].
Zastosowanie inhibitorów PARP wt erapii przeciwnowotworowej
Selektywność inhibitorów PARP w stosunku do komórek z niesprawnym systemem HR, zwłaszcza homozygotycz­nych komórek BRCA1/2-/-, wskazuje że mogą być sku­tecznym lekiem przeciwnowotworowym. Dodatkowym, niezwykle istotnym argumentem sugerującym możliwość terapeutycznego wykorzystania tych związków jest niewraż­liwość heterozygot BRCA1/2 na inhibitory PARP. Z tego względu, w przypadku nowotworów z homozygotycznymi mutacjami genów BRCA1/2, aktywność inhibitorów PARP zawężona jest do obszaru guza. Znacznie zmniejsza to ryzy­ko ogólnoustrojowej cytotoksyczności, stanowiącej ogrom­ny problem obecnie stosowanych terapii i przede wszyst­kim umożliwia ich bezpieczne stosowanie w przypadku nowotworów o podłożu genetycznym BRCA1/2.
Bardzo obiecujące wyniki badań przedklinicznych inhi­bitorów PARP nowej generacji w monoterapii nowotwo­rów z mutacjami w genach BRCA1 i BRCA2 umożliwi­ły przejście tych związków do badań klinicznych (tab. 2). Niedawno opublikowano wyniki badań klinicznych fazy pierwszej dla olaparibu (AZD2281/KU0059436), doustne­go inhibitora PARP, podawanego nosicielkom mutacji genu BRCA1 lub BRCA2 z zaawansowanym rakiem piersi. Lek ten wykazywał pożądaną aktywność kliniczną i dobrą to­lerancję, a poprawę stanu zdrowia zaobserwowano u 63% (u 12 z 19 badanych) pacjentek [31]. Równie obiecujące są wyniki II fazy oceny klinicznej, w której zastosowano ola­parib w monoterapii u kobiet z mutacjami w BRCA1 i/lub BRCA2 w przerzutowym raku piersi. Standardowa chemio­terapia u tych pacjentek nie przyniosła oczekiwanych efek­tów, natomiast u prawie 25% kobiet otrzymujących dwa razy dziennie 100 mg olaparibu oraz u 41% otrzymujących 400 mg (maksymalna bezpieczna dawka) zaobserwowano zmniejszenie rozmiarów guza piersi. Toksyczność ogólno­ustrojowa olaparibu w obu grupach była niewielka [107].
Tabela 2. Przykładowe próby kliniczne z wykorzystaniem inhibitorów PARP w monoterapii

Ze względu na udział PARP-1 i PARP-2 w naprawie uszko­dzeń DNA indukowanych przez promieniowanie jonizują­ce i niektóre leki przeciwnowotworowe, inhibitory PARP są również intensywnie badane jako czynnik zwiększający wrażliwość nowotworów na chemio- i radioterapię [99,100]. W różnych ludzkich liniach nowotworowych zaobserwo­wano, że łączenie chemio- lub radioterapii z inhibitorami PARP niszczy komórki skuteczniej od pojedynczo stoso­wanych czynników genotoksycznych [37,100]. Nowe inhi­bitory PARP znacznie poprawiają też wynik terapeutyczny np. temozolomidu, cisplatyny, inhibitorów topoizomerazy I, związków powszechnie stosowanych w leczeniu klinicz­nym, dzięki czemu stają się atrakcyjnym nowym lekiem w terapiach kombinowanych [9,37]. Bardzo pozytywne re­zultaty otrzymano w II fazie badań klinicznych inhibitora PARP iniparibu (BSI-201), zastosowanego w leczeniu ko­biet z przerzutowym, potrójnie negatywnym rakiem piersi. Nowotwory te występują u ok. 15% chorych, charaktery­zuje je brak ekspresji receptorów estrogenów, progestero­nu i HER2, agresywny przebieg oraz gorsze rokowania w porównaniu do innych typów nowotworów sutka [22]. W testach wzięło udział 116 kobiet - połowie z nich poda­no standardowe chemioterapeutyki, gemcytabinę i karbo­platynę, natomiast dla pozostałych terapia poszerzona zo­stała o iniparib. Zastosowanie iniparibu nie wpłynęło na toksyczność chemioterapii, natomiast zwiększyło odsetek pacjentek odnoszących korzyści z leczenia z 21 do 62%, a czas życia wolny od nawrotów choroby wydłużył się śred­nio o ponad trzy miesiące [75]. Iniparib jest pierwszym in­hibitorem PARP zakwalifikowanym do III fazy badań kli­nicznych u kobiet z potrójnie negatywnym rakiem piersi, w kombinacji z gemcytabiną i karboplatyną.
Dotychczasowe badania dotyczące potencjalnego tera­peutycznego zastosowania inhibitorów PARP skupiają się głównie na nowotworach piersi, zwłaszcza z uszkodzony­mi genami BRCA1 i BRCA2. Uwzględniając jednak wyni­ki badań in vitro jednoznacznie wykazujących wrażliwość komórek z uszkodzonymi innymi białkami rekombinacji homologicznej na inhibitory PARP przypuszczać moż­na, że związki te mogą mieć znacznie szerszy zakres tera­peutyczny i znaleźć zastosowanie w terapii onkologicznej przynajmniej kilkunastu różnych typów nowotworów wa­runkowanych mutacjami genów HR [12]. Mutacje genów rekombinacji homologicznej, takich jak RAD54 i CtIP związane są między innymi z występowaniem chłoniaka Hodgkina i nowotworów okrężnicy, a RAD51B - tłusz­czaka oraz mięśniaka gładkokomórkowego macicy [42].
Dostępne dane literaturowe często prezentują wyniki ba­dań przeprowadzonych na niewielkich grupach pacjen­tów, dlatego trudno jest ocenić jaki procent ogólnej liczby nowotworów mogą stanowić przypadki związane z zabu­rzeniami procesu HR (wynikającymi z mutacji genów in­nych niż BRCA1/2). Badania obejmujące większe grupy pacjentów (powyżej 80. osób) wykazały prawie całkowity brak ekspresji ATM, ATR i RAD51 u ponad połowy cho­rych na płaskokomórkowego raka głowy i szyi, obniżoną ekspresję RAD51 w 30% nowotworów piersi oraz częstą utratę heterozygotyczności (LOH) w rejonie genów RAD51 (32%), RAD52 (16%) i RAD54 (20%) [36,70,114]. Z kolei analiza całogenomowa 489 przypadków zaawansowanego surowiczego raka jajnika wykazała zaburzenia ekspresji, regulacji lub mutacje genów HR u prawie połowy bada­nych pacjentek. Dotyczyły one głównie genów BRCA1 i BRCA2 (20%), jednak wykazano też m.in. hipermetylację RAD51C (3%), mutacje ATM lub ATR (2%) oraz mutacje współdziałających z HR genów FA (5%) [11]. Zaburzenia ekspresji FANCF (jednego z genów FA) poprzez metyla­cję promotora wykazano także u 15% pacjentów z płasko­komórkowym rakiem głowy i szyi, u 14% z niedrobnoko­mórkowym rakiem płuc oraz u 30% pacjentek z rakiem szyjki macicy [61,72]. Dane te wskazują, że ze względu na obecność mutacji genów HR w różnych nowotworach i przede wszystkim opisaną wcześniej selektywność inhi­bitorów PARP wobec komórek z mutacjami genów tego systemu naprawy DNA, dalsze badania nad terapeutycz­nym wykorzystaniem tych związków znajdują uzasadnie­nie klinicznie.
Rewersja mutacji BRCA2 jako mechanizm oporności na leki przeciwnowotworowe
Poważnym problemem klinicznym jest nabyta w trakcie te­rapii oporność nowotworów na leki, szczególnie ze wzglę­du na konieczność zaniechania dotychczasowego leczenia i częsty brak skutecznych leków zastępczych. Ostatnio opu­blikowane dane wskazują, że w przypadku nowotworów o podłożu genetycznym BRCA1/2, przyczyną rozwinięcia oporności może być rewersja oryginalnej mutacji. Również nasze badania z wykorzystaniem modelowego mutanta Brca2-/- komórek chomika chińskiego (V-C8) wykazały, że rewersja mutacji w genie Brca2 prowadzi do przywró­cenia fenotypu komórek dzikich, co wiąże się z nabyciem oporności na mitomycynę C i cisplatynę [111]. Podobnie selekcja komórek raka trzustki CAPAN-1 ze zmutowanym BRCA2 pod wpływem cisplatyny doprowadziła do powsta­nia 5 różnych wtórnych mutacji, które przywróciły otwartą ramkę odczytu (open reading frame - ORF) typu dzikie­go [28,88]. Analogiczny mechanizm zaobserwowano także w komórkach nowotworowych opornej na cisplatynę linii raka piersi HCC1428, jak również w nawrotowych nowo­tworach jajnika z mutacjami w BRCA2. Dane te wskazu­ją, że powrotne mutacje przywracające ORF typu dzikie­go BRCA2 mogą być jedną z głównych przyczyn nabytej oporności na leczenie oparte na cisplatynie [88].
Badania z wykorzystaniem systemów modelowych wyka­zały, że po traktowaniu wysokimi dawkami KU0058948 możliwe jest uzyskanie klonów CAPAN-1 z ORF BRCA2 typu dzikiego, opornych na inhibicję PARP (PARP-inhibitor-resistant - PIR) [28]. W komórkach PIR nastę­puje przywrócenie funkcjonalności szlaku HR, o czym świadczy prawidłowe formowanie kompleksów jądrowych RAD51, będących wyznacznikiem niezakłóconego dzia­łania tego systemu naprawy DNA, a dodatkowo rozwija­ją one również oporność krzyżową na cisplatynę. Wyniki te sugerują zatem, że podobnie jak w przypadku cisplaty­ny, długotrwałe traktowanie komórek BRCA2 inhibitorami PARP mogłoby prowadzić do tworzenia klonów PIR, które na skutek presji selekcyjnej mnożyłyby się szybciej niż ko­mórki BRCA2-/-, prowadząc do oporności na zastosowane leczenie. Korzystnym czynnikiem przemawiającym przy­najmniej za częściową możliwością oszacowania ryzyka rozwoju oporności na inhibitory PARP jest zróżnicowana częstość rewersji, która zależy od rodzaju mutacji. Duże delecje/insercje mogą nie być podatne na ten mechanizm oporności, a właściwe zaprojektowanie terapii (dawkowa­nia leku i czasu jego stosowania) może znacznie obniżyć ryzyko pojawienia się opornych klonów.
Uwagi końcowe
Dzięki postępowi w dziedzinach biologii molekularnej oraz chemii medycznej możliwy stał się rozwój terapii celowanych nowotworów, opracowywanych na podsta­wie biochemicznych i molekularnych cech komórek guza. Przedstawione w artykule wyniki badań wskazują, że bar­dzo dobrymi markerami selekcyjnymi sugerującymi włą­czenie inhibitorów PARP do terapii przeciwnowotworowej mogą być mutacje genów rekombinacji homologicznej. Podejmowane są już próby oceny sprawności HR wyko­rzystujące metody oparte na macierzach np. badanie pro­fili ekspresji genów lub porównawcza hybrydyzacja ge­nomowa do analizy profili BRCA1/2 oraz zastosowania immunofluorescencyjnego wykrywania agregatów białek RAD51 lub γH2AX w postaci tzw. foci [112]. Indukcja foci RAD51 jest zaburzona u większości mutantów HR, a utrzymujący się podwyższony poziom foci gH2AX wska­zuje na niesprawną naprawę DSBs. Wstępne wyniki badań guzów jajnika i piersi sugerują, że analiza tych markerów pozwala z dużym prawdopodobieństwem wykryć komórki z uszkodzoną HR, potencjalnie wrażliwe na działanie in­hibitorów PARP. Jako ewentualny biomarker mógłby rów­nież służyć poziom ekspresji jądrowego PARP-1 w komór­kach nowotworu, ponieważ najnowsze badania wykazały, że jest on znacznie zwiększony w wielu przypadkach pod­stawnopodobnych (basal-like) i potrójnie negatywnych no­wotworów piersi z uszkodzonym BRCA1 [24].
Włączenie inhibitorów PARP do terapii nowotworów lub ich stosowanie w chemioprofilaktyce wiąże się z cyklicz­nym i często długotrwałym podawaniem tych preparatów. Ponieważ poza naprawą DNA PARP-1 bierze również udział w ważnych procesach komórkowych, takich jak replikacja, transkrypcja czy apoptoza, długotrwała farmakologicz­na modulacja aktywności tego enzymu poprzez inhibitory może stanowić potencjalne niebezpieczeństwo pojawienia się trudnych do przewidzenia aktualnie działań niepożąda­nych [47]. Rezultaty dotychczasowych doświadczeń klinicz­nych z udziałem inhibitorów PARP są obiecujące, jednak były prowadzone na małych grupach pacjentów i najważ­niejsze znaczenie dla wdrożenia tych leków do terapii będą miały dopiero wyniki badań klinicznych III fazy, do której na razie zakwalifikowano tylko jeden inhibitor PARP, ini­parib (BSI-201). Niezbędne są również dalsze badania na poziomie podstawowym, które pozwolą dokładniej zbadać funkcje komórkowe PARP-1 i PARP-2 oraz mechanizmy molekularne indukowane po zahamowaniu aktywności tych enzymów, co pozwoli na dalsze udoskonalenie terapii prze­ciwnowotworowych z wykorzystaniem inhibitorów PARP.
Podziękowania
Serdecznie dziękujemy prof. dr hab. M. Hryniewicz za krytyczne uwagi i pomocne komentarze dotyczące manuskryptu.
PIŚMIENNICTWO
[1] Althaus F.R., Kleczkowska H.E., Malanga M., Müntener C.R., Pleschke J.M., Ebner M., Auer B.: Poly ADP-ribosylation: a DNA break signal mechanism. Mol. Cell. Biochem., 1999; 193: 5-11
[PubMed]  
[2] Altmeyer M., Messner S., Hassa P.O., Fey M., Hottiger M.O.: Molecular mechanism of poly(ADP-ribosyl)ation by PARP1 and identification of lysine residues as ADP-ribose acceptor sites. Nucleic Acids Res., 2009; 37: 3723-3738
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[3] Amé J.C., Rolli V., Schreiber V., Niedergang C., Apiou F., Decker P., Muller S., Höger T., Ménissier-de Murcia J., de Murcia G.: PARP-2, a novel mammalian DNA damage-dependent poly(ADP-ribose) polymerase. J. Biol. Chem., 1999; 274: 17860-17868
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[4] Amé J.C., Spenlehauer C., de Murcia G.: The PARP superfamily. Bioessays, 2004; 26: 882-893
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[5] Bast R.C.Jr., Hennessy B., Mills G.B.: The biology of ovarian cancer: new opportunities for translation. Nat. Rev. Cancer, 2009; 9: 415-428
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[6] Beneke S., Bürkle A.: Poly(ADP-ribosyl)ation, PARP, and aging. Sci. Aging Knowledge Environ., 2004; 49: re9
[PubMed]  
[7] Boulton S., Pemberton L.C., Porteous J.K., Curtin N.J., Griffin R.J., Golding B.T., Durkacz B.W.: Potentiation of temozolomide-induced cytotoxicity: a comparative study of the biological effects of poly(ADP-ribose) polymerase inhibitors. Br. J. Cancer, 1995; 72: 849-856
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[8] Bryant H.E., Schultz N., Thomas H.D., Parker K.M., Flower D., Lopez E., Kyle S., Meuth M., Curtin N.J., Helleday T.: Specific killing of BRCA2-deficient tumours with inhibitors of poly(ADP-ribose) polymerase. Nature, 2005; 434: 913-917
[PubMed]  
[9] Calabrese C.R., Almassy R., Barton S., Batey M.A., Calvert A.H., Canan-Koch S., Durkacz B.W., Hostomsky Z., Kumpf R.A., Kyle S., Li J., Maegley K., Newell D.R., Notarianni E., Stratford I.J., Skalitzky D., Thomas H.D., Wang L.Z., Webber S.E., Williams K.J., Curtin N.J.: Anticancer chemosensitization and radiosensitization by the novel poly(ADP-ribose) polymerase-1 inhibitor AG14361. J. Natl. Cancer Inst., 2004; 96: 56-67
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[10] Campeau P.M., Foulkes W.D., Tischkowitz M.D.: Hereditary breast cancer: new genetic developments, new therapeutic avenues. Hum. Genet., 2008; 124: 31-42
[PubMed]  
[11] Cancer Genome Atlas Research Network: Integrated genomic analyses of ovarian carcinoma. Nature, 2011; 474: 609-615
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[12] Cerbinskaite A., Mukhopadhyay A., Plummer E.R., Curtin N.J., Edmondson R.J.: Defective homologous recombination in human cancers. Cancer Treat. Rev., 2012; 38: 89-100
[PubMed]  
[13] Chen J., Silver D.P., Walpita D., Cantor S.B., Gazdar A.F., Tomlinson G., Couch F.J., Weber B.L., Ashley T., Livingston D.M., Scully R.: Stable interaction between the products of the BRCA1 and BRCA2 tumor suppressor genes in mitotic and meiotic cells. Mol. Cell, 1998; 2: 317-328
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[14] Coughlin S.S., Ekwueme D.U.: Breast cancer as a global health concern. Cancer Epidemiol., 2009; 33: 315-318
[PubMed]  
[15] Curtin N.J.: PARP inhibitors for cancer therapy. Expert Rev. Mol. Med., 2005; 7: 1-20
[PubMed]  
[16] D'Amours D., Desnoyers S., D'Silva I., Poirier G.G.: Poly(ADP-ribosyl)ation reactions in the regulation of nuclear functions. Biochem. J., 1999; 342: 249-268
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[17] Dantzer F., de La Rubia G., Ménissier-De Murcia J., Hostomsky Z., de Murcia G., Schreiber V.: Base excision repair is impaired in mammalian cells lacking Poly(ADP-ribose) polymerase-1. Biochemistry, 2000; 39: 7559-7569
[PubMed]  
[18] Davidovic L., Vodenicharov M., Affar E.B., Poirier G.G.: Importance of poly(ADP-ribose) glycohydrolase in the control of poly(ADP-ribose) metabolism. Exp. Cell Res., 2001; 268: 7-13
[PubMed]  
[19] Davies O.R., Pellegrini L.: Interaction with the BRCA2 C terminus protects RAD51-DNA filaments from disassembly by BRC repeats. Nat. Struct. Mol. Biol., 2007; 14: 475-483
[PubMed]  
[20] de Jong M.M., Nolte I.M., te Meerman G.J., van der Graaf W.T., Oosterwijk J.C., Kleibeuker J.H., Schaapveld M., de Vries E.G.: Genes other than BRCA1 and BRCA2 involved in breast cancer susceptibility. J. Med. Genet., 2002; 39: 225-242
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[21] de Murcia J.M., Niedergang C., Trucco C., Ricoul M., Dutrillaux B., Mark M., Oliver F.J., Masson M., Dierich A., LeMeur M., Walztinger C., Chambon P., de Murcia G.: Requirement of poly(ADP-ribose) polymerase in recovery from DNA damage in mice and in cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997; 94: 7303-7307
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[22] Dent R., Trudeau M., Pritchard K.I., Hanna W.M., Kahn H.K., Sawka C.A., Lickley L.A., Rawlinson E., Sun P., Narod S.A.: Triple-negative breast cancer: clinical features and patterns of recurrence. Clin. Cancer Res., 2007; 13: 4429-4434
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[23] Di Cosimo S., Baselga J.: Targeted therapies in breast cancer: where are we now? Eur. J. Cancer, 2008; 44: 2781-2790
[PubMed]  
[24] Domagala P., Huzarski T., Lubinski J., Gugala K., Domagala W.: PARP-1 expression in breast cancer including BRCA1-associated, triple negative and basal-like tumors: possible implications for PARP-1 inhibitor therapy. Breast Cancer Res. Treat., 2011; 127: 861-869
[PubMed]  
[25] Dominguez-Bendala J., Masutani M., McWhir J.: Down-regulation of PARP-1, but not of Ku80 or DNA-PKcs', results in higher gene targeting efficiency. Cell Biol. Int., 2006; 30: 389-393
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[26] Donawho C.K., Luo Y., Luo Y., Penning T.D., Bauch J.L., Bouska J.J., Bontcheva-Diaz V.D., Cox B.F., DeWeese T.L., Dillehay L.E., Ferguson D.C., Ghoreishi-Haack N.S., Grimm D.R., Guan R., Han E.K., Holley-Shanks R.R., Hristov B., Idler K.B., Jarvis K., Johnson E.F., Kleinberg L.R., Klinghofer V., Lasko L.M., Liu X., Marsh K.C., McGonigal T.P., Meulbroek J.A., Olson A.M., Palma J.P., Rodriguez L.E., Shi Y., Stavropoulos J.A., Tsurutani A.C., Zhu G.D., Rosenberg S.H., Giranda V.L., Frost D.J.: ABT-888, an orally active poly(ADP-ribose) polymerase inhibitor that potentiates DNA-damaging agents in preclinical tumor models. Clin. Cancer Res., 2007; 13: 2728-2737
[PubMed]  [Full Text PDF]  [Full Text PDF]  
[27] Dupré A., Boyer-Chatenet L., Gautier J.: Two-step activation of ATM by DNA and the Mre11-Rad50-Nbs1 complex. Nat. Struct. Mol. Biol., 2006; 13: 451-457
[PubMed]  
[28] Edwards S.L., Brough R., Lord C.J., Natrajan R., Vatcheva R., Levine D.A., Boyd J., Reis-Filho J.S., Ashworth A.: Resistance to therapy caused by intragenic deletion in BRCA2. Nature, 2008; 451: 1111-1115
[PubMed]  
[29] Farmer H., McCabe N., Lord C.J., Tutt A.N., Johnson D.A., Richardson T.B., Santarosa M., Dillon K.J., Hickson I., Knights C., Martin N.M., Jackson S.P., Smith G.C., Ashworth A.: Targeting the DNA repair defect in BRCA mutant cells as a therapeutic strategy. Nature, 2005; 434: 917-921
[PubMed]  
[30] Ferraris D.V.: Evolution of poly(ADP-ribose) polymerase-1 (PARP-1) inhibitors. From concept to clinic. J. Med. Chem., 2010; 53: 4561-4584
[PubMed]  
[31] Fong P.C., Boss D.S., Yap T.A., Tutt A., Wu P., Mergui-Roelvink M., Mortimer P., Swaisland H., Lau A., O'Connor M.J., Ashworth A., Carmichael J., Kaye S.B., Schellens J.H., de Bono J.S.: Inhibition of poly(ADP-ribose) polymerase in tumors from BRCA mutation carriers. N. Engl. J. Med., 2009; 361: 123-134
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[32] Friedberg E.C., Meira L.B.: Database of mouse strains carrying targeted mutations in genes affecting biological responses to DNA damage Version 7. DNA Repair, 2006; 5: 189-209
[PubMed]  
[33] Gallmeier E., Kern S.E.: Absence of specific cell killing of the BRCA2-deficient human cancer cell line CAPAN1 by poly(ADP-ribose) polymerase inhibition. Cancer Biol. Ther., 2005; 4: 703-706
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[34] Godon C., Cordelieres F.P., Biard D., Giocanti N., Mégnin-Chanet F., Hall J., Favaudon V.: PARP inhibition versus PARP-1 silencing: different outcomes in terms of single-strand break repair and radiation susceptibility. Nucleic Acids Res., 2008; 36: 4454-4464
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[35] Goldberg M.S., Xing D., Ren Y., Orsulic S., Bhatia S.N., Sharp P.A.: Nanoparticle-mediated delivery of siRNA targeting Parp1 extends survival of mice bearing tumors derived from Brca1-deficient ovarian cancer cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2011; 108: 745-750
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[36] Gonzalez R., Silva J.M., Dominguez G., Garcia J.M., Martinez G., Vargas J., Provencio M., Espana P., Bonilla F.: Detection of loss of heterozygosity at RAD51, RAD52, RAD54 and BRCA1 and BRCA2 loci in breast cancer: pathological correlations. Br. J. Cancer, 1999; 81: 503-509
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[37] Graziani G., Szabó C.: Clinical perspectives of PARP inhibitors. Pharmacol. Res., 2005; 52: 109-118
[PubMed]  
[38] Gudmundsdottir K., Ashworth A.: The roles of BRCA1 and BRCA2 and associated proteins in the maintenance of genomic stability. Oncogene, 2006; 25: 5864-5874
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[39] Haince J.F., Kozlov S., Dawson V.L., Dawson T.M., Hendzel M.J., Lavin M.F., Poirier G.G.: Ataxia telangiectasia mutated (ATM) signaling network is modulated by a novel poly(ADP-ribose)-dependent pathway in the early response to DNA-damaging agents. J. Biol. Chem., 2007; 282: 16441-16453
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[40] Haince J.F., McDonald D., Rodrigue A., Déry U., Masson J.Y., Hendzel M.J., Poirier G.G.: PARP1-dependent kinetics of recruitment of MRE11 and NBS1 proteins to multiple DNA damage sites. J. Biol. Chem., 2008; 283: 1197-1208
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[41] Helleday T.: Pathways for mitotic homologous recombination in mammalian cells. Mutat. Res., 2003; 532: 103-115
[PubMed]  
[42] Helleday T.: Homologous recombination in cancer development, treatment and development of drug resistance. Carcinogenesis, 2010; 31: 955-960
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[43] Helleday T., Lo J., van Gent D.C., Engelward B.P.: DNA double-strand break repair: from mechanistic understanding to cancer treatment. DNA Repair, 2007; 6: 923-935
[PubMed]  
[44] Hinz J.M.: Role of homologous recombination in DNA interstrand crosslink repair. Environ. Mol. Mutagen., 2010; 51: 582-603
[PubMed]  
[45] Hochegger H., Takeda S.: Phenotypic analysis of cellular responses to DNA damage. Subcell. Biochem., 2006; 40: 313-325
[PubMed]  
[46] Holthausen J.T., Wyman C., Kanaar R.: Regulation of DNA strand exchange in homologous recombination. DNA Repair, 2010; 9: 1264-1272
[PubMed]  
[47] Jagtap P., Szabó C.: Poly(ADP-ribose) polymerase and the therapeutic effects of its inhibitors. Nat. Rev. Drug Discov., 2005; 4: 421-440
[PubMed]  
[48] Jones P., Altamura S., Boueres J., Ferrigno F., Fonsi M., Giomini C., Lamartina S., Monteagudo E., Ontoria J.M., Orsale M.V., Palumbi M.C., Pesci S., Roscilli G., Scarpelli R., Schultz-Fademrecht C., Toniatti C., Rowley M.: Discovery of 2-{4-[(3S)-piperidin-3-yl]phenyl}-2H-indazole-7-carboxamide (MK-4827): a novel oral poly(ADP-ribose)polymerase (PARP) inhibitor efficacious in BRCA-1 and -2 mutant tumors. J. Med. Chem., 2009; 52: 7170-7185
[PubMed]  
[49] Kaelin W.G.Jr.: The concept of synthetic lethality in the context of anticancer therapy. Nat. Rev. Cancer, 2005; 5: 689-698
[PubMed]  
[50] Kiliańska Z.M., Żołnierczyk J., Węsierska-Gądek J.: Biologiczna aktywność polimerazy poli(ADP-rybozy)-1. Postępy Hig. Med. Dośw., 2010; 64: 344-363
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[51] Kim M.Y., Zhang T., Kraus W.L.: Poly(ADP-ribosyl)ation by PARP-1: 'PAR-laying' NAD+ into a nuclear signal. Genes Dev., 2005; 19: 1951-1967
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[52] Kraus W.L., Lis J.T.: PARP goes transcription. Cell, 2003; 113: 677-683
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[53] Lautier D., Lagueux J., Thibodeau J., Ménard L., Poirier G.G.: Molecular and biochemical features of poly (ADP-ribose) metabolism. Mol. Cell. Biochem., 1993; 122: 171-193
[PubMed]  
[54] Leppard J.B., Dong Z., Mackey Z.B., Tomkinson A.E.: Physical and functional interaction between DNA ligase IIIα and poly(ADP-Ribose) polymerase 1 in DNA single-strand break repair. Mol. Cell. Biol., 2003; 23: 5919-5927
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[55] Levy-Lahad E.: Fanconi anemia and breast cancer susceptibility meet again. Nat. Genet., 2010; 42: 368-369
[PubMed]  
[56] Li X., Heyer W.D.: Homologous recombination in DNA repair and DNA damage tolerance. Cell Res., 2008; 18: 99-113
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[57] Lindahl T., Satoh M.S., Poirier G.G., Klungland A.: Post-translational modification of poly(ADP-ribose) polymerase induced by DNA strand breaks. Trends Biochem. Sci., 1995; 20: 405-411
[PubMed]  
[58] Liu Y., West S.C.: Distinct functions of BRCA1 and BRCA2 in double-strand break repair. Breast Cancer Res., 2002; 4: 9-13
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[59] Lord C.J., Ashworth A.: Targeted therapy for cancer using PARP inhibitors. Curr. Opin. Pharmacol., 2008; 8: 363-369
[PubMed]  
[60] Madhusudan S., Hickson I.D.: DNA repair inhibition: a selective tumour targeting strategy. Trends Mol. Med., 2005; 11: 503-511
[PubMed]  
[61] Marsit C.J., Liu M., Nelson H.H., Posner M., Suzuki M., Kelsey K.T.: Inactivation of the Fanconi anemia/BRCA pathway in lung and oral cancers: implications for treatment and survival. Oncogene, 2004; 23: 1000-1004
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[62] Martin D.R., Lewington A.J., Hammerman M.R., Padanilam B.J.: Inhibition of poly(ADP-ribose) polymerase attenuates ischemic renal injury in rats. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol., 2000; 279: R1834-R1840
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[63] McCabe N., Lord C.J., Tutt A.N., Martin N.M., Smith G.C., Ashworth A.: BRCA2-deficient CAPAN-1 cells are extremely sensitive to the inhibition of Poly (ADP-Ribose) polymerase: an issue of potency. Cancer Biol. Ther., 2005; 4: 934-936
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[64] McCabe N., Turner N.C., Lord C.J., Kluzek K., Bialkowska A., Swift S., Giavara S., O'Connor M.J., Tutt A.N., Zdzienicka M.Z., Smith G.C., Ashworth A.: Deficiency in the repair of DNA damage by homologous recombination and sensitivity to poly(ADP-ribose) polymerase inhibition. Cancer Res., 2006; 66: 8109-8115
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[65] Mendoza-Alvarez H., Alvarez-Gonzalez R.: Poly(ADP-ribose) polymerase is a catalytic dimer and the automodification reaction is intermolecular. J. Biol. Chem., 1993; 268: 22575-22580
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[66] Menear K.A., Adcock C., Boulter R., Cockcroft X.L., Copsey L., Cranston A., Dillon K.J., Drzewiecki J., Garman S., Gomez S., Javaid H., Kerrigan F., Knights C., Lau A., Loh V.M.Jr., Matthews I.T., Moore S., O'Connor M.J., Smith G.C., Martin N.M.: 4-[3-(4-cyclopropanecarbonylpiperazine-1-carbonyl)-4-fluorobenzyl]-2H-phthalazin-1-one: a novel bioavailable inhibitor of poly(ADP-ribose) polymerase-1. J. Med. Chem., 2008; 51: 6581-6591
[PubMed]  
[67] Ménissier de Murcia J., Ricoul M., Tartier L., Niedergang C., Huber A., Dantzer F., Schreiber V., Amé J.C., Dierich A., LeMeur M., Sabatier L., Chambon P., de Murcia G.: Functional interaction between PARP-1 and PARP-2 in chromosome stability and embryonic development in mouse. EMBO J., 2003; 22: 2255-2263
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[68] Miknyoczki S., Chang H., Grobelny J., Pritchard S., Worrell C., McGann N., Ator M., Husten J., Deibold J., Hudkins R., Zulli A., Parchment R., Ruggeri B.: The selective poly(ADP-ribose) polymerase-1(2) inhibitor, CEP-8983, increases the sensitivity of chemoresistant tumor cells to temozolomide and irinotecan but does not potentiate myelotoxicity. Mol. Cancer Ther., 2007; 6: 2290-2302
[PubMed]  
[69] Misteli T., Soutoglou E.: The emerging role of nuclear architecture in DNA repair and genome maintenance. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2009; 10: 243-254
[PubMed]  
[70] Moeller B.J., Yordy J.S., Williams M.D., Giri U., Raju U., Molkentine D.P., Byers L.A., Heymach J.V., Story M.D., Lee J.J., Sturgis E.M., Weber R.S., Garden A.S., Ang K.K., Schwartz D.L.: DNA repair biomarker profiling of head and neck cancer: Ku80 expression predicts locoregional failure and death following radiotherapy. Clin. Cancer Res., 2011; 17: 2035-2043
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[71] Moynahan M.E., Jasin M.: Mitotic homologous recombination maintains genomic stability and suppresses tumorigenesis. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2010; 11: 196-207
[PubMed]  
[72] Narayan G., Arias-Pulido H., Nandula S.V., Basso K., Sugirtharaj D.D., Vargas H., Mansukhani M., Villella J., Meyer L., Schneider A., Gissmann L., Dürst M., Pothuri B., Murty V.V.: Promoter hypermethylation of FANCF: disruption of Fanconi Anemia-BRCA pathway in cervical cancer. Cancer Res., 2004; 64: 2994-2997
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[73] Negrini S., Gorgoulis V.G., Halazonetis T.D.: Genomic instability - an evolving hallmark of cancer. Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 2010; 11: 220-228
[PubMed]  
[74] O'Donovan P.J., Livingston D.M.: BRCA1 and BRCA2: breast/ovarian cancer susceptibility gene products and participants in DNA double-strand break repair. Carcinogenesis, 2010; 31: 961-967
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[75] O'Shaughnessy J., Osborne C., Pippen J.E., Yoffe M., Patt D., Rocha C., Koo I.C., Sherman B.M., Bradley C.: Iniparib plus chemotherapy in metastatic triple-negative breast cancer. N. Engl. J. Med., 2011; 364: 205-214
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[76] Oliver A.W., Swift S., Lord C.J., Ashworth A., Pearl L.H.: Structural basis for recruitment of BRCA2 by PALB2. EMBO Rep., 2009; 10: 990-996
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[77] Otto H., Reche P.A., Bazan F., Dittmar K., Haag F., Koch-Nolte F.: In silico characterization of the family of PARP-like poly(ADP-ribosyl)transferases (pARTs). BMC Genomics, 2005; 6: 139
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[78] Panzeter P.L., Althaus F.R.: DNA strand break-mediated partitioning of poly(ADP-ribose) polymerase function. Biochemistry, 1994; 33: 9600-9605
[PubMed]  
[79] Petermann E., Helleday T.: DNA replication-associated lesions: importance in early tumorigenesis and cancer therapy. Biochem. Soc. Trans., 2007; 35: 1352-1354
[PubMed]  
[80] Pleschke J.M., Kleczkowska H.E., Strohm M., Althaus F.R.: Poly(ADP-ribose) binds to specific domains in DNA damage checkpoint proteins. J. Biol. Chem., 2000; 275: 40974-40980
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[81] Quénet D., Gasser V., Fouillen L., Cammas F., Sanglier-Cianferani S., Losson R., Dantzer F.: The histone subcode: poly(ADP-ribose) polymerase-1 (Parp-1) and Parp-2 control cell differentiation by regulating the transcriptional intermediary factor TIF1β and the heterochromatin protein HP1α. FASEB J., 2008; 22: 3853-3865
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[82] Rankin P.W., Jacobson E.L., Benjamin R.C., Moss J., Jacobson M.K.: Quantitative studies of inhibitors of ADP-ribosylation in vitro and in vivo. J. Biol. Chem., 1989; 264: 4312-4317
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[83] Realini C.A., Althaus F.R.: Histone shuttling by poly(ADP-ribosylation). J. Biol. Chem., 1992; 267: 18858-18865
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[84] Ripperger T., Gadzicki D., Meindl A., Schlegelberger B.: Breast cancer susceptibility: current knowledge and implications for genetic counselling. Eur. J. Hum. Genet., 2009; 17: 722-731
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[85] Rouleau M., Aubin R.A., Poirier G.G.: Poly(ADP-ribosyl)ated chromatin domains: access granted. J. Cell Sci., 2004; 117: 815-825
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[86] Rupnik A., Lowndes N.F., Grenon M.: MRN and the race to the break. Chromosoma, 2010; 119: 115-135
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[87] Saeki H., Siaud N., Christ N., Wiegant W.W., van Buul P.P., Han M., Zdzienicka M.Z., Stark J.M., Jasin M.: Suppression of the DNA repair defects of BRCA2-deficient cells with heterologous protein fusions. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2006; 103: 8768-8773
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[88] Sakai W., Swisher E.M., Karlan B.Y., Agarwal M.K., Higgins J., Friedman C., Villegas E., Jacquemont C., Farrugia D.J., Couch F.J., Urban N., Taniguchi T.: Secondary mutations as a mechanism of cisplatin resistance in BRCA2-mutated cancers. Nature, 2008; 451: 1116-1120
[PubMed]  
[89] Sartori A.A., Lukas C., Coates J., Mistrik M., Fu S., Bartek J., Baer R., Lukas J., Jackson S.P.: Human CtIP promotes DNA end resection. Nature, 2007; 450: 509-514
[PubMed]  
[90] Satoh M.S., Lindahl T.: Role of poly(ADP-ribose) formation in DNA repair. Nature, 1992; 356: 356-358
[PubMed]  
[91] Schwartz E.K., Heyer W.D.: Processing of joint molecule intermediates by structure-selective endonucleases during homologous recombination in eukaryotes. Chromosoma, 2011; 120: 109-127
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[92] Scully R., Chen J., Plug A., Xiao Y., Weaver D., Feunteun J., Ashley T., Livingston D.M.: Association of BRCA1 with Rad51 in mitotic and meiotic cells. Cell, 1997; 88: 265-275
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[93] Scully R., Xie A.: BRCA1 and BRCA2 in breast cancer predisposition and recombination control. J. Mammary Gland Biol. Neoplasia, 2004; 9: 237-246
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[94] Skalitzky D.J., Marakovits J.T., Maegley K.A., Ekker A., Yu X.H., Hostomsky Z., Webber S.E., Eastman B.W., Almassy R., Li J., Curtin N.J., Newell D.R., Calvert A.H., Griffin R.J., Golding B.T.: Tricyclic benzimidazoles as potent poly(ADP-ribose) polymerase-1 inhibitors. J. Med. Chem., 2003; 46: 210-213
[PubMed]  
[95] Ström C.E., Johansson F., Uhlén M., Szigyarto C.A., Erixon K., Helleday T.: Poly (ADP-ribose) polymerase (PARP) is not involved in base excision repair but PARP inhibition traps a single-strand intermediate. Nucleic Acids Res., 2011; 39: 3166-3175
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[96] Sugimura K., Takebayashi S., Taguchi H., Takeda S., Okumura K.: PARP-1 ensures regulation of replication fork progression by homologous recombination on damaged DNA. J. Cell Biol., 2008; 183: 1203-1212
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[97] Svendsen J.M., Harper J.W.: GEN1/Yen1 and the SLX4 complex: Solutions to the problem of Holliday junction resolution. Genes Dev., 2010; 24: 521-536
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[98] Sy S.M., Huen M.S., Chen J.: PALB2 is an integral component of the BRCA complex required for homologous recombination repair. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2009; 106: 7155-7160
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[99] Tentori L., Graziani G.: Chemopotentiation by PARP inhibitors in cancer therapy. Pharmacol. Res., 2005; 52: 25-33
[PubMed]  
[100] Tentori L., Portarena I., Torino F., Scerrati M., Navarra P., Graziani G.: Poly(ADP-ribose) polymerase inhibitor increases growth inhibition and reduces G(2)/M cell accumulation induced by temozolomide in malignant glioma cells. Glia, 2002; 40: 44-54
[PubMed]  
[101] Thomas H.D., Calabrese C.R., Batey M.A., Canan S., Hostomsky Z., Kyle S., Maegley K.A., Newell D.R., Skalitzky D., Wang L.Z., Webber S.E., Curtin N.J.: Preclinical selection of a novel poly(ADP-ribose) polymerase inhibitor for clinical trial. Mol. Cancer Ther., 2007; 6: 945-956
[PubMed]  
[102] Thorslund T., West S.C.: BRCA2: a universal recombinase regulator. Oncogene, 2007; 26: 7720-7730
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[103] Timinszky G., Till S., Hassa P.O., Hothorn M., Kustatscher G., Nijmeijer B., Colombelli J., Altmeyer M., Stelzer E.H., Scheffzek K., Hottiger M.O., Ladurner A.G.: A macrodomain-containing histone rearranges chromatin upon sensing PARP1 activation. Nat. Struct. Mol. Biol., 2009; 16: 923-929
[PubMed]  
[104] Tulin A., Spradling A.: Chromatin loosening by poly(ADP)-ribose polymerase (PARP) at Drosophila puff loci. Science, 2003; 299: 560-562
[PubMed]  
[105] Turnbull C., Hodgson S.: Genetic predisposition to cancer. Clin. Med., 2005; 5: 491-498
[PubMed]  
[106] Turner N., Tutt A., Ashworth A.: Targeting the DNA repair defect of BRCA tumours. Curr. Opin. Pharmacol., 2005; 5: 388-393
[PubMed]  
[107] Tutt A.: Phase II trial of the oral PARP inhibitor olaparib in BRCA-deficient advanced breast cancer 2009 ASCO Annual Meeting 2009
[108] Tutt A., Ashworth A.: The relationship between the roles of BRCA genes in DNA repair and cancer predisposition. Trends Mol. Med., 2002; 8: 571-576
[PubMed]  
[109] Uringa E.J., Youds J.L., Lisaingo K., Lansdorp P.M., Boulton S.J.: RTEL1: an essential helicase for telomere maintenance and the regulation of homologous recombination. Nucleic Acids Res., 2011; 39: 1647-1655
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[110] Virág L., Szabó C.: The therapeutic potential of poly(ADP-ribose) polymerase inhibitors. Pharmacol. Rev., 2002; 54: 375-429
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[111] Wiegant W.W., Overmeer R.M., Godthelp B.C., van Buul P.P., Zdzienicka M.Z.: Chinese hamster cell mutant, V-C8, a model for analysis of Brca2 function. Mutat. Res., 2006; 600: 79-88
[PubMed]  
[112] Yap T.A., Sandhu S.K., Carden C.P., de Bono J.S.: Poly(ADP-ribose) polymerase (PARP) inhibitors: Exploiting a synthetic lethal strategy in the clinic. CA Cancer J. Clin., 2011; 61: 31-49
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[113] Yoshida K., Miki Y.: Role of BRCA1 and BRCA2 as regulators of DNA repair, transcription, and cell cycle in response to DNA damage. Cancer Sci., 2004; 95: 866-871
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[114] Yoshikawa K., Ogawa T., Baer R., Hemmi H., Honda K., Yamauchi A., Inamoto T., Ko K., Yazumi S., Motoda H., Kodama H., Noguchi S., Gazdar A.F., Yamaoka Y., Takahashi R.: Abnormal expression of BRCA1 and BRCA1-interactive DNA-repair proteins in breast carcinomas. Int. J. Cancer, 2000; 88: 28-36
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
[115] You Z., Bailis J.M.: DNA damage and decisions: CtIP coordinates DNA repair and cell cycle checkpoints. Trends Cell Biol., 2010; 20: 402-409
[PubMed]  
[116] Yun M.H., Hiom K.: CtIP-BRCA1 modulates the choice of DNA double-strand-break repair pathway throughout the cell cycle. Nature, 2009; 459: 460-463
[PubMed]  
[117] Zahradka P., Ebisuzaki K.: A shuttle mechanism for DNA-protein interactions. The regulation of poly(ADP-ribose) polymerase. Eur. J. Biochem., 1982; 127: 579-585
[PubMed]  [Full Text PDF]  
[118] Zhang F., Fan Q., Ren K., Andreassen P.R.: PALB2 functionally connects the breast cancer susceptibility proteins BRCA1 and BRCA2. Mol. Cancer Res., 2009; 7: 1110-1118
[PubMed]  [Full Text HTML]  [Full Text PDF]  
Autorki deklarują brak potencjalnych konfliktów interesów.